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Artigo de método

Estabelecendo organoides pulmonares humanos e diferenciação proximal para gerar organoides maduros das vias aéreas

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DOI:

10.3791/63684

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23 de março de 2022

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1Department of Microbiology, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 2Centre for Virology, Vaccinology and Therapeutics, Hong Kong Science and Technology Park, 3State Key Laboratory of Emerging Infectious Diseases, The University of Hong Kong

Neste artigo

Resumo

O protocolo apresenta um método para derivar organoides pulmonares humanos de tecidos pulmonares primários, expandir os organoides pulmonares e induzir diferenciação proximal para gerar organoides das vias aéreas 3D e 2D que ferem fielmente o epitélio das vias aéreas humanas.

Resumo

A falta de um modelo in vitro robusto do epitélio respiratório humano dificulta a compreensão da biologia e patologia do sistema respiratório. Descrevemos um protocolo definido para derivar organoides pulmonares humanos de células-tronco adultas no tecido pulmonar e induzir diferenciação proximal para gerar organoides maduros das vias aéreas. Os organoides pulmonares são então expandidos consecutivamente por mais de 1 ano com alta estabilidade, enquanto os organoides diferenciados das vias aéreas são usados para simular morfológica e funcionalmente o epitélio das vias aéreas humanas a um nível quase fisiológico. Assim, estabelecemos um modelo organoide robusto do epitélio das vias aéreas humanas. A expansão a longo prazo de organoides pulmonares e organoides diferenciados das vias aéreas gera uma fonte estável e renovável, permitindo aos cientistas reconstruir e expandir as células epiteliais das vias aéreas humanas em pratos culturais. O sistema organoide pulmonar humano fornece um modelo in vitro único e fisiologicamente ativo para várias aplicações, incluindo o estudo da interação entre vírus e hospedeiros, testes medicamentosos e modelagem de doenças.

Introdução

Os organoides tornaram-se uma ferramenta robusta e universal para a modelagem in vitro do desenvolvimento de órgãos e estudo da biologia e da doença. Quando cultivadas em um meio de cultura definido por fatores de crescimento, as células-tronco adultas (ASC) de uma variedade de órgãos podem ser expandidas em 3 dimensões (3D) e auto-montadas em aglomerados celulares semelhantes a órgãos compostos por múltiplos tipos de células, denominados organoides. O laboratório de Clevers relatou a derivação do primeiro organoide derivado do ASC, organoide intestinal humano, em 2009 1,2. Posteriormente, organoides derivados do ASC foram estabelecidos para uma variedade de órgãos e tecidos humanos, incluindo próstata 3,4, fígado 5,6, estômago 7,8,9, pâncreas10, glândula mamária11 e pulmão 12,13 . Esses organoides derivados do ASC mantiveram as propriedades críticas celulares, estruturais e funcionais do órgão nativo e mantiveram a estabilidade genética e fenotípica na cultura de expansão de longo prazo14,15.

Organoides também podem ser derivados de células-tronco pluripotentes (PSC), incluindo células de tronco embrionária (ES) e células-tronco pluripotentes induzidas (iPS)16. Enquanto organoides derivados do PSC exploram os mecanismos de desenvolvimento de órgãos para seu estabelecimento, as ASCs podem ser coagidas a formar organoides por meio da reconstrução de condições que imitam o nicho de células-tronco durante a autoconexão do tecido fisiológico ou reparação de tecidos. Os organoides derivados do PSC são modelos favoráveis para explorar o desenvolvimento e a organogênese, embora incapazes de atingir o nível de maturação comparável dos organoides derivados do ASC. O estado de maturação fetal dos organoides derivados do PSC e a complexidade para o estabelecimento desses organoides impedem substancialmente suas amplas aplicações para estudar biologia e patologia em tecidos maduros.

O trato respiratório humano, do nariz ao brônquio terminal, é forrado com o epitélio das vias aéreas, também chamado de epitélio ciliado pseudostratificado, que consiste em quatro tipos principais de células, ou seja, célula ciliada, célula de cálice, célula basal e célula do clube. Estabelecemos o organoide pulmonar humano derivado do ASC a partir de tecidos pulmonares humanos em colaboração com o laboratório 12,13 da Clevers. Esses organoides pulmonares são consecutivamente expandidos no meio de expansão por mais de um ano; a duração precisa varia entre diferentes linhas organoides obtidas de diferentes doadores. No entanto, em comparação com o epitélio das vias aéreas nativas, esses organoides pulmonares expansíveis de longo prazo não são maduros o suficiente, uma vez que as células ciliadas, a maior população celular nas vias aéreas humanas, são sub-representadas nesses organoides pulmonares. Assim, desenvolvemos um protocolo de diferenciação proximal e geramos organoides das vias aéreas 3D e 2D que, morfologicamente e funcionalmente, fenóquico das vias aéreas, a um nível quase fisiológico.

Aqui fornecemos um protocolo de vídeo para derivar organoides pulmonares humanos dos tecidos pulmonares primários, expandir os organoides pulmonares e induzir diferenciação proximal para gerar organoides 3D e 2D das vias aéreas.

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Protocolo

Toda a experimentação usando tecidos humanos descritos aqui foi aprovada pelo Conselho de Revisão Institucional da Universidade de Hong Kong/Hospital Authority Hong Kong West Cluster (UW13-364 e UW21-695). O consentimento informado foi obtido dos pacientes antes da coleta de tecidos.

1. Derivação do organoide pulmonar humano

  1. Preparação de materiais experimentais
    1. Prepare o meio basal suplementando médio avançado DMEM/F12 com glutamina de 2 mM, HEPES de 10 mM, 100 U/mL de penicilina e 100 μg/mL de estreptomicina.
    2. Prepare o meio de expansão organoide pulmonar humano suplementando o meio basal com 10% R-spondin 1 meio condicionado, 10% noggin médio condicionado, 1x suplemento B27, 1,25 mM N-acetilcisteína, 10 mM nicotinamida, 5 μM de Y-27632, 500 nM de A-83-01, 1 μM de SB202190, 5 ng/mL de fator de crescimento fibroblst (FGF)-7, 20 ng/mL de FGF-10 e 100 μg/mL de primocina (ver Tabela de Materiais).
      NOTA: O meio condicionado R-spondin 1 e Noggin pode ser substituído por R-spondin 1 (500 ng/mL) e Noggin (100 ng/mL).
    3. Pré-aquecimento uma placa de cultura de suspensão de 24 poços em uma incubadora de cultura celular. Use uma incubadora de cultura celular padrão com 5% de CO2 e atmosfera umidificada a 37 °C. Descongele a matriz do porão em uma geladeira de 4 °C. Mantenha a matriz do porão e a cultura média no gelo durante a experimentação.
  2. Isolamento celular dos tecidos pulmonares humanos para a cultura organoide 3D
    1. Procure tecidos pulmonares humanos recém-ressecados de cerca de 0,5 cm de pacientes submetidos à ressecção cirúrgica devido a várias doenças. Transporte os tecidos pulmonares em 30 mL de meio basal à temperatura ambiente e processe o mais rápido possível dentro de uma capa de biossegurança.
    2. Moce tecidos pulmonares em pequenos pedaços (0,5-1 mm) com um bisturi estéril em um prato de cultura celular de 10 cm. Lave peças de tecido com 10 mL de meio basal frio em um tubo de centrífuga de 15 mL, seguida de centrifugação a 400 x g por 5 min a 4 °C.
    3. Descarte o supernaspetivo e resuspenque a pelota em 8 mL de meio basal suplementado com colagemnase em uma concentração final de 2 mg/mL. Digerir os pedaços de tecido sacudindo o tubo a 120 rpm por 30-40 min a 37 °C.
    4. Pipeto para cima e para baixo por 20x para tesourar os pedaços de tecido digerido usando uma pipeta sorológica de 10 mL. Empilhe um coador de 100 μm em um tubo de centrífugas de 50 mL e filtre a suspensão.
    5. Recupere as peças de tecido no coador com o meio basal e transfira-as para um tubo de centrífuga de 15 mL, seguida de uma segunda rodada de tesoura e filtragem. Podem ser realizadas filtragem adicional de tesoura 1x-2x para isolar mais células, especialmente quando um pequeno pedaço de tecido (por exemplo, <0,5 cm) é adquirido.
    6. Adicione FBS ao fluxo com uma concentração final de 2% para interromper a digestão, seguido de centrifugação a 400 x g por 5 min a 4 °C.
    7. Resuspend a pelota celular em 10 mL de meio basal, seguido de centrifugação a 400 x g para 5 min a 4 °C. Descarte o supernatante.
    8. (Opcional) Se muitos eritrócitos forem vistos na pelota (estimado pela cor da pelota), resuspende a pelota de célula em 2 mL de tampão de lise de glóbulos vermelhos e incubar à temperatura ambiente por 5 minutos. Em seguida, adicione 10 mL de meio basal ao tubo, seguido de centrifugação a 400 x g por 5 min a 4 °C. Descarte o supernatante.
    9. Resuspend a pelota em matriz fria do porão e mantenha no gelo. Adicionar 80-160 μL de matriz de porão para células recuperadas de um tecido pulmonar de tamanho em torno de 0,5 cm; a quantidade é suficiente para semear 2-4 gotículas.
    10. Dispense 40 μL de suspensão a cada poço de uma placa de cultura de suspensão pré-aquecida de 24 poços. Incubar a placa de cultura a 37 °C por 10-15 min. Deixe a matriz do porão se solidificar para formar uma gota.
    11. Adicione 500 μL de organoides pulmonares humanos meio de expansão complementado com 5 nM de Heregulin beta-1 para cada poço e incubar a placa em uma incubadora de cultura celular.
    12. Refrescar o meio a cada 3 dias. Remova o meio antigo mantendo a gota intacta e adicione o meio fresco com cautela. Passagem dos organoides após incubação por 10-14 dias. Use Heregulin beta-1 apenas na cultura inicial antes da primeira passagem.
    13. Observe os organoides sob um microscópio para garantir que os organoides não estejam incorporados com uma densidade celular muito alta. Se uma gotícula se desintegrar devido a uma densidade celular excessivamente alta, recupere e reindua os organoides e células com um maior volume de matriz de porão para fazer mais gotículas com uma densidade celular menor e desejável.

2. Expansão de organoides pulmonares humanos

  1. Prepare uma pipeta Pasteur queimando a ponta de uma pipeta Pasteur em uma chama, como um queimador bunsen, para reduzir a abertura de 1,5 mm para cerca de 1,0 mm de diâmetro. Esfrie as pipetas, seguidas de autoclaving para esterilizar. Molhe as pipetas com o meio basal para evitar a fixação e perda da célula durante a tesoura mecânica.
  2. Passagem de organoides pulmonares com cisalhamento mecânico
    1. Use uma ponta de 1 mL e pipeta para cima e para baixo para quebrar as gotículas obtidas acima. Em seguida, transfira os organoides junto com o tubo médio para uma centrífuga de 15 mL e ajuste o volume para 10 mL com meio basal frio. Descarte o supernatante após centrifugação a 300 x g por 5 min a 4 °C
    2. Lave os organoides com 10 mL de meio basal frio mais uma vez. Resuspenda os organoides em 2 mL de meio basal frio. Pipeta para cima e para baixo para esmatar os organoides em pequenos pedaços com uma pipeta Pasteur.
    3. Suplemento com meio basal a um volume total de 10 mL, seguido de centrifugação a 300 x g para 5 min a 4 °C. Resuspend os fragmentos organoides com matriz de porão frio suficiente para permitir uma expansão de 1:3 a 1:5. Mantenha-se no gelo.
    4. Coloque 40 μL de suspensão organoide em cada poço de uma placa pré-aquecida de 24 poços. Incubar a placa de cultura a 37 °C por 10-15 min. Deixe a matriz do porão se solidificar.
    5. Adicione 500 μL de meio de expansão organoide pulmonar a cada poço e incubar em uma incubadora de cultura celular. Refrescar o meio a cada 3 dias. Passagem os organoides a cada 2 semanas com uma razão de 1:3 a 1:5.
  3. Passagem de organoides pulmonares com trippsinização
    NOTA: A trippsinização é preferida quando é difícil cisar o organoide pulmonar em pequenos pedaços usando uma pipeta Pasteur, ou o tamanho dos organoides é altamente variável, ou as experimentações subsequentes requerem organoides de tamanho mais uniforme.
    1. Colher os organoides pulmonares conforme mostrado na etapa 2.2.1. Resuspend o organoide em 1 mL de enzima dissociação e incubar em um banho de água de 37 °C por 3-5 min.
    2. Adicione 1 mL de meio basal ao tubo. Tesourar os organoides mecanicamente, pipetando os organoides para cima e para baixo em pequenos pedaços usando uma tubulação Pasteur. Verifique o tamanho das peças organoides sob um microscópio a 4x de ampliação. Em seguida, adicione 40 μL de FBS para interromper a digestão.
      NOTA: Determine o tamanho dos fragmentos organoides sob o microscópio de acordo com o arranjo experimental. Se um experimento precisa de mais organoides ou organoides de tamanho mais uniforme, os organoides de tesoura em pedaços menores ou mesmo células únicas. Então, leva mais tempo, provavelmente 3 semanas, antes que os organoides estejam prontos para experimentação.
    3. Cubra com meio basal a um volume final de 10 mL, seguido de centrifugação a 300 x g para 5 min a 4 °C. Resuspend as peças organoides em matriz de porão frio com um volume suficiente para passagem com uma razão de 1:5-1:10. Mantenha-se no gelo.
    4. Coloque 40 μL de suspensão organoide em cada poço de uma placa pré-aquecida de 24 poços. Incubar a placa de cultura a 37 °C por 10-15 min. Deixe a matriz do porão se solidificar.
    5. Suplementar com 500 μL de meio de expansão organoide pulmonar por poço e incubar em uma incubadora de cultura celular. Atualize o meio de expansão a cada 3 dias. Passagem os organoides após 2-3 semanas.
      NOTA: Cerca de 100 organoides são montados dentro de uma gotícula de 40 μL da matriz do porão. Os organoides pulmonares normalmente crescem melhor com uma densidade celular relativamente alta. Reinscreva os organoides com uma densidade celular menor se as gotículas se desintegrarem ou os organoides em crescimento se unirem devido à densidade celular excessivamente alta.

3. Diferenciação proximal para gerar organoides maduros das vias aéreas

  1. Prepare o meio de diferenciação proximal (meio PD) complementando o meio basal da interface líquida ar com suplemento de interface líquida de ar 1x, suplemento de manutenção da interface líquida de ar 1x, 4 μg/mL de heparina, 1 μM de hidrocortisona, 10 μM de Y-27632 e 10 μM de DAPT (ver Tabela de Materiais).
  2. Organoides das vias aéreas 3D
    1. Incubar organoides pulmonares no meio de expansão por 7-10 dias após a passagem via cisalhamento mecânico. Substitua o meio de expansão pelo meio PD. Incubar os organoides no meio dp por 14 dias em uma incubadora de cultura celular.
    2. Descarte o meio DP em cada poço. Adicione tampão de lise celular para colher o organoide diferenciado das vias aéreas para extração de RNA e detecção de expressão genética celular pelo ensaio RT-qPCR.
    3. Alternativamente, incubar os organoides a 37 °C por 60 minutos após a adição de 10 mM EDTA para desassociar os organoides em células únicas, seguido de análise de citometria de fluxo para examinar populações celulares. Os organoides estão prontos para várias manipulações experimentais.
  3. Organoide das vias aéreas 2D
    1. Prepare organoides pulmonares 3D suficientes para a cultura de diferenciação 2D. São necessárias 1,3 x 105 e 4,5 x 105 células para uma inserção de suporte permeável de 24 poços e uma inserção de suporte permeável de 12 poços, respectivamente.
    2. Após os organoides pulmonares 3D crescerem no meio de expansão por 2 semanas, digerir os organoides em células únicas e sementes nas pastilhas de 24 poços e 12 poços para gerar organoides das vias aéreas 2D.
    3. Pré-incubar as pastilhas com o meio basal durante a noite em uma incubadora de cultura celular. Adicione 250 μL e 500 μL de meio basal na câmara superior e inferior de uma placa de 24 poços, respectivamente. Para uma placa de 12 poços, adicione 500 μL e 1.000 μL de meio basal na câmara superior e inferior, respectivamente.
    4. Colher organoides pulmonares 3D conforme descrito na etapa 2.2.1. Resuspend os organoides com 1 mL de enzima dissociação e incubar em um banho de água de 37 °C por 3-5 min.
    5. Adicione 1 mL de meio basal ao tubo. Encarreça para cima e para baixo para transformar os organoides em células únicas com uma tubulação Pasteur e verificar as células sob um microscópio. Em seguida, adicione 40 μL de FBS para interromper a digestão.
    6. Filtre as células através de um coador de 40 μm em um tubo centrífuga de 50 mL. Transfira a suspensão da célula filtrada para um tubo de 15 mL. Cubra com meio basal a um volume total de 10 mL, seguido de centrifugação a 300 x g para 5 min a 4 °C.
    7. Resuspende a pelota, coletada de 24 gotículas (40 μL), em 1-2,5 mL de meio de expansão organoide pulmonar, dependendo da densidade celular nas gotículas. Conte o número de células com um contador de células sob um microscópio. Ajuste a concentração celular para 1,3 x 106/mL (para inserções de 24 poços) ou 9 x 105/mL (para inserções de 12 poços).
    8. Remova o meio basal das câmaras superior e inferior. Adicione 500 μL e 1.000 μL de meio de expansão na câmara inferior da inserção de 24 poços e inserção de 12 poços, respectivamente. Sementes 100 μL e 500 μL de suspensão celular preparada na etapa 3.3.7 na câmara apical da inserção de 24 poços e inserção de 12 poços, respectivamente.
    9. Incubar em uma incubadora de cultura celular por 2 dias. Substitua o meio de expansão pelo meio PD tanto na câmara apical quanto na parte inferior das placas. Incubar os organoides na incubadora de cultura celular por 14 dias e atualizar o meio DP a cada 3 dias.
      NOTA: Cílios móveis são perceptíveis nos organoides 3D e 2D sob um microscópio a partir do dia 7 após a incubação no meio PD. Após 14 dias de cultura de diferenciação no meio dp, os organoides das vias aéreas são maduros para várias manipulações experimentais.
    10. Meça a resistência elétrica trans-epitelial (TEER) a cada dois dias usando um sistema de medição de resistência elétrica de acordo com um protocolo padrão descrito em17.

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Resultados

Este protocolo permite a derivação de organoides pulmonares humanos com uma alta taxa de sucesso. Tecido pulmonar humano fresco é picado em pequenos pedaços, e depois decomposto com colagemnase. As células únicas resultantes estão embutidas na matriz do porão e incubadas no meio de expansão organoide pulmonar complementada com um coquetel de fatores de nicho para o crescimento das células-tronco epiteliais (passo 1.1.2). A Figura 1 mostra a microfotografia de células pulmonares recém-isolada...

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Discussão

As vias aéreas humanas são forradas com o epitélio das vias aéreas, também conhecido como epitélio ciliado pseudostratificado. Os principais tipos celulares do epitélio das vias aéreas superiores são células ciliadas que permitem o movimento coordenado de seus cílios apical para expelir muco e partículas inaladas das vias aéreas, células de cálice que produzem e secretam muco, e células basais que revestem a membrana do porão e estão implicadas na regeneração. Nas pequenas vias aéreas, como os brônquios, o epitélio das v...

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Divulgações

J. Z., C.L., e M.C.C. estão listados como inventores na patente de organoides das vias aéreas (publicação Nº: US-2021-0207081-A1). Os outros autores não declaram interesses concorrentes.

Agradecimentos

Agradecemos ao Centro de Ciências Panorômicas e Unidade de Microscópio Eletrônico, Li Ka Shing Faculty of Medicine, Universidade de Hong Kong, pela assistência em imagens confocal e citometria de fluxo. Este trabalho foi parcialmente apoiado pelo financiamento do Fundo de Pesquisa Médica e de Saúde (HMRF, 17161272 e 19180392) da Secretaria de Alimentação e Saúde; Fundo Geral de Pesquisa (GRF, 17105420) do Conselho de Bolsas de Pesquisa; e Health@InnoHK, Comissão de Inovação e Tecnologia, o Governo da Região Administrativa Especial de Hong Kong.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Reagentes para cultura de organoides pulmonares
Avançado DMEM/F12Invitrogen
12634010-A8301Tocris2939500nM
B27 suplementoInvitrogen17504-0441x
Matriz de Membrana Basal de Fator de Crescimento Reduzido Cultrex, Tipo 2 (BME 2)Trevigen3533-010-070-80%
FGF-10Peprotech100-2620 ng / mL
FGF-7Peprotech100-195 ng / mL
GlutaMAX (glutamina)Invitrogen350500611x
HEPES 1MInvitrogen15630-05610 mM
Heregulin β -1Peprotech100-035 nM
N-AcetilcisteínaSigma-AldrichA91651.25 mM
NicotinamidaSigma-AldrichN063610 mM
Noggin (meio condicional)feitoemcasa-10x
Penicilina-Estreptomicina (10,000 U/mL)Invitrogen15140-1221x
PrimocinInvivogenant-pm-1100 µ g/mL
Rspondin1 (meio condicional)feitoemcasa-10x
SB202190Sigma-AldrichS70671 µ M
Y-27632Tocris12545 µ M
Meio de diferenciação proximal
DAPTTocris263410 µ
M Solução de HeparinaStemCell Technology79804 µ g/mL
de Solução de Estoque de HidrocortisonaStemCell Technology79251 µ M
PneumaCult-ALI 10X Suplementode interface ar-líquido
PneumaCult-ALI Basal MediumStemCell Technology05001ar líquido interface basal meio
PneumaCult-ALI Suplementomanutenção de interface ar-líquido
Y-27632Tocris125410 µ M
Equipment
segurança biológicaBaker1-800-992-2537
Carl Zeiss LSM 780 ou 800Microscópio confocalZeiss
Incubadora de CO2Thermo Fisher Scientific42093483
Microscópio estereoscópicoOlympus CorporationCKX31SF
CentrífugaEppendorf5418BG040397
Pipetador sorológicoEppendorf
MicropipetaEppendorf
ZEN preto ou ZEN azul SoftwareanáliseZeiss
Consumíveis
12mmTecnologiaTrans-well StemCell#38023
Placa de cultura de células de 12 poçosCellstar665970
Tubos cônicos de 15 e 50 mlThermo Fisher ScientificL6BF5Z8118
Placa de cultura de células de 24 poçosCellstar662160
Tecnologia de Células-Tronco Trans-well de 6,5mm38024
Unidade de Filtro de Seringa Médica, 0,22 µ mTubos Sigma-AldrichSLGPR33RB
MicrofugeEppendorf
Pontas de micropipetaThermo Fisher ScientificTFLR140-200-Q21190531
Copo de pipeta PasteurThermo Fisher Scientific22-378893
Pipetas sorológicas (5ml, 10ml, 25ml)Thermo Fisher ScientificBA08003, 08004, 08005
Anticorpos
Cabra Anti-Mouse Alexa Fluor 594InvitrogenA11005
Cabra Anti-Mouse, Alexa Fluor 488InvitrogenA11001
Cabra Anti-Coelho Alexa Fluor 488InvitrogenA11034
Cabra Anti-Coelho Alexa Fluor 594InvitrogenA11037
Cabra Anti-Rato Alexa Fluor 594InvitrogenA11007
Rato Anti-Citoqueratina 5Abcamab128190
Rato Anti-FOX J1Invitrogen14-9965-82
Rato Anti-Mucina 5ACAbcamab3649
Rato Anti-β-tubulina 4SigmaT7941
Coelho Anti-p63Abcamab124762
Rato Anti-Uteroglobina / CC-10R & D SystemsMAB4218-SP
Outro reagente
TrypLE Select Enzyme (10X)Thermo Fisher ScientificA1217701de dissociação
de Armário de de # enzima

Referências

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