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Artigo de método

Edição Eficiente do Genoma de Camundongos por Eletroporação CRISPR de Zigotos

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DOI:

10.3791/64302

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16 de dezembro de 2022

 , 
1Department of Biomedical Sciences, School of Veterinary Medicine, The University of Pennsylvania

Neste artigo

Resumo

Aqui, descrevemos uma técnica simples destinada à geração eficiente de camundongos geneticamente modificados chamada CRISPR RNP Electroporation of Zygotes (CRISPR-EZ). Este método fornece reagentes de edição por eletroporação em embriões a uma eficiência próxima de 100%. Este protocolo é eficaz para mutações pontuais, pequenas inserções genômicas e deleções em embriões de mamíferos.

Resumo

Com eficiência, precisão e facilidade excepcionais, o sistema CRISPR/Cas9 melhorou significativamente a edição do genoma em experimentos de cultura de células e animais de laboratório. Ao gerar modelos animais, a eletroporação de zigotos oferece maior eficiência, simplicidade, custo e rendimento como uma alternativa ao método padrão-ouro de microinjeção. A eletroporação também é mais suave, com maior viabilidade, e fornece de forma confiável as ribonucleoproteínas (RNPs) Cas9/RNA de guia única (sgRNA) nos zigotos de linhagens comuns de camundongos de laboratório (por exemplo, C57BL/6J e C57BL/6N) que se aproximam de 100% de eficiência de entrega. Esta técnica permite a inserção/deleção (indels) mutações, mutações pontuais, a deleção de genes inteiros ou éxons, e pequenas inserções na faixa de 100-200 pb para inserir LoxP ou tags curtas como FLAG, HA ou V5. Embora constantemente aprimorados, aqui apresentamos o estado atual do CRISPR-EZ em um protocolo que inclui a produção de sgRNA através da transcrição in vitro, processamento embrionário , montagem de RNP, eletroporação e genotipagem de embriões pré-implantação. Um pesquisador de nível de pós-graduação com experiência mínima na manipulação de embriões pode obter embriões geneticamente editados em menos de 1 semana usando este protocolo. Aqui, oferecemos um método simples, de baixo custo, eficiente e de alta capacidade que pode ser usado com embriões de camundongos.

Introdução

A edição do genoma em camundongos vivos foi consideravelmente simplificada e tornou-se acessível e mais acessível desde o surgimento da edição CRISPR 1,2,3. Tentativas iniciais de edição animal utilizaram microinjeção para entregar mRNA/sgRNA CRISPR Cas9 em embriões em estágio pronuclear 4,5,6. Embora a microinjeção seja bastante eficaz, a quantidade de prática necessária para dominá-la totalmente pode não ser apropriada para estagiários e estudantes e também requer equipamentos caros que um laboratório modestamente financiado não pode pagar. A microinjeção é normalmente realizada por técnicos especializados em instalações transgênicas com horários e preços de serviços que limitam a taxa para muitos pesquisadores. Uma abordagem mais acessível é a da eletroporação, que tem se mostrado bastante eficaz para a entrega de mRNA/sgRNA CRISPR Cas9 em embriões em estágio pronuclear7. Outras melhorias nas estratégias de edição e entrega do genoma CRISPR sugeriram que RNPs pré-montados já envolvidos com sgRNAs podem ser um meio eficaz para reduzir o mosaicismo8.

A lógica por trás do desenvolvimento e uso deste protocolo foi ignorar muitas das limitações e obstáculos associados à microinjeção. Como o nome indica, um método fácil, interno e econômico que pudesse determinar rapidamente se os projetos de sgRNA não testados valeriam a pena usar durante um experimento de microinjeção seria uma etapa de controle de qualidade de primeira passagem muito conveniente (Figura 1). Embora esse método não possa substituir a microinjeção por estratégias mais complexas, como a introdução de longas sequências de DNA de doadores para resultados baseados em recombinação, é ideal para estratégias menos complexas, como pequenas deleções ou inserções e genes de marcação. Este método é apropriado para pesquisadores com habilidades básicas de manipulação de embriões que têm necessidades simples de edição, gostariam de testar sua hipótese dentro do período de tempo de desenvolvimento pré-implantacional ou preferem testar sgRNAs em embriões antes de agendar uma consulta com um especialista em microinjeção. Aqui, os reagentes de edição são entregues transitoriamente em embriões de estágio pronuclear como RNPs Cas9/sgRNA via eletroporação (uma série de pulsos elétricos) para maximizar a eficiência enquanto diminui o mosaicismo8. Usando um método de genotipagem embrionária, os resultados da edição estão disponíveis em aproximadamente 1 semana9, reduzindo assim a necessidade de várias aplicações de microinjeção a um custo significativamente reduzido.

A eficácia desse método atinge o pico no estágio embrionário pró-nuclear, quando o embrião ainda não fundiu os pronúcleos materno e paterno ou entrou na fase S (Figura 2). A superovulação é usada para maximizar o número de zigotos, mas produz zigotos pró-nucleares e óvulos não fertilizados. Zigotos saudáveis também podem ser pré-selecionados antes da eletroporação para aumentar a eficiência geral. Como outros protocolos de eletroporação têm editado zigotos de forma eficiente sem a necessidade de incluir uma etapa semelhante7,10,11,12,13,14,15, uma etapa opcional deste protocolo é a ligeira erosão da zona pelúcida (ZP). A ZP é uma camada de glicoproteína que auxilia a ligação dos espermatozoides, a resposta do acrossoma e a fertilização em torno de embriões em estágio pró-nuclear. Em nossa experiência, descobrimos que uma erosão suave à base de ácido do ZP fornece entrega confiável de eletroporação de RNP Cas9 com apenas um impacto marginal na viabilidade.

Observamos taxas de entrega de RNP de até 100% de eficiência via eletroporação em cepas de camundongos que são comumente utilizadas em pesquisas como C57BL/6J e C57BL/6N 9,16. Grupos independentes também desenvolveram procedimentos baseados em eletroporação com eficiências maiores ou correspondentes à microinjeção 11,12,13,14,15,17, com protocolos de eletroporação funcionando bem em ratos 18,19, suínos 20,21,22 e vacas 23 , por isso, sugerimos que os leitores comparem os protocolos para encontrar as condições que melhor se adequam às suas necessidades experimentais e de equipamento. O sistema descrito aqui usa materiais e equipamentos comuns, exigindo apenas habilidades básicas de manipulação de embriões. Esta técnica é eficaz para uma série de estratégias de edição, tornando este método amplamente acessível à comunidade de pesquisa.

Projetar RNAs de guia pequeno ideais (sgRNAs) é essencial para uma edição eficiente. Recomendamos o rastreamento de duas a três estratégias de sgRNA por local-alvo diretamente em embriões de camundongos, especialmente se a geração de linhagem de camundongo for desejada. Uma vez projetados, métodos livres de clonagem, como a transcrição in vitro (IVT) para produzir sgRNAs de alta qualidade, são recomendados3. Os RNPs e sgRNAs são misturados com 30-50 embriões processados em estágio pronuclear e expostos a uma série de pulsos elétricos para primeiro permeabilizar temporariamente o ZP e a membrana celular, com pulsos subsequentes para manter os poros abertos e eletroforese os RNPs através do zigoto24. Após otimização, descobrimos que seis pulsos de 3 ms a 30 V para embriões a granel (~50) foram ótimos para a eficácia e viabilidade da edição, proporcionando uma entrega de RNP Cas9/sgRNA altamente eficiente 9,16,25. Eventos de edição em morula de camundongo individual podem ser confirmados usando uma variedade de estratégias de validação comuns para edição CRISPR, como polimorfismo de comprimento de fragmento de restrição (RFLP), digestão de endonuclease T7 e sequenciamento de Sanger da região de interesse26.

O método atual é mais apropriado para esquemas de edição simples (Figura 3), como inserção/exclusão (indels), exclusões de tamanho exonário na ordem de 500-2000 pb e a entrega de mutações pontuais e pequenas inserções, como tags C- ou N-Terminal (por exemplo, FLAG, HA ou V5)9,16,27. O potencial para a edição complexa do genoma, como grandes inserções de tags fluorescentes ou alelos condicionais, permanece incerto e é o foco atual das próximas melhorias.

Este método é facilmente dominado e pode ser usado para testar rapidamente sgRNAs em embriões de camundongos cultivados em 1 semana9 (Figura 1). Apresentado neste trabalho é um protocolo de seis etapas, que inclui 1) desenho de sgRNA; 2) síntese de sgRNA; 3) superovulação e acasalamento; 4) cultura, coleta e processamento de embriões; 5) Montagem e eletroporação da RNP; 6) cultura embrionária e genotipagem. Informações sobre todos os materiais utilizados são fornecidas (Tabela de Materiais). Como controle positivo, os reagentes para edição do locus tirosinase (Tyr) 9,16 foram incluídos na Tabela Suplementar 1.

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Protocolo

Todos os cuidados e uso de animais ao longo deste protocolo aderiram às políticas da Lei de Bem-Estar Animal do Guia ILAR para Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e seguiram as diretrizes e políticas da AVMA para eutanásia e do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade da Pensilvânia (IACUC). O protocolo de cuidado e uso de animais foi revisado e aprovado pela IACUC da Universidade da Pensilvânia para este projeto. Por uma questão de conformidade e cautela, por favor, procure todas as autorizações necessárias antes de tentar este protocolo.

1. sgRNA e oligo design opcional do doador

  1. Projeto de sgRNA
    1. Selecione sgRNAs candidatos de qualquer algoritmo on-line amplamente utilizado, como Sequence Scan for CRISPR (SSC; http://crispr.dfci.harvard.edu/SSC/)28 ou CRISPick (https://portals.broadinstitute.org/gppx/crispick/public)29. Como cada plataforma é única, leia atentamente as instruções do usuário para projetar sgRNAs ideais. Para experimentos in/del, selecione dois a três sgRNAs para testar. Para deleções, os sgRNAs que flanqueiam a região alvo são sugeridos, por exemplo, dois sgRNAs a montante do alvo e dois sgRNAs a jusante do alvo.
      NOTA: Embora vários algoritmos de sgRNA on-line considerem os alvos fora dos alvos para evitar projetos de sgRNA defeituosos, a ferramenta BLAST do NCBI é útil para confirmar a qualidade das sequências de sgRNA selecionadas.
    2. Inserir 19-20 nucleotídeos (nt) determinados a partir da etapa anterior (1.1.1) na região variável do oligo sgRNA (Tabela Suplementar 1) e comprar sgRNA sintetizado como oligos de DNA personalizados.
      NOTA: A purificação de PAGE não é necessária.
  2. (Opcional) Projeto de oligo doador para knock-in mediado por reparo dirigido por homologia (HDR).
    1. Projetar o oligodesoxinucleotídeo de fita simples apropriado (ssODN) com base no resultado experimental desejado (mutação pontual precisa, inserção de loxP, inserção de etiqueta pequena, etc.), mantendo o comprimento total de 100-200 nt com braços de homologia de 50 nt ou mais flanqueando a região central.
    2. Para garantir maior eficiência de knock-in, projete o sgRNA para ser complementar ao ssODN30 e substitua a sequência de motivos adjacentes do protoespaçador (PAM) por uma mutação silenciosa para evitar o corte recorrente pela enzima Cas9.
    3. Ordene ssODN usando a opção oligo personalizada.

2. síntese de sgRNA

  1. Geração de molde para transcrição in vitro (IVT)
    1. Para gerar o molde de DNA para o sgRNA IVT através de PCR, prepare uma reação IVT em um tubo de tira de PCR que seja livre de RNAse. (ver quadro complementar 2).
    2. Use as seguintes condições de termociclador:
      95 °C durante 2 min; 30 ciclos de 95 °C durante 2 min, 57 °C durante 10 s e 72 °C durante 10 s; em seguida, 72 °C durante 2 min
    3. Para verificar o sucesso da reação de PCR molde de DNA do sgRNA, eletroforese 5 μL do produto combinado com 1 μL de corante de carga 6x em um gel de agarose a 2% (wt/vol).
      NOTA: O tamanho previsto do produto é de 127 pb. Qualquer reação de PCR restante pode ser armazenada a -20 °C por até 5 meses.
  2. Transcrição in vitro (IVT) de sgRNA
    1. Para gerar o sgRNA, prepare a mistura de reação (T7 IVT de acordo com as instruções do fabricante) em um tubo de PCR e mexa para misturar os reagentes.
      NOTA: Consulte a Tabela Suplementar 3 para o exemplo de configuração da reação. A reação IVT é sensível à contaminação por RNase; portanto, faça todos os esforços para fornecer um ambiente livre de RNase.
    2. Para permitir que a reação se inicie e prossiga, incubar a mistura de reação IVT por >18 h a 37 °C em um termociclador ou bloco de calor.
    3. Para degradar o molde de ADN original (passo 2.1.3), introduzir 1 μL de DNase I (2 unidades por reacção) e incubar a reacção durante 20 min à temperatura ambiente (RT).
    4. Para promover a ligação do RNA às esferas de purificação magnética, combine 129 μL de etanol a 100% na reação, que agora será de 150 μL.
    5. Para ressuspender as contas de purificação, que tendem a se depositar durante o armazenamento, vortex a alíquota por pelo menos 10 s.
    6. Para purificar os sgRNAs, adicionar 100 μL dos grânulos ressuspensos (etapa 2.2.5) à reação IVT (etapa 2.2.4) e misturar suavemente pipetando para cima e para baixo 10x.
    7. Para permitir a ligação, deixe a mistura repousar em RT por 5 min.
    8. Para isolar o sgRNA dos produtos de reação não incorporados, coloque a reação no suporte magnético por 5 min no RT e espere até que uma pequena pelota se forme.
    9. Para lavar os sgRNAs, primeiro descarte cuidadosamente o sobrenadante e, em seguida, adicione 200 μL de etanol a 80% longe do pellet.
      NOTA: Durante a etapa de lavagem de etanol a 80% (vol/vol), é fundamental evitar perturbar o pellet por pipetagem, pois isso reduzirá consideravelmente as concentrações de sgRNA. Em vez disso, pipete suavemente o etanol a 80% para que o pellet fique submerso e remova suavemente o volume com uma pipeta.
    10. Repita o passo anterior (passo 2.2.9) e seque ao ar livre o pellet por não mais de 5-6 min ou o sgRNA será permanentemente associado às contas.
    11. Elimine o sgRNA com 20μL de água livre de nuclease pipetando o pellet 10x, incubando por 2 min at (RT) e, em seguida, colocando-o de volta no suporte magnético para separar as contas do sgRNA agora purificado.
    12. Para avaliar a qualidade e a quantidade do sgRNA, use um instrumento como um espectrofotômetro ou bioanalisador. Alternativamente, em um gel de agarose a 2%, execute 2 μL de sgRNAs, semelhante ao passo 2.1.3.
      NOTA: A qualidade é confirmada por uma única faixa clara. O restante do sgRNA pode ser usado imediatamente ou armazenado em condições de -80 °C.

3. Superovulação

  1. Para fornecer embriões suficientes para testar cada desenho de sgRNA, superovular duas a três fêmeas C57BL/6J com idade entre 3-5 semanas, conforme descrito anteriormente9. Recomenda-se a eletroporação de 20-30 embriões por sgRNA para gerar resultados suficientes para confirmar a eficácia.
    NOTA: Se a fertilização for bem sucedida, espere 10-20 embriões por acasalamento.
  2. Para induzir a ovulação, siga este cronograma de injeção hormonal:
    1. Dia 1: Administrar 5 UI de gonadotrofina sérica de égua grávida (PMSG) (100 μL) através de uma injeção intraperitoneal (IP) usando uma seringa de 26 G em ratas de 3-5 semanas de idade.
    2. Dia 3: Após 46-48 h de injeção de PMSG, injete 5 UI de gonadotrofina coriônica humana (hCG) (100 μL) através de uma injeção IP para induzir a ovulação.
    3. Para configurar a reprodução, emparelhe as fêmeas 1:1 com um macho de reprodução confiável logo após a injeção de hCG.
      NOTA: Para evitar que os hormônios se degradem e percam a atividade, realize injeções abaixo de 30 minutos de descongelamento.

4. Recolha e processamento de embriões

  1. Coleta de embriões
    1. Para eutanasiar as fêmeas e recuperar o material necessário, conforme descrito anteriormente31, certifique-se de primeiro confirmar o método adequado de acordo com as políticas institucionais. Por exemplo, use asfixia por CO2 , luxação cervical e / ou outros métodos aprovados.
      NOTA: Normalmente, >75% das fêmeas estimuladas por hormônios exibem plugues copulatórios, indicando acasalamento bem-sucedido.
    2. Para evitar que os pelos dificultem a coleta de tecidos, coloque as fêmeas eutanasiadas de costas e pulverize etanol a 70% (vol/vol) na região do abdômen para ser aberta cirurgicamente.
      NOTA: A partir deste ponto, é aconselhável realizar as etapas cirúrgicas em um exaustor ventilado, a fim de manter um ambiente asséptico e reduzir o potencial de contaminação.
    3. Para abrir a cavidade abdominal e remover os ovidutos, corte a camada de pele/cabelo (subcutânea) com tesoura cirúrgica e localize os ovários (Figura 4), que são encontrados perto do rim e compartilham uma seção de uma almofada de gordura. Os ovidutos localizam-se proximais aos ovários (Figura 4). Remova cirurgicamente ambos os ovidutos da fêmea e coloque-os em gotículas individuais de 50 μL de meio M2+BSA (4 mg/mL BSA) (Figura 5A).
      NOTA: Instruções detalhadas para esta seção do procedimento podem ser exibidas visualmente31 ou seguidas passo a passo9 usando protocolos publicados anteriormente.
    4. Para liberar os complexos cumulus-ovócitos (CoCs) contendo oócitos (Figura 4), use pinça de dissecção para cortar a ampola do oviduto enquanto visualiza através de um estereomicroscópio.
    5. Para reduzir a quantidade de detritos (sangue, gordura, tecido), transfira e combine cada CoC para uma única gota de 50 μL de meio M2 + BSA com uma pipeta portátil ajustada para 20-30 μL para evitar o transporte de detritos.
  2. Remoção de células cumulus
    1. Para iniciar a remoção das células cumulus dos zigotos (Figura 4), transfira os CoCs com o mínimo de meios extras possível para uma gota de 100 μL M2+hialuronidase (Figura 5B) e misture suavemente pipetando os CoCs até que os embriões estejam visivelmente separados das células cumulus muito menores. Certifique-se de manter a exposição da M2 + hialuronidase aos embriões ao mínimo, pois isso pode afetar a viabilidade.
      NOTA: Pode-se pré-aquecer (37 °C) ou adicionar 50 μL adicionais de M2+hialuronidase se os embriões não estiverem se separando das células cumulus dentro de 2 min.
    2. Para diluir a hialuronidase e eliminar as células cumulus soltas dos zigotos, use uma pipeta operada pela boca para mover os zigotos para uma gota fresca de 50 μL M2 + BSA.
      NOTA: A maioria dos passos para além deste ponto requer a utilização de uma pipeta operada pela boca, salvo indicação em contrário. Embora o risco de contaminação do usuário seja baixo, o uso de um filtro de ar em linha é recomendado para manter um ambiente asséptico. Consulte os métodos descritos anteriormente para preparar e utilizar este instrumento 9,31.
    3. Usando uma pipeta bucal, passe os embriões através de pelo menos quatro a cinco gotículas de 50 μL M2+BSA para reduzir o número de células cumulus.
  3. (OPCIONAL) Afinamento da zona pelúcida com solução de tiro ácido (AT).
    1. Para corroer a zona pelúcida do embrião e reduzir os obstáculos físicos adicionais para a entrega do reagente, transferir os embriões para uma gota pré-aquecida (37 °C) de 100 μL de solução de AT em uma placa de 60 mm (Figura 5C). Observar continuamente os zigotos utilizando um estereomicroscópio até que aproximadamente 30% da zona pelúcida seja erodida9. A exposição total ao TA deve ser de 60-90 s. A exposição prolongada ao TA pode dissolver totalmente a zona pelúcida e comprometer a viabilidade embrionária.
      NOTA: Para obter instruções detalhadas e imagens desta seção do procedimento, consulte os métodos publicados anteriormente 9,16.
    2. Para diluir o TA, use uma pipeta bucal para passar os embriões através de pelo menos quatro gotículas de 50 μL de M2+BSA.
    3. Para determinar se um número apropriado de embriões foi processado, use um estereomicroscópio para contar os embriões. Dependendo do número de camundongos fêmeas usados, pode-se esperar aproximadamente 10-20 zigotos viáveis por fêmea.
      NOTA: Nesta fase, os embriões devem estar relativamente livres de detritos que impeçam a avaliação da quantidade e da qualidade. Por exemplo, se usar cinco fêmeas, o número de zigotos esperado provavelmente estaria entre 50-100, e um contador de células mecânicas seria apropriado para acompanhar os embriões. É comum perder cerca de 10% a 20% dos embriões devido à falha na fertilização ou oócitos de baixa qualidade sendo ovulados. Durante a próxima etapa, armazene brevemente os embriões em 50 μL de M2+BSA por não mais de 30 min em uma incubadora.

5. Montagem e eletroporação da RNP

  1. Montagem RNP
    1. Para montar o complexo RNP, use as tabelas de exemplo anexadas para combinar as misturas de reação apropriadas com base na estratégia de edição desejada no tampão RNP (100 mM HEPES pH 7,5, 750 mM KCl, 5 mM MgCl 2, 50% glicerol e 100 mM Tris(2-carboxietil)cloridrato de fosfina [TCEP] em água livre de nuclease)
      NOTA: TCEP é um agente redutor conveniente, mas tem uma meia-vida curta em soluções aquosas; portanto, adicione TCEP imediatamente antes da montagem do complexo RNP.
      1. Para indels mediados por junção final não homóloga (NHEJ), consulte a Tabela Suplementar 4.
      2. Para edição mediada por reparo direcionado por homologia (HDR), consulte a Tabela Suplementar 5.
      3. Para deleções de engenharia usando sgRNAs pareados, consulte a Tabela Suplementar 6.
        1. Independentemente da estratégia, combine os reagentes desejados no RT em um tubo de PCR.
        2. Para permitir a formação de complexos de RNP, incubar a mistura por 10 min a 37 °C.
          NOTA: O complexo RNP pode ser armazenado no RT por até 1 h.
  2. Eletroporação
    1. Para diluir a BSA antes da eletroporação, passar os embriões através de pelo menos duas gotículas de 50 μL de meio sérico reduzido.
      NOTA: A BSA aumenta a resistência durante a eletroporação e pode danificar os zigotos.
    2. Para preparar e misturar os zigotos (etapa 4.3.2) com o complexo RNP (etapa 5.1.1.2) para eletroporação, pipetar a boca 25-30 embriões em uma gota de 10 μL de meio sérico reduzido e, em seguida, usar uma pipeta portátil para adicionar 10 μL do complexo RNP (etapa 5.1.1.2).
    3. Para diluir o glicerol viscoso do complexo RNP e homogeneizar a amostra, misture pipetando 10x ou até que a mistura não apresente mais sinais de viscosidade (padrão de redemoinho) usando um estereomicroscópio.
    4. Para preparar a amostra para inserção no eletroporador, pipetar esta mistura de 20 μL de embrião + RNP em uma cubeta de eletroporação de 0,1 cm, evitando bolhas.
    5. Para entregar os reagentes de edição no zigoto, eletroporate os embriões usando um protocolo de onda quadrada com estas condições: 30 V, 4-6 pulsos, comprimento de pulso de 3 ms e intervalos de pulso de 100.
    6. Para recuperar zigotos da cubeta, use uma pipeta de mão para entregar 50 μL de KSOM+BSA (1mg/mL BSA) no topo da cubeta para liberar os embriões que podem ter se depositado no fundo. Pipete suavemente esta mistura para fora e para uma placa de 60 mm.
    7. Repita o passo 5.2.6 pelo menos 2x-3x e combine cada descarga numa placa de 60 mm até que a maioria dos embriões esteja recuperada.
      NOTA: Uma recuperação típica é >90% dos embriões originalmente carregados. Para garantir a sobrevivência do embrião, teste a incubadora e verifique as datas de validade de todos os reagentes. Os embriões são suscetíveis a condições de cultura não ideais, como temperatura, nível de CO2 , umidade e pH.

6. Cultura de embriões e genotipagem

  1. Cultura de embriões
    1. Para cultivar zigotos para um estágio desejado, use uma pipeta bucal para transferir 20-30 zigotos para uma gota de KSOM+BSA em uma placa de cultura pré-equilibrada e mova os embriões para a gota (Figura 5D). Incubar a placa durante a noite em 5% de CO2, a 37 °C, com 95% de umidade.
      NOTA: Pré-equilibrar-se colocando uma placa de cultura preparada de 35 mm numa incubadora no dia anterior ou pelo menos 4 h antes da incubação (Figura 5D).
    2. Para promover condições ideais de crescimento, transfira apenas embriões de duas células no dia seguinte para uma gota fresca de mistura KSOM+BSA usando um estereomicroscópio e retorne à incubadora. Certifique-se de deixar ou descartar os embriões mortos ou não fertilizados.
      NOTA: Embriões em estágio pró-nuclear tipicamente crescem em mórulas após 72 h de cultura e blastocistos após 84 h.
  2. Genotipagem
    1. Para diluir os componentes do meio que podem interferir com uma reação de PCR, lave os embriões de mórula/blastocisto usando uma pipeta bucal passando por duas gotas de DPBS.
    2. Para carregar embriões únicos para lise, transfira embriões individuais para um poço de uma tira de PCR de 8 poços ajustando uma pipeta a 1 μL e, em seguida, adicione 10 μL de tampão de lise (50 mM KCl, 10 mM Tris-HCl ph 8,5, 2,5 mM MgCl 2, 0,1 mg/mL de gelatina, 0,45% Nonidet P-40, 0,45% Tween 20, 0,2 mg/mL de proteinase K em H2O livre de nuclease).
      NOTA: Adicione a proteinase K imediatamente antes de preparar o tampão de lise.
    3. Para lisar os embriões, programe um termociclador a 55 °C por 4 h e, em seguida, inative a proteinase K com uma incubação de 10 minutos a 95 °C.
      NOTA: Particularmente para usuários iniciantes, tente um experimento de edição no Tyr loci. Esse fluxo de trabalho foi otimizado e pode servir como um controle positivo. Se necessário, conservar os lisados embrionários a 4 °C durante 2-3 dias ou no congelador até 2 semanas antes da análise por PCR. Evite ciclos repetidos de congelamento-descongelamento.
    4. Para aumentar as chances de uma análise de genotipagem bem-sucedida, execute uma estratégia de nested PCR amplificando fragmentos de DNA um pouco mais longos que flanqueiam o local alvo, bem como regiões que serão usadas para amplificar um fragmento de DNA mais preciso. Siga as condições da Tabela Suplementar 7.
    5. Siga as condições do termociclador abaixo mencionadas:
      95 °C durante 2 min
      30+ ciclos: 95 °C por 2 min, 60 °C por 10 s e 72 °C por 10 s
      72 °C durante 2 min
    6. Para preparar o segundo estágio de uma estratégia de PCR aninhada, faça uma diluição 1:10 do primeiro produto de PCR (etapa 6.2.5) e carregue 2 μL deste na próxima reação de PCR (com primers projetados para estar dentro do amplificador anterior).
      NOTA: A primeira reacção de PCR deve ser diluída para reduzir o reporte de primers de flanco na segunda reacção de PCR. Prepare a PCR aninhada seguindo as etapas na Tabela Suplementar 8.
    7. Coloque a reação de PCR em um termociclador usando as seguintes condições de ciclo:
      95 °C durante 2 min
      30 ciclos: 95 °C por 2 min, 60 °C por 10 s e 72 °C por 10 s
      72 °C durante 2 min
      NOTA: Normalmente, >90% das reações de PCR são bem-sucedidas quando o tamanho do amplificador é de 500 pb ou menos.
    8. (Controle opcional) Para mutações in/del mediadas por NHEJ utilizando Tyr como controlo positivo, digerir 10 μL dos produtos de PCR aninhados a partir da fase 6.2.7 incubando a 37 °C durante 4 h utilizando 10 U de HinfI numa reacção de 20 μL (ver quadro suplementar 9). Em um gel de agarose a 2%, execute o produto digerido para avaliar a edição e use um produto de PCR não digerido como controle de carga. Execute o gel a 135 V por 30 min.
      NOTA: O uso de HinfI como uma enzima de restrição apropriada foi selecionado devido a um local de HinfI convenientemente localizado presente na região alvo do sgRNA que se prevê que seja ablado após uma edição bem-sucedida do NHEJ. Um método detalhado e os resultados foram descritos anteriormente 9,16.
    9. (Controle opcional) Para as mutações mediadas por HDR que utilizem o Tyr como controlo positivo, digerir 10 μL dos produtos de PCR aninhados a partir da fase 6.2.7, incubando a 37 °C durante 4 h utilizando 10 U de EcoRI numa reacção de 20 μL (ver quadro suplementar 10). Em um gel de agarose a 2%, execute o produto digerido para avaliar a edição e use um produto de PCR não digerido como controle de carga. Execute o gel a 135 V por 30 min.
      NOTA: A escolha do EcoRI como uma enzima de restrição diagnóstica aproveita a sequência original encontrada na região-alvo do sgRNA, onde, após o HDR bem-sucedido, o local HinfI que ocorre naturalmente é substituído por um site EcoRI e uma mutação de deslocamento de quadro é forçada que interfere com o gene Tyr. Para a análise HDR, execute as análises NHEJ (etapa 6.2.8) e HDR (etapa 6.2.9) em cada amostra, pois ambos os resultados podem ocorrer e podem ajudar a determinar o mosaicismo. Um método detalhado e os resultados foram descritos anteriormente 9,16.

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Resultados

Este método gera mais de 100 μg de sgRNA (20 μL a >concentração de 6.000 ng/L) para uma montagem eficiente do RNP Cas9/sgRNA. O método de superovulação de rotina descrito aqui normalmente produz 10-20 embriões viáveis por fêmea entupida. Devido a erros de manuseio e perdas típicas associadas à manipulação embrionária, espera-se que 80% dos embriões sejam fertilizados, viáveis e em excelente condição após a eletroporação. Para ajudar os pesquisadores a executar um experimento bem-sucedido, fornecemos um exemplo de estr...

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Discussão

Apresentamos aqui uma tecnologia de edição de genoma de camundongo direta e altamente eficiente. A eletroporação pode ser usada para gerar embriões modificados em 1-2 semanas (Figura 1) e pode produzir camundongos editados dentro de 6 semanas9. Em comparação com protocolos baseados em eletroporação desenvolvidos contemporaneamente que fornecem RNPs 7,10,11,12,13,14,15,17,32, o método descrito aqui é conceitualmente semelhante e oferece eficiênc...

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Divulgações

Não há declarações financeiras relevantes dos autores.

Agradecimentos

A.J.M. criou o conceito original que levou ao desenvolvimento da CRISPR-EZ e produziu as figuras. C.K.D. compilou e adaptou os protocolos internos e publicados para este manuscrito atual. A.J.M. é suportado pelo NIH (R00HD096108).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cubeta de eletroporação com intervalo de 0,1 cmBio-Radcat. no. 1652089Electroporation
26-G, agulha de 1/2 polegadaBDcat. no. 305111Superovulação
3– Camundongos machos de 8 meses e camundongos fêmeas de 3 a 5 semanasJAXcat. no. 000664Superovulação
35 mm Placa de cultura de tecidosGreiner Bio-One,cat. no. 627-160Cultura de embriões
60 mm Placa de cultura de tecidosGreiner Bio-One,cat. no. 628-160Processamento de embriões
6x corante de carregamentoThermo Fisher Scientificcat. no. R0611sgRNA Síntese e genotipagem
Solução ácida de Tyrode (AT), grau de cultura de embriõesSigma-Aldrich,cat. no. T1788Processamento de embriões
BSA, grau de cultura de embriõesSigma-Aldrichcat. no. A3311Processamento e cultura de embriões
Cas9 proteínaAlt-R S.p. Cas9 nuclease 3NLScat. no. 1074181Electroporation
DNase I, RNase-freeNew England BioLabs,cat. no. M0303Síntese de sgRNA
DPBS (livre de cálcio e magnésio)Gibcocat. no. 14190-144Processamento de embriões
EcoRINEBcat. no. R3101SGenotipagem
EDTA, anidroSigma-Aldrichcat. no. EDS-100GRNP Buffer
EtanolKopteccat. no. V1016sgRNA
Synthesis Gelatina (pó) tipo B, grau laboratorialFisher,cat. no. G7-500Lysis
Buffer Glycerol,  grau de biologia molecularFishercat. no. BP229RNP Buffer
Taq PolimerasePromegacat. no. M712Genotipagem
HEPES, grau de cultura de célulasSigma-Aldrichcat. no. H4034RNP Buffer
HinfI (10.000 U/mL)NEBcat. no. R0155SGenotipagem
HiScribe T7 Kit de Síntese de RNA de Alto RendimentoNew England BioLabs,cat. no. E2040sgRNA Synthesis
Gonadotrofina corion humana, liofilizada  (hCG)Milliporecat. no. 230734Superovulação
Hialuronidase/M2Milliporecat. no. MR-051-FProcessamento de Embriões
KSOMaa Evolve meio (meio simplex otimizado com potássio mais aminoácidos)Zenith Biotechcat. no. ZEKS-050Cultura de embriões
LE agarose, grau analíticoBioExpresscat. no. E-3120-500sgRNA Síntese e genotipagem
M2 meioZenith Biotechcat. no. ZFM2-050Processamento de embriões
Cloreto de magnésio, anidro (MgCl2)Sigma-Aldrichcat. no. M8266RNP e tampão de lise
óleo mineralMilliporecat. no. ES-005CCultura de Embriões
Nonidet P-40, substituto (NP-40)Sigma-Aldrichcat. no. 74385Tampão de lise
Água livre de nuclease, grau de biologia molecularAmbioncat. no. AM9937sgRNA Síntese e Genotipagem
Oligos para síntese de sgRNA, oligo de doador e primers de PCR para genotipagemTecnologias de DNAintegradas pedidos personalizadosde sgRNA Design
Meio de soro reduzidoThermo Fisher Scientificcat. no. 31985062Cultura de embriões
DNA polimerase de alta fidelidadeNew England BioLabs,cat. no. M0530sgRNA Synthesis
Cloreto de potássio grau de biologia molecular (KCl)Sigma-Aldrichcat. no. P9333RNP e tampão de lise
Égua grávida gonadotrofina sérica liofilizida ((PMSG)ProspecBiocat. no. HOR-272Superovulação
Proteinase K, grau de biologia molecularFishercat. no. BP1700-100Tampão de lise
Tubo de microcentrífuga de 1,5 mL sem RNaseVWRcat. n.º 20170-333Síntese e genotipagem de sgRNA
Tubos de tiras PCR de oito poços sem RNaseVWRcat. n.º 82006-606sgRNA Síntese e genotipagem
Grânulos de purificação magnéticaGE Healthcarecat. n.º 65152105050250sgRNA Síntese
Tris (2-carboxietil) fosfina cloridrato (TCEP)Sigma-Aldrichcat. no. C4706RNP Buffer
Tris-HCl solução, pH 8,5 grau de biologia molecularTeknovacat. no. T1085Tampão de lise
Tween 20 grau de biologia molecularSigma-Aldrichcat. no. P7949-500Tampão de lise

Referências

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