Microtensiometer para Visualização de Microscopia Confocal de Interfaces Dinâmicas

Summary

Este manuscrito descreve o desenho e o funcionamento de um microscópio microtensiômetro/confocal para fazer medições simultâneas de tensão interfacial e reologia dilatacional superficial enquanto visualiza a morfologia interfacial. Isso proporciona a construção em tempo real das relações estrutura-propriedade de interfaces importantes em tecnologia e fisiologia.

Abstract

A adsorção de moléculas ativas da superfície para interfaces fluido-fluido é onipresente na natureza. Caracterizar essas interfaces requer medir as taxas de adsorção de surfactantes, avaliar as tensões superficiais de equilíbrio em função da concentração de surfactante em massa e relacionar como a tensão superficial muda com as mudanças na área interfacial após o equilíbrio. A visualização simultânea da interface usando imagens de fluorescência com um microscópio confocal de alta velocidade permite a avaliação direta das relações estrutura-função. No microtensiometer de pressão capilar (CPM), uma bolha de ar hemisférica é fixada no final do capilar em um reservatório líquido de volume de 1 mL. A pressão capilar através da interface de bolha é controlada através de um controlador de fluxo microfluido comercial que permite pressão baseada em modelo, curvatura de bolhas ou controle de área de bolha com base na equação de Laplace. Em comparação com técnicas anteriores, como o cocho Langmuir e a queda do pingente, a precisão de medição e controle e o tempo de resposta são muito aprimorados; variações de pressão capilar podem ser aplicadas e controladas em milissegundos. A resposta dinâmica da interface de bolha é visualizada através de uma segunda lente óptica à medida que a bolha se expande e contrai. O contorno da bolha é adequado a um perfil circular para determinar o raio de curvatura da bolha, R, bem como quaisquer desvios de circularidade que invalidariam os resultados. A equação de Laplace é usada para determinar a tensão dinâmica da superfície da interface. Após o equilíbrio, pequenas oscilações de pressão podem ser impostas pela bomba microfluida controlada por computador para oscilar o raio da bolha (frequências de 0,001-100 ciclos/min) para determinar o módulo dilatational As dimensões gerais do sistema são suficientemente pequenas para que o microtensiômetro se encaixe sob a lente de um microscópio confocrática de alta velocidade permitindo que espécies químicas fluorescentes marcadas sejam rastreadas quantitativamente com resolução lateral.

Introduction

Interfaces ar-água cobertas por filmes surfactantes são onipresentes no cotidiano. As injeções de água surfactante são usadas para melhorar a recuperação de óleo de campos empobrecidos e são usadas como soluções de fraturamento hidráulico para gás de xisto e óleo. Espumas gás-líquido e emulsões líquido-líquidos são comuns a muitos processos industriais e científicos como lubrificantes e agentes de limpeza e são comuns em alimentos. Surfactantes e proteínas nas interfaces estabilizam as conformações de anticorpos durante a embalagem, armazenamento e administração 1,2,3,4,5, estabilidade do filme lacrimal no olho ^6,7,8 e mecânica pulmonar ^{9,10,11,12,13,14}, ^{15 anos}.

O estudo de agentes superanativos ou surfactantes que adsorvam interfaces e suas propriedades tem uma longa história com muitas técnicas experimentais diferentes 16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26,27 . Um desenvolvimento recente é o microtensiometer de pressão capilar (CPM), que permite o exame de propriedades interfaciais em interfaces altamente curvas, em escalas de comprimento muito menores, ao mesmo tempo em que utiliza significativamente menos materiais do que outros métodos comuns 9,23,24,25. A microscopia de fluorescência confocal (CFM) pode ser usada para estudar a morfologia de lipídios e proteínas nas interfaces ar-água no CPM²² ou nos cochos langmuir 20,26,27,28,29. Aqui, um CPM e CFM foram combinados para conectar fenômenos morfológicos a propriedades interfaciais dinâmicas e de equilíbrio para desenvolver relações estrutura-função para interfaces biológicas e tecnológicas.

Existem inúmeros parâmetros de importância em sistemas de surfactante interfacial acessíveis ao CPM-CFM. No CPM, uma bolha de ar de 30-200 μm de diâmetro é fixada na ponta de um tubo capilar de vidro. Nas versões anteriores do CPM, a diferença de pressão capilar entre o interior e o exterior da bolha foi controlada através de uma coluna de água e bomba de seringa oscilatória ^9,30 ; a nova versão descrita aqui substitui-as por uma bomba microfluidica de maior precisão, controlada por computador. A tensão superficial (γ) é determinada através da equação de Laplace, ΔP = 2γ/R, a partir da queda de pressão através da interface definida pela bomba, ΔP, e análise óptica do raio de curvatura da bolha, R. A tensão dinâmica da superfície da interface pode ser determinada com resolução de tempo de 10 ms após a geração de uma nova bolha em contato com um líquido a granel contendo um surfactante solúvel. A dinâmica de adsorção surfactante pode ser descrita pela clássica equação Ward-Tordai^10,31 para determinar propriedades essenciais do surfactante, incluindo a difusividade, a cobertura da superfície e a relação entre concentração a granel e tensão superficial de equilíbrio. Uma vez alcançada uma tensão superficial de equilíbrio, a área interfacial pode ser oscilada para medir o módulo dilatational, registrando as mudanças na tensão superficial, induzidas por pequenas mudanças na área da superfície da bolha, A³². Para interfaces mais complexas que desenvolvem suas próprias estruturas internas, como polímeros emaranhados ou proteínas, a tensão superficial, é substituída por um estresse superficial mais geral ^4,33, .

A estabilidade pulmonar durante a respiração pode estar diretamente ligada à manutenção de uma tensão superficial baixa e um módulo dilatational elevado na interface alveolar ar-líquido ^9,10. Todas as superfícies pulmonares internas são forradas com uma película contínua e espessa de fluido de revestimento epitelial para manter a hidratação tecidual³⁴. Este fluido de forro epitelial é principalmente água, com sais e várias outras proteínas, enzimas, açúcares e surfactante pulmonar. Como é o caso de qualquer interface curva de vapor líquido, uma pressão capilar é induzida com a pressão maior no interior do alvéolo (ou bolha). No entanto, se a tensão da superfície era constante em todos os lugares dentro dos pulmões, a equação de Laplace, ΔP = 2γ/R, mostra que alvéolos menores teriam uma pressão interna maior em relação aos alvéolos maiores, forçando o conteúdo gasoso dos alvéolos menores a fluir para alvéolos de menor pressão. Isso é conhecido como "Instabilidade Laplace"^9,35. O resultado líquido é que os menores alvéolos entrariam em colapso e seriam preenchidos com líquido e se tornariam difíceis de reinflar causando o colapso de parte do pulmão, e outras partes inflariam demais, ambas sintomas típicos da síndrome do sofrimento respiratório agudo (ARDS). No entanto, em um pulmão em funcionamento adequado, a tensão da superfície muda dinamicamente à medida que a interface do fluido ar-epitelial na área interfacial alveolus se expande e contrai durante a respiração. Se , ou , a pressão de Laplace diminuir com o raio decrescente e aumenta com o raio crescente de modo a eliminar a instabilidade de Laplace, estabilizando assim o pulmão⁹. Assim, e como depende da frequência, da morfologia e composição da monocameira, e da composição do fluido alveolar pode ser essencial para a estabilidade pulmonar. O CPM-CFM também forneceu as primeiras demonstrações dos efeitos da curvatura interfacial na adsorção^{surfactante 25}, morfologia monocamadas²² e módulo dilatational⁹. O pequeno volume (~1 mL) do reservatório no CPM permite a rápida introdução, remoção ou troca da fase líquida e minimiza a quantidade necessária de proteínas caras ou surfactantes¹⁰.

O contraste em uma imagem CPM-CFM deve-se à distribuição de pequenas frações de lipídios ou proteínas fluorescentes na interface^16,27. Monocamadas surfactantes bidimensionais geralmente exibem separação de fase lateral em função da tensão superficial ou pressão da superfície, π é a diferença entre a tensão superficial de uma interface fluido-fluido limpo, γ₀, e uma interface coberta de surfactante, γ. π pode ser pensado como a "pressão" 2D causada pelas interações de moléculas surfactantes na interface que age para diminuir a superfície de tensão pura. Em baixas pressões superficiais, as monocamadas lipídicas estão em um estado desorganizado semelhante a líquido; isso é conhecido como a fase expandida líquida (LE). À medida que a pressão superficial aumenta e a área por molécula lipídica diminui, os lipídios se orientam entre si e podem passar por uma transição de fase de primeira ordem para a fase^condensada líquida de longo alcance (LC) fase ^16,20,27. As fases LE e LC podem coexistir em várias pressões superficiais e podem ser visualizadas à medida que lipídios marcados fluorescentes são excluídos da fase LC e segregados à fase LE. Assim, a fase LE é brilhante e a fase LC é escura quando imagens com CFM¹⁶.

O objetivo deste manuscrito é descrever os passos necessários para construir e operar o microtensiometer de microscópio confocal combinado. Isso permitirá ao leitor realizar estudos de adsorção, medir a tensão superficial, o comportamento reológico e examinar a morfologia interfacial simultaneamente em uma interface de ar/água/água em escala de míccro ou óleo/água. Isso inclui uma discussão sobre como puxar, cortar e hidrofobizar os capilares necessários, instruções para o uso de modos de controle de pressão, curvatura e área de superfície, e transferência interfacial de surfactante insolúvel para a interface curva do microtensiometer.

Protocol

1. Preparação de tubos capilares

1. Coloque o capilar em um puxador capilar e execute o programa de puxar desejado para fazer dois capilares afilados com um diâmetro externo (OD) de ~1 μm na ponta.
   NOTA: O OD do capilar antes de puxar deve ser o OD especificado para caber no suporte capilar na célula microtensiômetro. O diâmetro interno (ID) do capilar pode variar, mas afetará o raio crítico do capilar após a puxar. Um programa de puxar é escolhido para que o taper resultante inicialmente reduza o OD capilar e o ID rapidamente, em seguida, atinge um raio perto do desejado capilar OD e ID, e, em seguida, reduz o diâmetro mais lentamente. Isso criará um comprimento capilar maior que pode ser pontuado para produzir um capilar utilizável de 30-100 μm em ID.
2. Marque a ponta do capilar no local desejado para obter um ID de 30-100 μm e quebrar a ponta. O capilar agora terá um OD e Y do raio desejado na ponta (Figura 1A). Os capilares podem ser armazenados até o passo 2.
   NOTA: A borda cortada do capilar deve ser uma ruptura limpa de 90°. Qualquer defeito na borda de corte levará a uma má fixação da bolha nas medidas capilares e ruins da propriedade superficial. Pontas capilares cilarias são muito delicadas. Eles serão destruídos se entrarem em contato com qualquer outra coisa que não as soluções (por exemplo, paredes de frasco, bico de ar).

2. Hidrofobização de capilares

1. Reúna capilares de vidro puxados, solução de limpeza de ácido, pinça plástica, água desionizada (DI), solução de hidrofobização (2% de silano no etanol), bomba de vácuo e solução de etanol. Consulte Tabela de Materiais para obter detalhes.
   ATENÇÃO: A solução de limpeza de ácido é acutly tóxica, causa corrosão/irritação da pele e dos olhos, é oxidante. A solução de hidrofobização é um irritante de pele/olho/respiratório. Use proteção ocular, jalecos e luvas e trabalhe com soluções em um capô de fumaça.
2. Limpe o capilar
   NOTA: A limpeza ácida do capilar remove quaisquer resíduos orgânicos dentro do capilar e prepara a superfície de vidro para a reação de silanização que torna o hidrofóbico capilar.
   1. Pegue um capilar firmemente perto de sua extremidade larga com a pinça.
   2. Mergulhe a ponta afilada na solução de limpeza de ácido enquanto prende a mangueira da bomba de vácuo à extremidade larga do capilar. Isso vai sugar a solução para o capilar.
      NOTA: Uma ponta de pipeta pode ser anexada à extremidade da mangueira capilar para permitir um melhor ajuste com a extremidade capilar.
   3. Pare quando a solução de limpeza de ácido tiver preenchido cerca de metade do capilar.
      NOTA: Após a remoção da ponta capilar da solução de limpeza ácida, a solução no exterior do capilar muitas vezes forma uma pérola perto da ponta capilar. Toque suavemente o capilar no pescoço do frasco de solução para remover o excesso de solução.
   4. Permita que a solução de limpeza de ácido permaneça nos capilares por pelo menos 30 minutos, garantindo que o plugue do líquido permaneça na extremidade afilada do capilar.
   5. Remova a solução de limpeza de ácido do capilar, segurando firmemente o capilar com a pinça e usando a mangueira de vácuo para retirar o líquido da extremidade grande do capilar.
3. Enxágüe o capilar
   1. Submergir a extremidade cila círada do capilar em água DI garantindo que ela esteja submersa o suficiente para cobrir qualquer exterior que tenha sido submerso na solução de limpeza de ácido. Enquanto a ponta estiver submersa, use a mangueira de vácuo para puxar a água DI através do capilar. Retire o capilar da água e remova a água restante com a mangueira de vácuo.
   2. Repita o passo acima pelo menos 4x.
4. Realizar a etapa 2.3 novamente substituindo o etanol por água DI.
5. Aplique a sucção continuamente até que o etanol evapore completamente do interior do capilar. O capilar ficará nublado e frio ao tocar à medida que o etanol começa a evaporar, mas vai limpar depois dos 30 a 45 s.
6. Cubra o capilar com a solução de hidrofobização
   1. Mergulhe brevemente a extremidade larga do capilar no silano de ~2% na solução de etanol. A ação capilar fará com que a solução de revestimento suba dentro do capilar. Remova o capilar da solução uma vez que um plugue de tamanho de ~1 cm tenha aumentado dentro do capilar.
   2. Oriente o capilar para que a ponta afilada fique voltada para baixo, permitindo que a solução de revestimento caia com gravidade em direção à ponta afilada.
   3. Deixe que a solução de revestimento permaneça no capilar por pelo menos 3 minutos.
      NOTA: Não deve haver bolhas de ar no plugue da solução de revestimento que esteja em contato com o interior da ponta afilada. Se houver uma bolha de ar, então o interior capilar provavelmente não secou suficientemente na etapa 2.5. Para remediar isso, repita as etapas 2.4-2.6 conforme necessário.
7. Enxágüe os capilares com etanol 1x da mesma forma que o passo 2.3.
8. Coloque o revestimento hidrofóbico no capilar
   1. Coloque frascos de cintilação limpos e secos em um forno a vácuo definido para 120 °C. Coloque capilares revestidos nos frascos (idealmente um capil por frasco) com extremidades largas apoiadas na base do frasco. Permita que os capilares permaneçam no forno por pelo menos 6h (pernoite preferido) para alcançar a ligação permanente da camada de silano hidrofóbico com os capilares. Os capilares podem ser armazenados até o passo 4.

3. Preparação e armazenamento de amostras

1. Misture e armazene soluções de surfactante e fluorforeiro em frascos limpos lavados com ácido para evitar contaminação.
   NOTA: Os lipídios disponíveis comercialmente devem ser da maior pureza e armazenados entre o uso a - 20 °C. Lipídios velhos ou contaminados muitas vezes causam dificuldades de reprodução de resultados.

4. Configuração do microtensiômetro

1. Monte a célula CPM conforme descrito na Figura 2.
   1. Coloque o lado grande do capilar na parte superior da célula CPM até que ele empurre para a parte inferior da célula.
   2. Aperte suavemente o plugue PEEK para fixar o capilar e, em seguida, conecte o tubo da bomba microfluidica ao lado grande do capilar. Tenha cuidado para não tocar na ponta capilar afilada.
2. Conforme necessário, conecte as mangueiras de troca e/ou controle de temperatura das respectivas entradas e saídas na célula CPM (Figura 2); caso contrário, conecte as entradas e tomadas nãousadas.
3. Conecte a célula CPM ao estágio do microscópio confocal, alinhando-a aproximadamente com o objetivo cfm, câmera CPM e fonte de luz CPM (Figura 3).
4. Abra o fluxo de gás para a bomba microfluida na pressão de operação recomendada da bomba (150 mbar para a bomba microfluida usada aqui) e garanta que o fluxo para o capilar esteja aberto.
5. Comece a executar a interface virtual CPM (Arquivo de Codificação Suplementar 1: Microtensiometer Virtual Interface.vi) no modo controle de pressão com a frequência de oscilação de pressão capilar e amplitude definida para zero (Figura 4-7). A Figura 4 mostra uma captura de tela da interface virtual. Para água DI e um raio capilar de ~35 μm, uma pressão de ~20 mbar garante que nenhuma água entre no capilar.
6. Encha a célula CPM com água usando uma pipeta.
7. Concentre-se na ponta capilar usando a câmera microtensiometer.
8. Concentre-se na ponta capilar com o CFM. Se houver dificuldade em encontrar o capilar, use a câmera CPM para encontrar o objetivo do CFM. Isso ajudará a aproximar a distância entre o objetivo do CFM e a bolha, alcançando a distância de trabalho correta.
9. Depois que o anulus (projeção do setor verde) estiver centrado na bolha, ajuste manualmente o foco para que a borda da bolha possa ser vista claramente (Figura 4-3).
   NOTA: A posição, o ângulo de partida e a extremidade e os raios internos e externos do anulo podem ser ajustados através do menu abaixo da janela de exibição.
10. Clique em Reset Bubble e certifique-se de que uma nova bolha seja formada (será possível ouvir o velho estouro de bolha, e a nova bolha será observável da janela de visualização do painel de controle; Figura 4-3). Se a bolha não estourar, aumente a pressão de reset ou aumente o tempo de atraso de reset na guia Redefinir bolhas abaixo da janela de visualização. Verifique se a tensão superficial está em torno de 73 mN/m (para bolhas salinas ou de água/ar) (Figura 4-9).
11. Tire a água através da seringa direta à célula (Figura 3-13), esvazie-a e recoloque-a. A amostra está pronta para carregar para executar o experimento.

5. Estudo de adsorção

1. Encha a célula com a amostra desejada usando uma pipeta autoclaved mantendo o software CPM no modo controle de pressão . Certifique-se de que a tensão inicial da superfície está em torno de 73 mN/m quando uma nova interface de bolha é criada.
2. Determine o raio da bolha recém-formada e a entrada que valorizem o controle da área central (Figura 4-7) e altere o tipo de controle para o controle da área clicando na guia Controle de área (Figura 4-8).
   NOTA: O controle constante de pressão também pode ser usado, mas isso faz com que o raio da bolha mude continuamente à medida que a tensão superficial da interface muda. Essa mudança de área pode complicar a análise das taxas de adsorção de surfactantes e fazer com que a bolha estoure durante o estudo.
3. Comece a gravar o vídeo confocal.
4. Clique em Reset Bubble (Figura 4-5) e clique imediatamente em Coletar Dados (Figura 4-6). A luz de sinalização no botão ficará verde.
5. Ajuste a taxa de registro de dados de acordo com a concentração da amostra deslizando a barra mostrada na Figura 4-6. Para adsorções mais lentas, use uma taxa de gravação mais lenta. Isso pode ser ajustado no meio de uma corrida se uma taxa de gravação mais alta for desejada no início, mas uma taxa mais lenta é preferível para estudos longos, a fim de reduzir o tamanho do arquivo.
6. Após o término do experimento (quando um platô de tensão de superfície final foi atingido), salve o arquivo escolhendo o caminho correto do arquivo (Figura 4-1) e clicando no botão Salvar (Figura 4-2).
7. Pare e salve a gravação no CFM também.

6. Estudo de oscilação/relaxamento

1. Encha a célula com a amostra usando uma pipeta autoclaved mantendo o software CPM no modo controle de pressão . Certifique-se de que a tensão da superfície está em torno de 73 mN/m quando uma nova interface de bolha é criada.
2. Aguarde até que a amostra seja totalmente adsorvida à interface. Isso pode ser realizado diretamente após um estudo de adsorção em vez de começar de novo com uma nova interface de bolha.
3. Decida se a oscilação será uma oscilação de pressão, oscilação de área ou oscilação de curvatura selecionando a guia apropriada (Figura 4-8) e digitando o valor de linha de base desejada, oscilação% e frequência de oscilação (Figura 4-7).
   NOTA: As oscilações da área de onda detomó, quadrada e triangular também estão acessíveis a partir do menu suspenso na guia Oscilação de Outras Áreas .
4. Inicie a gravação do vídeo confocal e clique em Coletar dados (Figura 4-6) no software CPM.
5. Comece a oscilação. Certifique-se de registrar pelo menos sete ciclos para melhores resultados. Escolha uma taxa de aquisição de dados (Figura 4-6) para dar um número adequado de pontos de dados para cada ciclo de oscilação.
6. Se forem desejadas outras amplitudes de oscilação ou frequências, altere os valores durante o experimento.
7. Guarde os resultados como nas etapas 5.6 e 5.7.

7. Estudo de troca de solventes

1. Encha a célula com a amostra usando uma pipeta autoclaved mantendo o software CPM no modo de controle de pressão. Certifique-se de que a tensão da superfície está em torno de 73 mN/m, quando uma nova interface de bolha é criada.
   NOTA: Estudos de adsorção e/ou oscilação podem ser realizados antes do estudo de troca de solventes.
2. Conecte o tubo de entrada com a garrafa da solução de troca desejada (Figura 3-11) à bomba peristáltica (Figura 3-10).
3. Inicie a gravação do vídeo no software confocal e clique em Coletar dados (Figura 4-6) no software CPM.
4. Defina a velocidade da bomba peristáltica. Isso controlará a taxa de troca de fluidos e deve ser escolhido com base nos requisitos para o experimento, ou seja, quão rápido o solvente precisa ser trocado.
5. Se vários fluidos precisarem ser trocados, pare a bomba peristáltica e conecte a entrada a outra solução de troca.
6. Após o término da troca (~20 min), guarde os resultados como na etapa 5.6 e 5.7.

8. Adsorção de surfactante insolúvel

NOTA: Se o surfactante a ser adsorvido não for solúvel no líquido do reservatório, este método pode ser usado para transferir uma monocamada da interface ar/água da célula para a superfície da bolha. Muitas bicamadas que formam lipídios são quase insolúveis em solução salina e não absorvem espontaneamente a bolha quando suspensas na solução do reservatório.

1. Encha a célula com a amostra usando uma pipeta autoclaved mantendo o software CPM no modo controle de pressão . Certifique-se de que a tensão da superfície está em torno de 73 mN/m, quando uma nova interface de bolha é criada.
2. Deposite uma monocamada de surfactante insolúvel na interface ar-água da célula a partir de uma solução em uma solução orgânica volátil. Usando uma seringa, deposite pequenas gotículas na interface e permita que o solvente evapore deixando o lipídio para trás como um filme fino.
   ATENÇÃO: O clorofórmio é usado como solvente para fosfolipídios como fosfattidylcholinas e ácidos graxos. As soluções de disseminação são geralmente 0,01-0,02 mg de lipídio por mL do solvente. O clorofórmio é agudamente tóxico, pode causar irritação na pele e nos olhos, e é cancerígeno. Use proteção ocular adequada, jaleco e luvas e faça a solução em um capô de fumaça.
3. Diminua a área da superfície através do controle de pressão da linha central (Figura 4-7) da bolha até que ela esteja quase plana. Isso evita que a bolha apareça depois que o surfactante tenha adsorte.
4. Remova o líquido do reservatório da célula através da seringa direta à célula até que a interface ar/água passe pela ponta do capilar. Enquanto uma bomba de seringa pode ser usada, esta etapa pode ser alcançada usando manualmente a seringa.
5. Aumente a altura líquida do reservatório para o nível inicial.
   NOTA: Depois que a ponta for resubssumida, a bolha será maior devido ao surfactante que agora é adsorvida na interface. A monocamadas estará agora pronta para experimentos de oscilação ou troca de solventes.

9. Limpar

1. Desligue o CFM.
2. Mude para o modo controle de pressão .
3. Remova a amostra da célula usando uma pipeta. Carregue a célula com água DI e apareçam a pressão para ~50 mbar para fazer com que as bolhas escapem constantemente da capilaridade e limpem a ponta capilar. Repita este processo em 2x.
4. Feche a válvula de segurança e desligue o CPM clicando no botão vermelho no canto superior esquerdo, desligue a luz e o painel de controle de pressão azul e feche a fonte de pressão.
5. Remova a célula do estágio do microscópio confocal. Enxágüe a célula com etanol e água DI. Remova o tubo capilar da célula CPM.

10. Limpeza da célula

1. Desmonte a cela. Escove a parede interna com uma escova de dentes enquanto enxagua em água DI. Submergir as peças no etanol e sonicá-la por ~30 min.
2. Enxágüe todas as peças com água DI algumas vezes. Seque as peças soprando-as com gás nitrogênio ou secando-as dentro de um forno a vácuo.

11. Análise de oscilação

1. Execute o código Dilatational_Rheology_Analysis.m (Arquivo de Codificação Suplementar 2), escolhendo o arquivo desejado salvo da interface virtual CPM. Os dados da amostra estão incluídos nos arquivos suplementares.
2. O gráfico de pressão versus tempo aparecerá como mostrado na Figura Suplementar 1. Clique à esquerda no ponto onde a oscilação começa e clique à esquerda novamente onde a oscilação termina. Se os dados contiverem múltiplas oscilações, repita este processo para todas as oscilações.
   1. Quando todos os pontos de partida e final tiverem sido clicados à esquerda, clique à direita no mouse em qualquer lugar. Por exemplo, como mostrado na Figura Suplementar 1, pode-se deixar o clique nos pontos 1, 2, 3 e 4, seguido por um clique à direita.
      NOTA: O código calculará o módulo dilatational e o ângulo de fase e os resultados serão escritos em um novo arquivo .csv no local do arquivo original. Os resultados dos dados da amostra podem ser vistos nos resultados do código fornecidos no Arquivo de Codificação Suplementar 2. O MATLAB também gerará várias representações gráficas dos dados, conforme mostrado na Figura Suplementar 2.

Results

Uma das principais fontes de erro de medição surge dos capilares que possuem defeitos, seja do processo de corte (Figura 5A,B) ou do processo de revestimento (Figura 5D). Ambos os tipos de defeitos levam a erros na determinação da forma e tamanho da bolha pelo sistema óptico de análise de imagens, levando a valores imprecisos de tensão superficial. É importante examinar cuidadosamente cada novo capilar depois de ser puxado e revestido sob o micr...

Discussion

O CPM/CFM combinado é uma poderosa ferramenta para examinar dinâmicas interfaciais, equilíbrio e morfologia. Este protocolo descreve as etapas necessárias para a obtenção de dados com CPM/CFM.

A Figura 2 mostra o design celular com canais para a troca capilar, solvente e de calor indicada. A entrada para troca de solventes deve estar na parte inferior da célula, enquanto a tomada deve estar na parte superior, permitindo que a célula não transborda durante a troca....

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Tubulação Tygon de 1,5 O.D. Tubulação	Fischer Scientific
A1RHD Microscópio confocal vertical multifotônico	Microscópio Confocal	Nikon
Solução			Ácido sulfúrico e Alnochromix diluídos em água 50% em volume, espere até que estejam claros antes de diluir
Alnochromix	Alconox	2510	Misturado com ácido sulfúrico para embalagem instrução e diluído para fazer solução de limpeza ácida
Cortador de vidro cerâmico	Sutter Instruments
Clorofórmio	Sigma-Aldrich	650471	HPLC Plus
Curosurf	Chiesi		Surfactante Pulmonar
Di Água			18.5 MΩ - cm
Etanol	qualquer		prova 200 usado para hidrofobização, desnaturado usado para limpeza
Iluminador de fibra óptica Fiber-Lite Modelo 190	Dolan-Jenner Industries Inc.	281900100	Fonte de luz; outras fontes de luz também devem funcionar Flow
EZ F69 mbar w/Link Module	Fluigent	LU-FEZ-0069	Bomba Microfluídica
Fluigent SDK VIs	Fluigent		Necessário para Interface Virtual CPM
		fluoroelastômero	Usinado a partir de chapa Viton de 1 mm de espessura, Veja a figura 3
Filtro de gás	Norgren	F07-100-A3TG	Colocado entre a bomba microfluídica e o regulador de pressão
Regulador de gás	Norgren	10R0400R	Reduz a pressão da fonte para a faixa da bomba, conectada à faixa do filtro de gás 2-120 psi
Vidro Capilar	Sutter Instruments	B150-86-10	Vidro de borossilicato O.D. 1.5 mm I.D. 0.86 mm
Vidro Deslize	qualquer		75 mm x 25 mm
	Hamilton	84878	25 μ L seringa de vidro
Agente hidrofobizante	Sigma-Aldrich	667420	1H,1H,2H,2H-Perfluoro-octiltrietoxissilano 98%, outro trietoxissilano hidrofóbico pode ser substituído
Surfactante insolúvel	Avanti	850355C-200mg	16:0 DPPC em clorofórmio
Software LabVIEW National	Instruments		2017
Filtro Longpass	ThorLabs	FEL0650	Filtro Longpass de 650 nm, comprimento de onda deve remover a excitação da frequência do lazer
Lyso-PC	Avanti	855675P	16:0 Lyso PC 1-palmitoil-2-hidroxi-sn-glicero-3-fosfocolina
Masterflex L/S sistema de bomba de consola analógica de velocidade variável w/  Cabeçote de bomba Easy-Load II	Masterflex	HV-77916-20	Bomba peristáltica
MATLAB	Mathworks		R2019
Extrator de micropipeta P-1000	Sutter Instruments		Extrator capilar
Célula de microtensiômetro e célula de suporte			usinada em PEEK, suporte usinado em alumínio, consulte as figuras 3 e 4
Objetiva do microtensiômetro	Nikon		Fluor 20x/0.50W DIC M/N2 ∞/0 WD 2.0 mm
NI Vision Development Module	National Instruments		Required for CPM virtual Interface
PEEK finger tight fittings	IDEX	F-120x	10-32 Coned Ports
PEEK plug	IDEX	P-551	10-31 Coned Ports
pippette tips	Eppendorf	22492225	100 μ L - 1000 μ L,
Fórceps de Plástico	Thermo Scientific	6320-0010
Seringa de Plástico	Fischer Scientific	14-955-459	10 mL
Peças de encanamento	Válvulas de 3 vias Fischer Scientific e outras peças de encanamento para conectar a tubulação.
Pesquisa Plus 1 canal 100μ L– 1000 μ L	Eppendorf	3123000063	Micro pipetter
Ácido Sulfúrico	qualquer		Usado para solução de limpeza ácida
T Plan SLWD 20x/0.30 OFN25 WD 30 mm	Objetiva de Microscópio Confocal	Nikon
Texas Red DHPE triethylammonim salt	Thermo Fischer Scientific	1395MP	Bomba de Vácuo Fluoróforo
	Gast	DOA-P704-AA