Treinamento de resistência ajustado pela dosagem em camundongos com um risco reduzido de dano muscular

O exercício confere inúmeros benefícios para a saúde do músculo esquelético (revisado em Vina et ^al.1). Especificamente, o treinamento de resistência progressiva (PRT), que envolve a realização de contrações musculares contra cargas externas progressivamente maiores (por exemplo, barras, halteres, circuitos cabo-polia-peso), é conhecido por ajudar a aumentar a massa muscular e a força em indivíduos saudáveis e populações de pacientes (revisado em publicações anteriores ^2,3 ). O PRT baseia-se no princípio da sobrecarga, que afirma que, quando o músculo se contrai contra cargas externas progressivamente maiores, ele se adapta aumentando sua área transversal fisiológica, bem como a capacidade de produção de força⁴. Os modelos existentes de PRT em roedores incluem escalada de escada com resistência aplicada à cauda, cocontração dos músculos agonistas contra a resistência dos antagonistas, corrida com um arnês pesado, um exercício de agachamento provocado por um choque elétrico e corrida de roda resistida 5,6,7,8,9,10 (revisada em publicações anteriores ^11,12 ). No entanto, atualmente não existem ferramentas de pesquisa para realizar com precisão o PRT direcionado ao músculo e ajustado à dosagem em camundongos que se assemelhem aos métodos e dispositivos de PRT usados na pesquisa e prática clínica humana^12,13. Isso limita a capacidade dos investigadores de estudar a segurança e a eficácia do PRT dosado com precisão em estudos básicos e pré-clínicos em camundongos.

Para superar essa barreira, uma metodologia e um dispositivo PRT são desenvolvidos neste estudo com base nos projetos de circuitos cabo-polia-peso empregados em equipamentos de treinamento resistido em ginásios modernos^14,15,16. Este método de PRT é referido como treinamento de resistência ajustado à dosagem (DART), e o dispositivo é chamado de dispositivo DART. Além de sua funcionalidade como ferramenta de treinamento de reabilitação de precisão, o dispositivo DART também pode ser usado como um instrumento autônomo para avaliar objetivamente o torque contrátil concêntrico máximo que pode ser gerado pelo músculo tibial anterior (AT) em um rato, semelhante à forma como o máximo de uma repetição (1RM, a carga máxima que pode ser levantada com sucesso / movida / pressionada / agachada apenas uma vez, mantendo a boa forma) é avaliada em humanos^{17, 18}. O dispositivo DART também pode ser acoplado a um dinamômetro isocinético personalizado ou comercial para medir o pico de força tetânica isométrica produzida pelo músculo TA em um camundongo (comparável à contração voluntária máxima [MVC] em humanos) e, em seguida, executar o PRT ajustado pela dosagem com uma resistência baseada no pico de força tetânica (por exemplo, 50% da força de pico).

Este artigo descreve a construção do dispositivo DART e explica como ele pode ser acoplado a um dinamômetro personalizado, que já foi descrito em publicações anteriores ^19,20,21,22, para avaliar o torque contrátil e realizar o DART. O estudo também descreve como o dispositivo DART foi usado para comparar o dano muscular induzido pelo exercício causado por um único ataque de DART (4 séries de 10 contrações concentricamente tendenciosas com 50% de 1RM) com danos causados por um surto comparável de contrações isométricas (4 conjuntos de 10 contrações isométricas) em um modelo de camundongo de distrofia muscular tipo 2B da cintura do membro (LGMD2B, ou LGMDR2)^23,24. O modelo de camundongo que foi estudado carece de uma proteína chamada disferina, que desempenha um papel importante na proteção do músculo esquelético contra danos musculares de início tardio após contrações excêntricas prejudiciais 22,25,26,27,28,29,30 . Também foi demonstrado em camundongos machos deficientes em disferlina que o exercício forçado concentricamente tendencioso não é tão prejudicial quanto o exercício forçado excentricamente tendencioso e que a exposição prévia ao treinamento concentricamente tendencioso oferece proteção contra lesões de um surto subsequente de contrações excentricamente tendenciosas²². Uma vez que o presente estudo foi realizado para testar a viabilidade da presente metodologia e dispositivo DART na realização de treinamento de resistência concentricamente tendencioso e ajustado à dosagem, camundongos machos deficientes em disferlina foram escolhidos para a investigação para comparar novos dados do dispositivo DART com dados anteriores. Em estudos futuros, camundongos fêmeas BLAJ serão incluídos para estudar o efeito do sexo como variável biológica em relação à resposta ao DART. Camundongos com idade ~1,5 anos foram estudados, uma vez que já apresentam alterações distróficas em muitos grupos musculares e, portanto, modelam o estado fisiopatológico em que os músculos podem estar em pacientes que já apresentam fraqueza e perda muscular e estão buscando cuidados de reabilitação para manter a massa e a força muscular²⁶.

Os experimentos descritos neste artigo foram aprovados pelo Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) da Wayne State University, Detroit, Michigan, EUA, de acordo com o Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (1996, publicado pela National Academy Press, 2101 Constitution Ave. NW, Washington, DC 20055, EUA). B6. Camundongos A-Dysf^prmd/GeneJ (também conhecidos como camundongos BLAJ, machos, ~1,5 anos de idade) que modelo LGMD2B/R2 foram utilizados para o presente estudo. Os camundongos foram obtidos de uma fonte comercial (ver Tabela de Materiais).

1. Desenho do estudo

1. Escolha linha(s) de camundongo relevante(s) para a(s) questão(ões) de pesquisa — por exemplo, estudo B6. Camundongos A-Dysf^prmd/GeneJ (camundongos BLAJ) se tentarem responder à pergunta sobre se o DART concentricamente tendencioso induz ou não danos musculares generalizados em camundongos que modelam LGMD2B/R2.
2. Atribua camundongos a grupos de estudo com base no desenho do estudo - por exemplo, atribua aleatoriamente camundongos a um grupo de treinamento de resistência ajustado à dosagem (DART) ou a um grupo de treinamento isométrico (ISOM) e tente equilibrar os grupos da melhor forma possível com base na correspondência por ninhada e / ou idade (por exemplo, Tabela 1).

2. Fabricação do dispositivo DART

1. Projete os componentes do dispositivo DART com o software adequado de auxílio por computador (CAD) (Figura 1) seguindo as etapas abaixo.
   1. Caixa de projeto para rolamento de roda de baixo atrito (consulte Tabela de materiais, com base no projeto de rolamento de bloco de travesseiro) com um transferidor embutido (para uso como goniômetro para medir os ângulos da junta do tornozelo).
   2. Projete uma torre para a carcaça do rolamento da roda mais um transferidor.
   3. Projete uma placa de pé para posicionar o pé do mouse. Projete um eixo para conectar a placa de pé ao rolamento da roda.
2. Fabrique os componentes do dispositivo DART com uma impressora 3D adequada (Figura 1).
   1. Salve os projetos criados com software CAD como estereolitografia (. STL extensão) arquivos.
      NOTA: O . Arquivos STL (Arquivos de Codificação Suplementar 1-4) podem ser usados e modificados, dando crédito ao autor correspondente deste artigo e citando este artigo.
   2. Abra o arquivo . Arquivos STL com software de fatiamento adequado (consulte Tabela de materiais).
      NOTA: O software de fatiamento converte um modelo 3D virtual em uma pilha de fatias, que podem ser impressas sequencialmente por uma impressora 3D para gerar um objeto 3D.
   3. Com o software de fatiamento, gere a fabricação assistida por computador G-CODE (CAM, . GCODE extensão) arquivos, que são específicos para a impressora 3D e filamento que será usado.
   4. Siga o manual da impressora 3D (consulte Tabela de materiais) para imprimir componentes do dispositivo DART com o . Arquivos GCODE.
   5. Escolha um filamento de impressora 3D apropriado, como ácido polilático (PLA) 1,75 mm 1 kg/carretel, cinza (consulte Tabela de materiais).
3. Monte o dispositivo DART seguindo as etapas abaixo.
   1. Insira um rolamento de roda de baixo atrito 608 (diâmetro de furo de 8 mm, diâmetro externo de 22 mm, como um com esferas cerâmicas de nitreto de silício alojadas em aço inoxidável 420, consulte Tabela de materiais) no alojamento do rolamento da roda (Figura 1).
   2. Insira o eixo no furo do rolamento da roda (Figura 1).
   3. Cole a placa de apoio no eixo com cola (ver Tabela de Materiais) adequada para unir o PLA (Figura 1).
   4. Coloque a carcaça do rolamento da roda acima da torre do alojamento do rolamento da roda e prenda todo o conjunto a uma base acrílica com fixadores de parafuso (Figura 1).
      NOTA: Não há requisitos de tamanho específicos para a base acrílica - ela só precisa ser grande o suficiente para acomodar o animal e o dispositivo DART e pequena o suficiente para caber em uma superfície de trabalho. A base acrílica utilizada para o presente estudo tem cerca de 30 cm de largura, 45 cm de comprimento e 0,5 cm de espessura.

3. Preparação de camundongos para DART ou ISOM

1. Coloque cada rato sob anestesia geral com isoflurano inalado administrado através de um sistema de anestesia adequado (ver Tabela de Materiais, 2%-5% para indução; 1%-4% para manutenção; para efeito) para reduzir o stress e a dor.
   1. Induzir anestesia na câmara de indução do sistema anestésico (isoflurano a 2%-5%).
   2. Transfira o rato para um cone nasal para manter a anestesia durante a realização de procedimentos no animal (1%-4% de isoflurano). Confirme a eficácia da anestesia com base na falta de retirada do membro posterior para uma pitada de dedo do pé de um par de pinças.
   3. Forneça suporte térmico — por exemplo, com uma almofada de aquecimento de gel isotérmico e uma lâmpada de calor colocada ~ 1 m acima do mouse. Verifique com um termômetro para garantir que a temperatura sobre e ao redor da base acrílica seja mantida em ~ 38 ° C, para que o mouse não superaqueça.
2. Prepare a pele sobre o músculo tibial anterior (AT) esquerdo do rato e sobre todos os aspectos anteriores e laterais do membro posterior esquerdo para DART ou ISOM.
   1. Remova a pele do rato com um creme de depilação (creme depilatório, ver Tabela de Materiais). Aplique creme depilatório e deixe funcionar por ~2 min.
   2. Limpe a perna com toalhetes embebidos em água destilada para remover a pele e todo o creme residual da pele. Cremes depilatórios podem irritar e / ou danificar a pele se deixados na pele do rato por longos períodos e, portanto, remover completamente.
   3. Após a remoção da pele, desinfete a pele com um método de lavagem aprovado, como com uma solução de lavagem de iodopovidona e etanol a 70%.
3. Aplique um protetor (por exemplo, petrolato) sobre os olhos e a pele depilada com um cotonete limpo para proteger os olhos e a pele depilada da secagem.
4. Coloque um pino estabilizador através da metáfise tibial.
   1. Aplique 5% de creme de lidocaína sobre a tíbia para anestesiar a área.
   2. Passe uma agulha hipodérmica estéril de 26 G, meia polegada, através da parte mais larga da porção proximal do osso tibial (ou seja, a metáfise tibial, também conhecida como cabeça tibial). Uma vez que o pino estabilizador esteja fixado, remova a porção plástica da agulha hipodérmica segurando a agulha com um hemostato estéril e dobrando a porção plástica até que ela se rompa.
5. Posicione o mouse para o treinamento DART ou ISOM.
   1. Coloque o rato em decúbito dorsal. Certifique-se de que o mouse ainda esteja firmemente conectado ao cone do nariz para manter a anestesia.
   2. Com um par de pinças de ponta estéril, alimente o pino tibial em um clipe de jacaré de metal (ver Tabela de Materiais), de modo que as extremidades do pino tibial sejam seguradas pela braçadeira de jacaré. Mova o braço ajustável da braçadeira de jacaré para garantir que o pé do mouse seja colocado na placa de pé do dispositivo DART.
   3. Prenda o pé do rato na placa de apoio do dispositivo DART com fita adesiva de laboratório.
   4. Coloque o pé do rato num ângulo de 90° em relação ao eixo longo do osso tibial do rato. Se colocada corretamente, a placa de pé será perpendicular à base acrílica (ou seja, o piso ou o que é considerado o plano horizontal).
   5. Apoiar a placa de pé na parada plantarflexão criada pela colocação de uma agulha hipodérmica longa de 18 G, 1,5 em 18 G, através dos orifícios pré-perfurados no transferidor do dispositivo DART (Figura 1).

4. Treinamento DART ou ISOM

1. Otimize a colocação do eletrodo colocando um eletrodo de estimulação elétrica bipolar, transcutânea e neuromuscular (EENM, ver Tabela de Materiais) na face inferolateral da articulação do joelho do rato (Figura 1B).
   1. Com pulsos únicos (1 Hz) de um estimulador elétrico de laboratório (ver Tabela de Materiais), estimular o ramo fibular do nervo ciático, que proporciona inervação motora aos músculos dorsiflexores do tornozelo (Figura 1B).
   2. Como o músculo tibial anterior (AT) é responsável por mais de 90% da força contrátil total produzida pelos músculos dorsiflexores do tornozelo³¹, observe a barriga e o tendão do músculo AT em busca de evidências de contrações de contração da contração eletricamente provocadas.
      NOTA: Uma ligeira proeminência óssea que corresponde ao osso da fíbula pode ajudar na colocação do eletrodo se o testador puder senti-lo através do eletrodo. Isso requer alguma prática e aprendizado por parte do testador para ter uma ideia da colocação ideal do eletrodo.
   3. Mova a parada de flexão plantar para o orifício no transferidor que corresponde a 20° de flexão plantar da posição em que o pé é ortogonal (90°) para a tíbia - esta é a posição na qual o torque contrátil máximo do músculo AT é tipicamente observado com base em relatos anteriores²¹. Isso pode ter que ser personalizado pelo usuário com base em fatores específicos dos camundongos que estão sendo estudados.
   4. Visualize o torque de contração com um dinamômetro de mouse ligando a placa de pé do dispositivo DART à placa de pé do dinamômetro — por exemplo, vincule a placa de pé do dispositivo DART a uma placa de pé de dinamômetro de tornozelo robótico personalizada com uma sutura de seda não elástica (semelhante à Figura 1A) e prenda a sutura à placa de pé do dinamômetro (consulte Tabela de materiais).
      NOTA: A placa de rodapé tem orifícios embutidos no design de impressão 3D. A colocação da sutura através do par de orifícios que estão na segunda fileira da ponta do dedo do pé coloca a sutura a ~20 mm do eixo de dorsiflexão/flexão plantar (Figura 1A, B). O dinamômetro já foi descrito em relatos anteriores 19,20,21,22.
2. Otimize a saída de tensão do estimulador NMES.
   1. Depois de otimizar a colocação do eletrodo, otimize a amplitude da saída de tensão do estimulador elétrico - isso é necessário para confinar a EENM ao nervo fibular comum e ao músculo AT e reduzir o risco de provocar cocontrações nos plantarflexores.
      NOTA: Se as co-contrações forem provocadas, elas podem ser visualizadas através da saída de torque do dinamômetro e também ser vistas na flexão plantar dos dedos dos pés.
3. Defina o estimulador NMES para treinamento DART ou ISOM.
   NOTA: As configurações a seguir podem ter que ser personalizadas pelo usuário com base em fatores específicos dos camundongos que estão sendo estudados e no objetivo dos estudos.
   1. Ajuste o estimulador para produzir trens de pulso repetidos com 125 Hz de frequência - essa frequência produz contrações tetânicas máximas fundidas sem transbordamento de EENM para outros grupos musculares em camundongos BLAJ²¹. Efetue este procedimento ajustando os mostradores para a frequência de pulso (125 Hz), a duração do comboio (500 ms) e os comboios por segundo (1 comboio/s) e ligando o interruptor de alternância para repetir comboios de impulso.
   2. Ajuste o estimulador para produzir trens de pulso com 500 ms de duração intercalados com 500 ms de descanso entre os trens de pulso.
   3. Mova a parada de flexão plantar para o orifício no transferidor que corresponde a 160° ao eixo longo da tíbia (flexão plantar de 70° do pé ortogonal para a tíbia). Esta é a posição para a qual o pé do rato BLAJ pode ser movido passivamente sem resistência dos tecidos moles²¹.
   4. Para DART, aplique uma resistência adequada contra a qual o músculo AT tem que trabalhar concêntrico - por exemplo, 5 g, como mostrado na Figura 1A, B; consulte a curva de calibração peso/torque no Arquivo Suplementar 1.
   5. Aplique resistência pendurando o peso com uma sutura de seda não elástica que esteja presa à placa de pé do dispositivo DART (Figura 1A, B).
   6. Ajuste a resistência - ou seja, aplique ~50% do máximo de uma repetição (1RM) (por exemplo, 5 g se o mouse puder levantar um peso máximo de 10 g com uma única contração), o que puxa o pé através de pelo menos metade da faixa ativa disponível de dorsiflexão.
   7. Realizar treinamento adequado de DART em camundongos designados para o grupo DART – por exemplo, realizar uma única sessão de treinamento DART, que envolve quatro séries de 10 repetições de contrações concêntricas com 2 minutos de descanso entre as séries, semelhante aos programas de treinamento de resistência progressiva usados em humanos³² (ver Vídeo Suplementar 1).
   8. Realizar treinamento ISOM adequado em camundongos designados para o grupo ISOM - por exemplo, realizar uma única sessão de treinamento ISOM, que envolve quatro séries de 10 repetições de contrações isométricas com 2 minutos de descanso entre as séries, semelhante ao DART (ver Vídeo Suplementar 2).
   9. Para o treinamento ISOM, coloque o pé do mouse a 160° do eixo longo da tíbia (flexão plantar de 70° do pé ortogonal à tíbia) e mantenha essa posição estática colando a sutura de seda na placa de pé do dinamômetro robótico.
      NOTA: Como a sutura não pode deslizar, a placa de pé do dispositivo DART não pode se mover para a dorsiflexão, restringindo assim os dorsiflexores a se contraírem isometricamente.

5. Cuidados pós-procedimento para camundongos

1. Tome precauções para manter a higiene adequada do membro posterior exercitado e reduzir a dor no local da agulha.
   1. Após o treinamento DART ou ISOM, revestir a porção visível do pino tibial com pomada antibiótica tripla (400 U/g de bacitracina, 3,5 mg/g de neomicina e 5000 U/g de polimixina-B, ver Tabela de Materiais) e, em seguida, retirar o pino cuidadosamente do lado medial da tíbia. Lave a pele sobre a coxa lateral e a parte superior da perna com iodopovidona e água estéril. Aplique creme de lidocaína a 5% sobre a tíbia para controlar a dor no local da agulha.
2. Permita que os ratos se recuperem da anestesia.
   1. Remova o rato do cone do nariz e deixe-o recuperar da anestesia numa gaiola de recuperação livre de cama. Forneça suporte térmico ao rato enquanto ele se recupera da anestesia, por exemplo, com uma almofada de aquecimento em gel isotérmico.
3. Devolva o rato à sua gaiola original depois de se recuperar completamente da anestesia. Em seguida, devolva a gaiola à instalação animal, onde os ratos do estudo são alojados até que os experimentos de acompanhamento sejam realizados. Monitore os ratos diariamente.

6. Coleta de tecidos

1. Colha o músculo TA do rato na sua totalidade e congele rapidamente para criopreservação seguindo os passos abaixo.
   1. Com base na(s) pergunta(s) de pesquisa, em um momento adequado após o treinamento (por exemplo, 3 dias após o DART ou ISOM), eutanasie os camundongos de acordo com os protocolos aprovados.
      NOTA: Para o presente estudo, camundongos foram eutanasiados por luxação cervical sob anestesia geral (isoflurano inalatório, 2%-5% para efeito). A toracotomia bilateral garantiu a morte.
   2. Dissecar os membros posteriores do rato para remover o músculo AT exercitado (esquerda) e o músculo AT não exercitado (direita). Pese os músculos colhidos. Em seguida, mergulhe cada músculo em óleo mineral para crioproteção e coloque o músculo em uma limpeza de laboratório limpa para apagar o excesso de óleo²¹.
2. Coloque o músculo em um pedaço de papel alumínio. Segure a borda da folha com um hemostato longo e mergulhe rapidamente a folha e o músculo em nitrogênio líquido contido em um recipiente de plástico adequado para congelar o músculo.
   1. Após cerca de 2 minutos de imersão em nitrogênio líquido, transfira o músculo congelado para frascos criogênicos marcados. Conservar os frascos para injetáveis num congelador de -80 °C até que seja necessário para estudos adicionais.

7. Estudos histológicos do tecido muscular

1. Prepare seções de criostato do músculo AT com 5 μm de espessura. Colete seções de criostato em lâminas de microscópio carregadas. Fixe as secções com acetona que é mantida fria a -30 °C e deixe as secções secarem ao ar.
2. Coloração das seções do tecido muscular com hematoxilina seguida de eosina (coloração H&E, ver Tabela de Materiais).
   1. Mergulhe as seções por 5 min em hematoxilina (mancha nuclear azul escura) em um vitral de vidro. Remova o excesso de hematoxilina enxaguando as seções com água da torneira até que não se veja mais rubor de água.
   2. Mergulhe as seções por 5 minutos em reagente azulado em um frasco de vidro. Aspirar o excesso de reagente de rubor das secções com uma pipeta de sucção de vidro.
   3. Mergulhe as seções por 5 min em eosina (mancha citoplasmática rosa) em um vitral de vidro. Remova o excesso de eosina mergulhando as seções rápida e repetidamente (~ 10 vezes) em etanol a 95% em um vitral de vidro.
   4. Deixe as seções secarem ao ar e prossiga para visualizar sob um microscópio de luz.
3. Prepare imagens em azulejo de alta resolução de seções transversais inteiras do músculo AT através de imagens de microscópio.
   NOTA: O usuário pode ter que personalizar as etapas de imagem e análise de imagem que se seguem com base em seu microscópio e software de aquisição e análise de imagem.
   1. Capture imagens digitais com a lente objetiva de 10x de um microscópio de luz e uma câmera digital montada no microscópio.
   2. Capture cerca de 15-20 imagens, movendo-se ao longo da seção transversal de cada músculo de uma maneira semelhante a uma grade, de modo que cada nova imagem se sobreponha ~ 25% com a imagem anterior.
      NOTA: Esse processo ajuda a capturar um conjunto de imagens que podem ser lado a lado digitalmente (também conhecido como costura de imagem) para criar uma imagem composta de alta resolução de toda a seção transversal do músculo TA (Figura 2).
   3. Salve imagens digitais no . Formato TIFF.
   4. Abra imagens digitais com software de processamento e análise de imagens adequado (consulte Tabela de Materiais).
   5. Mosaice ou costure imagens individuais em uma imagem composta de todo o músculo TA através das seguintes etapas: com todas as imagens individuais sobrepostas de cada músculo TA abertas no software, clique em Arquivo > Selecione Automatizar > Selecione Photomerge > Selecione Colagem > Selecione Adicionar Arquivos Abertos > Clique em OK.
   6. Quando uma nova imagem lado a lado/costurada do músculo TA for preparada e exibida, salve a imagem em . Formato TIFF para análises posteriores.
4. Quantifique o dano muscular por análise visual nas imagens em azulejo de todo o músculo AT com um software de análise de imagem adequado.
   1. No software de análise de imagens, selecione a função Measure no menu Analyze para delinear e medir a área de toda a seção transversal do músculo TA (Figura 2).
   2. No software de análise de imagens, selecione a função Medir no menu Analisar para delinear e medir as áreas de cada músculo AT que estão danificadas — ou seja, áreas que apresentam ruptura citoplasmática das fibras musculares, fibras musculares ausentes e infiltração de células inflamatórias²² (Figura 2).
   3. Expressar a soma da área total de dano em porcentagem de toda a área transversal do músculo AT (Figura 2, Tabela 2).

8. Análises estatísticas

1. Organize os dados conforme mostrado nas Tabelas 1-3 e realize testes T não pareados (se os testes de normalidade e variâncias homogêneas forem aprovados)³³ ou os testes de Mann-Whitney Rank Sum (se os testes de normalidade e variâncias homogêneas não forem aprovados)²¹ com software adequado (ver Tabela de Materiais).

Camundongos machos BLAJ, que tinham ~ 1,5 anos de idade, foram estudados. Os ratos BLAJ modelam a doença muscular humana, LGMD2B/R2. Esses camundongos são particularmente suscetíveis a danos musculares de início tardio decorrentes de um único ataque de contrações musculares excêntricas22,29. Os camundongos BLAJ foram, portanto, escolhidos para esses estudos para saber se o DART poderia ser realizado de maneira não prejudicial, ajustando precisamente a resistência contra a qual o músculo AT tem que trabalhar de maneira concêntrica e tendenciosa. Se fosse descoberto que o DART não era prejudicial aos camundongos BLAG, provavelmente seria útil como uma forma de treinamento de resistência não prejudicial, que poderia ser aplicado sozinho ou como adjuvante à medicina regenerativa, genética, farmacológica e outras intervenções.

As idades e os pesos dos camundongos BLAJ foram estreitamente pareados entre os grupos DART e ISOM (Tabela 1). No Dia 3 (~ 72 h), após uma única sessão de treinamento, o músculo TA exercitado teve baixos níveis de dano nos grupos DART e ISOM (<10% de área danificada) – isso contrasta com estudos anteriores21,22 da resposta de camundongos BLAJ a contrações musculares excêntricas, onde ~40% de fibras danificadas foram relatadas no Dia 3 (Figura 2, Tabela 2). Quando a área de dano muscular foi comparada entre os músculos AT exercitados dos grupos DART e ISOM, verificou-se que o grupo DART apresentou níveis mais baixos de dano muscular do que o grupo ISOM (Figura 2, Tabela 2). O torque tetânico máximo registrado no Dia 0 (linha de base) e no Dia 3 não foi estatisticamente diferente entre os grupos DART e ISOM (Tabela 3).

Figura 1: Fabricando o dispositivo DART e aplicando-o em um estudo de treinamento. (A,B) O dispositivo DART é baseado em um projeto de circuito de peso de polia de cabo, que é comum ao equipamento de treinamento de resistência projetado para seres humanos. (A) O dispositivo DART com um animal durante uma sessão de treinamento DART. (B) A placa do pé movendo-se para dorsiflexão durante uma contração concêntrica do músculo AT (seta verde curva, direita). A contração concêntrica faz com que a resistência de 5 g se mova verticalmente contra a gravidade (seta verde vertical, à esquerda). As contrações musculares foram provocadas com estimulação elétrica aplicada através de um eletrodo bipolar transcutâneo. (C) Vários componentes do dispositivo DART foram projetados com software de estereolitografia para gerar . STL, que podem ser abertos com software de fatiamento. Com o software de fatiamento, foram gerados arquivos G-CODE específicos para a impressora 3D e filamento utilizado. Os componentes impressos em 3D do dispositivo DART incluíam (C) carcaça para um rolamento de roda de baixo atrito 608, (D) uma torre para a carcaça do rolamento da roda, (E) uma placa de pé e (F) um eixo para conectar a placa de pé ao rolamento da roda. Os componentes impressos em 3D foram combinados e montados sobre uma base acrílica com cola e fixadores de parafuso, conforme descrito no texto e mostrado em (A). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Estudo histológico. Alterações histológicas no músculo AT no Dia 3 (A) pós-DART ou (B) pós-ISOM. As criosecções, com 5 μm de espessura, foram coradas com hematoxilina e eosina. Múltiplas imagens digitais sobrepostas foram capturadas e fundidas com software de imagem para gerar imagens em mosaico de alta resolução de toda a seção transversal do músculo AT. Os dados histológicos qualitativos indicaram que a extensão do dano muscular foi baixa nos grupos DART e ISOM, mas o dano muscular foi um pouco mais óbvio no grupo ISOM. As setas amarelas apontam para algumas das regiões danificadas nas seções transversais do músculo AT. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Tabela 1: Idades e pesos corporais dos camundongos. Os ratos BLAJ que foram estudados foram estreitamente pareados em idade e peso corporal, sem diferença significativa entre os grupos DART e ISOM. Por favor, clique aqui para baixar esta Tabela.

Tabela 2: Análise quantitativa do dano muscular AT. A extensão do dano muscular foi expressa como uma porcentagem da área total da secção transversal do músculo AT e analisada por um teste T. Tanto o treinamento DART quanto o ISOM resultaram em um baixo nível de dano muscular no Dia 3 quando comparados a estudos anteriores envolvendo um ataque semelhante de contrações excêntricas em camundongos BLAB. Embora a magnitude do dano muscular tenha sido pequena nos grupos DART e ISOM, a extensão do dano foi estatisticamente menor no grupo DART. Por favor, clique aqui para baixar esta Tabela.

Tabela 3: Dados de torque contrátil. O torque contrátil produzido pelos músculos dorsiflexores foi estudado com um dinamômetro robótico conectado ao dispositivo DART. Não houve diferença significativa entre os grupos DART e ISOM no torque tetânico basal máximo medido no dia do exercício (A, Dia 0) ou aos 3 dias após o exercício (B, Dia 3). Apesar da falta de evidências histológicas de dano muscular generalizado, um único ataque de DART e ISOM foi associado a um déficit de torque contrátil (~40%) no Dia 3. Por favor, clique aqui para baixar esta Tabela.

Vídeo Suplementar 1: Treinamento DART em camundongos. Clique aqui para baixar este vídeo.

Vídeo Suplementar 2: Treinamento ISOM em camundongos. Clique aqui para baixar este vídeo.

Arquivo Suplementar 1: Dados de calibração de peso para torque, curva e configuração. Clique aqui para baixar este arquivo.

Arquivos de codificação suplementares 1-4: Designs para os componentes do dispositivo DART. Clique aqui para baixar este arquivo.

Os autores não têm interesses financeiros concorrentes.