Method Article

Avançando a imagem de alta resolução de conjuntos de vírus em líquido e gelo

DOI:

10.3791/63856

⸱

July 20th, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Pennsylvania State University, 2Department of Materials Science and Engineering, McMaster University, 3Bioinformatics and Genomics Graduate Program, Huck Institutes of the Life Sciences, Pennsylvania State University, 4Molecular, Cellular, and Integrative Biosciences Graduate Program, Huck Institutes of the Life Sciences, Pennsylvania State University, 5Materials Research Institute, Pennsylvania State University, 6Huck Institutes of the Life Sciences, Pennsylvania State University, 7Applications team, Direct Electron, 8Application Scientist, Protochips, Inc., 9Department of Biology, Wake Forest University

* These authors contributed equally

In This Article

Retraction Notice

This article, Advancing High-Resolution Imaging of Virus Assemblies in Liquid and Ice, has been retracted at the request of the Editors-in-Chief due to concerns about the integrity of the data presented. These concerns included: (a) Figure 3 was found to contain noise without structural features expected for a protein capsid; (b) critical half-map data necessary to verify resolution claims were not deposited; (c) there was a lack of system logs or controls to rule out stage drift regarding observed movements in Figure 3; and (d) the absence of protocols to address Brownian motion and beam-induced drift significantly weakened the reliability of the findings.<br/><br/>The corresponding author's indication she principally relied on RMEASURE program did not sufficiently address the publisher's concerns. After consulting external experts, the Editors-in-Chief concluded that the issues remain unresolved, and the data do not meet JoVE's standards for scientific reliability and reproducibility, requiring retraction. The corresponding author disagrees with the grounds for retraction. Co-authors DiCecco, Grandfield and Bator agree with the retraction. Other co-authors were unavailable for comment.

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aqui os protocolos são descritos para preparar conjuntos de vírus adequados para análise líquido-EM e crio-EM em nanoescala usando microscopia eletrônica de transmissão.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O interesse na microscopia líquida-eletrônica (EM-líquido) disparou nos últimos anos, já que os cientistas agora podem observar processos em tempo real em nanoescala. É extremamente desejável emparelhar informações crio-EM de alta resolução com observações dinâmicas, pois muitos eventos ocorrem em escalas de tempo rápidas - na faixa de milissegundos ou mais rápido. Um melhor conhecimento de estruturas flexíveis também pode ajudar no projeto de novos reagentes para combater patógenos emergentes, como o SARS-CoV-2. Mais importante ainda, a visualização de materiais biológicos em um ambiente fluido fornece um vislumbre único de seu desempenho no corpo humano. Apresentamos aqui métodos recém-desenvolvidos para investigar as propriedades em nanoescala de conjuntos de vírus em gelo líquido e vítreo. Para atingir esse objetivo, amostras bem definidas foram utilizadas como sistemas modelo. Comparações lado a lado dos métodos de preparação de amostras e informações estruturais representativas são apresentadas. Características sub-nanômetros são mostradas para estruturas resolvidas na faixa de ~3,5-Å-10 Å. Outros resultados recentes que apoiam essa estrutura complementar incluem insights dinâmicos de candidatas a vacinas e terapias baseadas em anticorpos com imagens em líquido. No geral, essas aplicações correlativas avançam nossa capacidade de visualizar a dinâmica molecular, fornecendo um contexto único para seu uso na saúde e na doença humanas.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A pesquisa biomédica melhora nossa compreensão da saúde e da doença humanas através do desenvolvimento de novas tecnologias. A imagem de alta resolução está transformando nossa visão do nanomundo - permitindo-nos estudar células e moléculas em detalhes requintados 1,2,3,4,5. Informações estáticas de componentes dinâmicos, como polímeros moles, conjuntos de proteínas ou vírus humanos, revelam apenas um instantâneo limitado de sua narrativa complexa. Para entender melhor como as entidades moleculares operam, sua estrutura e função devem ser investigadas em conjunto.

Avanços recentes na produção de materiais como grafeno atomicamente fino ou microchips à base de silício oferecem novas oportunidades para análise estrutura-função em tempo real usando microscópios eletrônicos de transmissão (METs). Esses materiais podem criar câmaras hermeticamente seladas para imagens EM ao vivo 6,7,8,9,10,11. O novo campo de EM-líquido, o correlato de temperatura ambiente com o crio-EM, fornece visões sem precedentes de materiais duros ou macios em solução, permitindo que os cientistas estudem simultaneamente a estrutura e a dinâmica de sua amostra. As aplicações de EM líquido incluem registros em tempo real de nanopartículas terapêuticas interagindo com células-tronco cancerígenas, bem como mudanças nos meandros moleculares de patógenos virais12,13,14.

Assim como os avanços metodológicos estimularam a revolução da resolução no campo da crio-EM, novas técnicas e métodos são necessários para ampliar o uso do líquido-EM como uma ferramenta de alto rendimento para a comunidade científica. O objetivo geral dos métodos apresentados aqui é simplificar os protocolos de preparação de amostras líquidas-EM. A lógica por trás das técnicas desenvolvidas é empregar novos projetos de microchips e dispositivos de carregador automático, adequados para a coleta de dados líquidos e crio-EM (Figura 1)7,14,15,16,17. Os conjuntos são selados mecanicamente usando clipes de grade padrão para instrumentos automatizados, como o Krios, que pode acomodar várias amostras por sessão ou um TEM F200C (Figura 2). Essa metodologia expande o uso de imagens de alta resolução para além das aplicações padrão de crio-EM, demonstrando propósitos mais amplos para análise de materiais em tempo real.

No presente artigo em vídeo, são apresentados protocolos para a preparação de conjuntos de vírus em líquido com e sem suportes de espécimes comercialmente disponíveis. Usando o suporte de amostra especializado para EM-líquido, espécimes líquidos finos podem fornecer informações estruturais comparáveis às amostras crio-EM, bem como insights dinâmicos dos espécimes. Também são demonstrados métodos para preparar amostras líquidas usando ferramentas de carregador automático para rotinas de alto rendimento. A principal vantagem sobre outras técnicas é que a produção automatizada de amostras permite que o usuário avalie rapidamente suas amostras quanto à espessura ideal e dosagem de elétrons antes da coleta de dados. Essa técnica de triagem identifica rapidamente áreas ideais para gravações em tempo real em líquido ou gelo12,14,18,19. Para fins de determinação da estrutura 3D, o líquido-EM pode complementar os métodos crio-EM estabelecidos há muito tempo implementados no crio-EM. Os leitores que empregam tecnologias convencionais de TEM ou crio-EM podem considerar o uso de fluxos de trabalho líquido-EM para fornecer observações novas e dinâmicas de suas amostras de uma maneira que complemente suas estratégias atuais.

As amostras de vírus utilizadas neste protocolo incluem o vírus adenoassociado purificado subtipo 3 (AAV) obtido como presente e cultivado em condições padrão12. Também foram utilizados conjuntos subvirais não infecciosos do SARS CoV-2 derivados do soro de pacientes com COVID-1912 e obtidos de fonte comercial. Finalmente, partículas purificadas de dupla camada (DLPs) do rotavírus símio (cepa SA11) foram obtidas do laboratório da Dra. Sarah M. McDonald Esstman na Wake Forest University e cultivadas usando condições padrão 6,17. Os pacotes de software descritos aqui estão disponíveis gratuitamente e os links foram fornecidos na seção Tabela de Materiais.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Carregamento do suporte do provete para o líquido-EM

  1. Limpe os microchips de nitreto de silício (SiN) incubando cada chip em 150 mL de acetona por 2 min seguido de incubação em 150 mL de metanol por 2 min. Deixe os cavacos secarem em fluxo de ar laminar.
  2. Limpe a plasma os cavacos secos usando um instrumento de descarga de brilho operando sob condições padrão de 30 W, 15 mA por 45 s usando gás argônio.
  3. Coloque um microchip de base seca na ponta do suporte da amostra. Adicione ~0,2 μL de amostra (0,2-1 mg/mL de conjuntos de vírus em 50 mM HEPES, pH 7,5; 150 mM NaCl; 10 mM MgCl 2; 10 mM CaCl2) ao chip base. Após uma etapa de incubação de 1-2 minutos, coloque o chip superior no chip de base úmida que contém a amostra.
  4. Aperte o conjunto para formar um invólucro hermeticamente fechado, mantido no lugar mecanicamente por três parafusos de latão. Ao selar o conjunto, bombeie a ponta para 10-6 Torr usando uma estação de bombeamento seco turbo-bombeada . O suporte está agora pronto para ser inserido no TEM.
    NOTA: O suporte seleto não tem capacidades de arrefecimento e não é utilizado para crio-EM.

2. Produção de conjuntos sanduíche de microchips

NOTA: Diferentes microchips de SiN ou dióxido de silício (SiO) podem ser usados diretamente das embalagens de gel enviadas. Grades de ouro revestidas de carbono também podem ser usadas diretamente como fornecidas.

  1. O plasma limpa os microchips e as grades de carbono usando um instrumento de descarga de brilho operando sob condições padrão de 30 W, 15 mA para 45 s usando gás argônio.
  2. Adicionar ~2 μL de amostra contida em HEPES de 50 mM, pH 7,5; NaCl de 150 mM; 10 mM MgCl2; CaCl2 de 10 mM para um microchip descarregado por brilho colocado em uma embalagem de gel. Remova o excesso de solução (~50%) usando um papel de filtro ou uma pipeta. Após uma etapa de incubação de 1-2 minutos, adicione a grade de carbono descarregada por brilho ao microchip úmido que contém a amostra.
  3. Aperte o conjunto usando um suporte de amostra de inclinação única ou clipes de grade do carregador automático à temperatura ambiente para formar um gabinete hermeticamente fechado. Para as braçadeiras do carregador automático, coloque o conjunto sanduíche no clipe C inferior, coloque o clipe superior na parte superior do conjunto e use a ferramenta de fixação padrão para selar o conjunto.
    NOTA: O procedimento de fixação realizado aqui usa as mesmas etapas que para o clampeamento de grade crio-EM, mas à temperatura ambiente. As amostras presas podem ser armazenadas por 2 meses ou mais antes da imagem, mantendo o líquido no recinto. Nenhuma verificação de vazamento é usada com um suporte de amostra de temperatura ambiente ou o carregador automático.
  4. O espécime está agora pronto para ser inserido no TEM. Examine as amostras colocadas em carregadores automáticos sob condições criogênicas ou à temperatura ambiente.

3. Espécimes de imagem usando um microscópio eletrônico de transmissão

  1. Imagem Liquid-EM
    1. Carregar o suporte do espécime no MET equipado com um canhão de emissão de campo (FEG) e operando a 200 kV.
    2. Ligue a pistola e ajuste a altura eucêntrica do estágio do microscópio em relação ao espécime usando a função oscilante, inclinando a amostra de -15° a +15° na coluna. Este procedimento ajusta o estágio na direção Z para acomodar a espessura da amostra. E ajuda a garantir uma ampliação precisa durante a gravação da imagem.
    3. Grave imagens como filmes de moldura longa usando o pacote in situ integrado com um detector direto com um espaçamento de pixels de 6 μm (Vídeo 1 e Vídeo 2). Imagens individuais também podem ser gravadas usando o pacote de software de coleta de dados seriais20, implementando rotinas de imagem automatizadas. Adquira imagens em condições de baixa dose em ampliações que variam de 28.000x-92.000x e 40 quadros por segundo.
    4. Ajuste os tempos de exposição (0,25-1 s) para minimizar os danos do feixe à amostra. Use um intervalo de desfocagem de -1-4 μm na ampliação especificada. Se uma solução espessa for encontrada, use valores de desfocagem mais altos ou selecione uma região diferente de interesse.
    5. Certifique-se de que a solução esteja presente nas amostras durante toda a sessão de imagem, concentrando o feixe de elétrons em uma área de sacrifício não usada para coleta de dados, até que as bolhas sejam formadas (Figura 1 Suplementar).
  2. Imagem crio-EM
    1. Carregue as grades EM cortadas ou sanduíches de microchip no TEM equipado com um FEG e operando a 300 kV. Ligue a pistola e ajuste a altura eucêntrica do estágio do microscópio, usando um procedimento semelhante descrito para o líquido-TEM acima (etapa 3.1.2).
    2. Grave imagens individuais usando o sistema de análise de partículas únicas integrado ao sistema de microscópio enquanto implementa rotinas de imagem automatizadas. Grave imagens em condições de baixa dose usando o detector de elétrons diretos de análise de partícula única com um espaçamento de pixels de 14 μm a uma ampliação de 59.000x e 40 quadros por segundo.
    3. Use um intervalo de desfocagem de 1-4 μm na ampliação especificada. Se forem encontradas camadas espessas de gelo vítreo, use valores de desfocagem mais altos ou selecione uma região diferente para a coleta de dados.

4. Análise de dados e comparações de estruturas 3D

  1. Análise do vírus adenoassociado (AAV) em gelo líquido e vítreo
    1. Processe filmes para partículas AAV em líquido e gelo usando o programa RELION-3.0821 ou outro software de processamento de imagem22. Execute a correção de movimento usando o MotionCor2 v1.2.3.
    2. Uma vez corrigido, extraia partículas usando a ferramenta de seleção automática no pacote de software do programa. Os tamanhos típicos das caixas são de 330 pixels para espécimes líquidos e 350 pixels para espécimes de gelo.
    3. Calcule as reconstruções iniciais usando a simetria C1 usando a rotina do modelo inicial 3D do programa e/ou as opções do modelo ab-initio no pacote de software de processamento de dados. No programa, use um parâmetro de regularização de T = 4 e um tamanho de pixel de 1,01 Å para espécimes líquidos e 1,13 Å para espécimes de gelo.
    4. Use um valor de máscara de 300 Å durante os procedimentos de refinamento. Execute protocolos de refinamento no software de processamento de dados usando simetria I1 para obter vários mapas EM. A resolução estrutural esperada pode estar na faixa de 4 Å ou melhor. Use equivalência de partículas implementando simetria icosaédrica em 16.800 para líquido e 15.240 para gelo12,14.
      NOTA: As estimativas de resolução são baseadas nos critérios de correlação de casca de Fourier (FSC) padrão-ouro.
    5. Mascarar mapas EM a ~250 Å e examinar os resultados usando um pacote de software de análise de estrutura molecular23,24. Na Figura 3, as fatias são mostradas em incrementos de ~5 nm.
    6. Extraia as subunidades da proteína do capsídeo (VP1) dos mapas EM para comparação. Quantifique as mudanças dinâmicas entre as estruturas EM com base nas medições do diâmetro das partículas (Figura 2 Suplementar) e, em seguida, visualize usando a função Morph map no software.
  2. Análise de conjuntos subvirais do SARS-CoV-2 em líquido
    1. Processe filmes usando o programa RELION-3.08. Correto para desvio de imagem e movimento induzido por feixe usando MotionCor2 v1.2.3. Correto para a função de transferência de contraste (CTF) do microscópio.
    2. Use a ferramenta de seleção automática no programa para selecionar montagens virais com um tamanho de caixa de 800 pixels. Para eficiência computacional, as partículas extraídas podem ser redimensionadas para 256 pixels. Obtenha um modelo inicial usando simetria C1 no programa com um parâmetro de regularização de T = 2 e tamanho de pixel 1,66 Å.
    3. Execute o refinamento 3D no programa para obter um mapa EM, um exemplo é mostrado em ~ 8,25 Å de acordo com os critérios padrão do FSC (Figura 4). Visualize mapas EM usando o software de análise de estrutura molecular com fatias incrementadas a 25 nm, conforme demonstrado na Figura 4.
  3. Análise de partículas de dupla camada de rotavírus (DLPs) em gelo vítreo
    1. Processe filmes para DLPs de rotavírus usando outro software de processamento de imagem. Use o MotionCor2 v1.2.3 para corrigir desvios nas imagens. Use a estimativa do Patch CTF para corrigir os efeitos da lente nas imagens.
    2. Extraia partículas usando a ferramenta de seleção automática no software com um tamanho de caixa de 950 pixels. Reduza a amostra do tamanho da caixa conforme necessário para fins de computação.
    3. Calcule os modelos iniciais usando opções ab-initio e simetria C1. Use parâmetros de refinamento, incluindo um tamanho de pixel de 1,47 Å e um valor de máscara de 800 Å.
    4. Execute rotinas de refinamento adicionais enquanto impõe simetria I1. Os resultados do exemplo incluem um mapa EM de 10,15 Å, de acordo com os critérios do FSC padrão-ouro. O total de partículas utilizadas foi de 2050, o que equivale a 123.000 unidades de protômeros devido ao operador de simetria icosaédrica (Figura 5).
    5. Mascare os mapas finais em ~750 Å e visualize os resultados no pacote de software de análise de estrutura molecular. Fatias de exemplo através do mapa EM são mostradas na Figura 5 em incrementos de ~10 nm.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Um TEM líquido operando a 200 kV foi utilizado para todos os experimentos de imagem de EM líquido e um TEM crio-TEM operando a 300 kV foi usado para toda a coleta de dados de crio-EM. Imagens representativas e estruturas de vários vírus são apresentadas para demonstrar a utilidade dos métodos em vários sujeitos de teste. Estes incluem vírus adenoassociado recombinante subtipo 3 (AAV), SARS-CoV-2 sub-conjuntos virais derivados do soro do paciente e partículas de dupla camada de rotavírus símio (DLPs), cepa SA11. Primeiram...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Novas oportunidades são apresentadas para agilizar os fluxos de trabalho atuais de EM líquido usando novas ferramentas e tecnologias automatizadas adaptadas do campo crio-EM. As aplicações que envolvem a nova técnica de sanduíche de microchip são significativas em relação a outros métodos, pois permitem a análise de imagens de alta resolução em gelo líquido ou vítreo. Uma das etapas mais críticas do protocolo é a produção de espécimes com a espessura líquida ideal para visualizar detalhes requintados no nível de nanoesca...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes. A autora, Madeline J. Dressel-Dukes, é funcionária da Protochips, Inc. e Michael Spilman é funcionário da DirectElectron.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores reconhecem o Dr. Luk H. Vandenberghe (Harvard Medical School, Departamento de Oftalmologia) por fornecer AAV-3 purificado. Este trabalho foi apoiado pelos Institutos Nacionais de Saúde e pelo Instituto Nacional do Câncer (R01CA193578, R01CA227261, R01CA219700 a D.F.K.).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
AcetonaFisher Scientific  A11-1Ferramenta
de recorte de carregador automáticoThermoFisher ScientificN / ATambém fornecedor SubAngstrom
Clipes de grade de carregador automáticoThermoFisher ScientificN / Aclipes superiores e inferiores Grades
EM de ouro revestido de carbono ElectronMicrocopy SciencesCF400-AU-50400 mesh, 5 nm de espessura
Soro do paciente COVID-19RayBiotechCoV-Pos-S-500500 microlitros de Metanol sérico PCR+
Fisher Scientific  A412-1
Microchips integrados a micropoços deProtochips, Inc.EPB-42A1-1010x10-mm matrizes de janelas
TEMWindows microchipsSimpore Inc.SN100-A10Q33B9 janelas grandes, microchips
TEMWindowsSimpore, Inc. SN100-A05Q33A9 janelas pequenas, 5 nm de espessura
Top microchipsProtochips, Inc.EPT-50W500 mm x 100 mm janela
Whatman #1 papel de filtroWhatman1001 090100 peças, 90 mm
Equipamento  Detector de elétrons direto
DirectViewEspaçamentoelétrons de elétrons de 6 mícrons
Detector de elétrons direto Falcon 3 ECThermoFisher Espaçamento depixels de 14 mícrons
Estação de bombeamento seco Gatan 655 Gatan, Inc.  Ponta do suporte da bomba para 10-6 range
Mark IV VitrobotThermoFisher Unidade de preparação de espécimes deúltima geração da Scientific
PELCO easiGlow, unidade de descarga de brilhoTed Pella, Inc.  Modo de polaridade negativa
Poseidon Selecione o suporte de amostraProtochips, Inc.  Compatível com FEI; porta-amostras
Talos F200C TEMThermoFisher Scientific200 kV; Líquido-TEM
Titan Krios G3ThermoFisher Scientific300 kV; Cryo-TEM
Software disponível gratuitamenteLink do site<strong>Comentários (opcional)
cryoSPARChttps://cryosparc.com/outro software de processamento de imagem
CTFFIND4https://grigoriefflab.umassmed.edu/ctffind4programa de localização CTF
MotionCorr2
RELIONhttps://www3.mrc-lmb.cam.ac.uk/relion/index.php?title=Main_Page
SerialEMhttps://bio3d.colorado.edu/SerialEM/
UCSF Chimerahttps://www.cgl.ucsf.edu/chimera/pacote de software de análise de estrutura molecular
de 1 litro 1 litro de 10 nn de espessura direto de científicos  https://emcore.ucsf.edu/ucsf-software

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Deng, W., et al. Assembly, structure, function and regulation of type III secretion systems. Nature Reviews Microbiology. 15 (6), 323-337 (2017).
  2. Oikonomou, C. M., Chang, Y. -W., Jensen, G. J. A new view into prokaryotic cell biology from electron cryotomography. Nature Reviews Microbiology. 14 (4), 205-220 (2016).
  3. Murata, K., Wolf, M. Cryo-electron microscopy for structural analysis of dynamic biological macromolecules. Biochimica et Biophysica Acta. General Subjects. 1862 (2), 324-334 (2018).
  4. DiMaio, F., et al. Atomic accuracy models from 4.5 Å cryo-electron microscopy data with density-guided iterative local refinement. Nature Methods. 12 (4), 361-365 (2015).
  5. Frank, J., et al. A model of protein synthesis based on cryo-electron microscopy of the E. coli ribosome. Nature. 376 (6539), 441-444 (1995).
  6. Dukes, M. J., Gilmore, B. L., Tanner, J. R., McDonald, S. M., Kelly, D. F. In situ TEM of biological assemblies in liquid. Journal of Visualized Experiments. (82), e50936(2013).
  7. Dearnaley, W. J., et al. Liquid-cell electron tomography of biological systems. Nano Letters. 19 (10), 6734-6741 (2019).
  8. Park, J., et al. Direct observation of wet biological samples by graphene liquid cell transmission electron microscopy. Nano Letters. 15 (7), 4737-4744 (2015).
  9. Chen, Q., et al. 3D Motion of DNA-Au nanoconjugates in graphene liquid cell electron microscopy. Nano Letters. 13 (9), 4556-4561 (2013).
  10. Yuk, J. M., et al. High-resolution EM of colloidal nanocrystal growth using graphene liquid cells. Science. 336 (6077), 61-64 (2012).
  11. Wang, X., Yang, J., Andrei, C. M., Soleymani, L., Grandfield, K. Biomineralization of calcium phosphate revealed by in situ liquid-phase electron microscopy. Communications Chemistry. 1, 80(2018).
  12. Jonaid, G., et al. High-resolution imaging of human viruses in liquid droplets. Advanced Materials. 33 (37), 2103221(2021).
  13. Pohlmann, E. S., et al. Real-time visualization of nanoparticles interacting with glioblastoma stem cells. Nano Letters. 15 (4), 2329-2335 (2015).
  14. Jonaid, G. M., et al. Automated tools to advance high-resolution imaging in liquid. Microscopy and Microanalysis. , 1-10 (2022).
  15. Varano, A. C., et al. Customizable cryo-EM chips improve 3D analysis of macromolecules. Microscopy and Microanalysis. 25, 1310-1311 (2019).
  16. Alden, N. A., et al. Cryo-EM-on-a-chip: Custom-designed substrates for the 3D analysis of macromolecules. Small. 15 (21), 1900918(2019).
  17. Tanner, J. R., et al. Cryo-SiN – An alternative substrate to visualize active viral assemblies. Journal of Analytical and Molecular Techniques. , (2016).
  18. Solares, M. J., et al. Microchip-based structure determination of disease-relevant p53. Analytical Chemistry. 92 (23), 15558-15564 (2020).
  19. Casasanta, M. A., et al. Microchip-based structure determination of low-molecular weight proteins using cryo-electron microscopy. Nanoscale. 13 (15), 7285-7293 (2021).
  20. Mastronarde, D. N. Advanced data acquisition from electron microscopes with SerialEM. Microscopy and Microanalysis. 24, 864-865 (2018).
  21. Scheres, S. H. W. RELION: Implementation of a Bayesian approach to cryo-EM structure determination. Journal of Structural Biology. 180 (3), 519-530 (2012).
  22. Punjani, A., Rubinstein, J. L., Fleet, D. J., Brubaker, M. A. cryoSPARC: algorithms for rapid unsupervised cryo-EM structure determination. Nature Methods. 14 (3), 290-296 (2017).
  23. Pettersen, E. F., et al. UCSF Chimera—A visualization system for exploratory research and analysis. Journal of Computational Chemistry. 25 (13), 1605-1612 (2004).
  24. Goddard, T. D., Huang, C. C., Ferrin, T. E. Visualizing density maps with UCSF Chimera. Journal of Structural Biology. 157 (1), 281-287 (2007).
  25. Lerch, T. F., Xie, Q., Chapman, M. S. The structure of adeno-associated virus serotype 3B (AAV-3B): Insights into receptor binding and immune evasion. Virology. 403 (1), 26-36 (2010).
  26. Sharma, G., et al. Affinity grid-based cryo-EM of PKC binding to RACK1 on the ribosome. Journal of Structural Biology. 181 (2), 190-194 (2013).
  27. Kiss, G., et al. Capturing enveloped viruses on affinity grids for downstream cryo-electron microscopy applications. Microscopy and Microanalysis. 20 (1), 164-174 (2014).
  28. Degen, K., Dukes, M., Tanner, J. R., Kelly, D. F. The development of affinity capture devices—a nanoscale purification platform for biological in situ transmission electron microscopy. Rsc Advances. 2 (6), 2408-2412 (2012).
  29. Hui, S. W., Parsons, D. F. Electron diffraction of wet biological membranes. Science. 184 (4132), 77-78 (1974).
  30. Hui, S. W., Parsons, D. F., Cowden, M. Electron diffraction of wet phospholipid bilayers. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 71 (12), 5068-5072 (1974).
  31. Parsons, D. F., Matricardi, V. R., Moretz, R. C., Turner, J. N. Electron microscopy and diffraction of wet unstained and unfixed biological object. Advances in Biological and Medical Physics. 15, 161-270 (1974).
  32. Parsons, D. F. Structure of wet specimens in electron microscopy. Improved environmental chambers make it possible to examine wet specimens easily. Science. 186 (4162), 407-414 (1974).
  33. Matricardi, V. R., Moretz, R. C., Parsons, D. F. Electron diffraction of wet proteins: Catalase. Science. 177 (4045), 268-270 (1972).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Liquid Electron MicroscopyCryo Electron MicroscopyVirus AssembliesHigh Resolution ImagingMolecular DynamicsMicrochip Sandwich MethodSARS CoV 2 ImagingSample PreparationStructural AnalysisDynamic Processes