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Artigo de método

Modelo de impacto de cartilagem reprodutível para gerar osteoartrite pós-traumática em coelhos

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DOI:

10.3791/64450

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21 de novembro de 2023

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1Department of Anatomy, Cell Biology and Physiology, Indiana University School of Medicine, 2Department of Orthopaedic Surgery, Indiana University School of Medicine, 3Indiana Center for Musculoskeletal Health, Indiana University School of Medicine, 4School of Mechanical Engineering, Purdue University, 5Large Animal Resource Center, Indiana University School of Medicine, 6Department of Mechanical and Energy Engineering, Indiana University-Purdue University Indianapolis

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

O modelo aberto de impacto do côndilo femoral medial em coelhos é confiável para estudar a osteoartrite pós-traumática (PTOA) e novas estratégias terapêuticas para mitigar a progressão da PTOA. Este protocolo gera um defeito cartilaginoso isolado do côndilo femoral medial posterior em coelhos utilizando uma torre de queda baseada em carruagem com cabeça de impacto.

Resumo

A osteoartrite pós-traumática (PTOA) é responsável por 12% de todos os casos de osteoartrite nos Estados Unidos. A PTOA pode ser iniciada por um único evento traumático, como uma carga de alto impacto atuando na cartilagem articular, ou por instabilidade articular, como ocorre com a ruptura do ligamento cruzado anterior. Atualmente, não existem terapêuticas eficazes para prevenir a PTOA. O desenvolvimento de um modelo animal confiável de PTOA é necessário para entender melhor os mecanismos pelos quais o dano cartilaginoso procede e investigar novas estratégias de tratamento para aliviar ou prevenir a progressão da PTOA. Este protocolo descreve um modelo de impacto do côndilo femoral de coelho aberto, baseado em torre de queda, para induzir dano cartilaginoso. Este modelo forneceu cargas de pico de 579,1 ± 71,1 N, e tensões de pico de 81,9 ± 10,1 MPa com uma carga de tempo para pico de 2,4 ± 0,5 ms. A cartilagem articular dos côndilos femorais mediais impactados (CFMs) apresentou maiores taxas de células apoptóticas (p = 0,0058) e possuía escores mais altos na Osteoarthritis Research Society International (OARSI) de 3,38 ± 1,43 em comparação com as CFMs contralaterais não impactadas (0,56 ± 0,42) e outras superfícies cartilaginosas do joelho impactado (p < 0,0001). Não foram detectadas diferenças nos escores do OARSI entre as superfícies articulares não impactadas (p > 0,05).

Introdução

A osteoartrite pós-traumática (OTP) é uma das principais causas de incapacidade em todo o mundo, sendo responsável por 12%-16% da osteoartrite (OA) sintomática1. O padrão-ouro atual para o tratamento da OA terminal é a artroplastia total de joelho e quadril2 ou artrodese, como no caso da artrite tíbio-talar ou subtalar em estágio terminal. Apesar de amplamente bem sucedida, a artroplastia pode apresentar complicações dispendiosas e mórbidas3. Além disso, a artroplastia é menos desejável em pacientes com menos de 50 anos, dada a baixa sobrevida livre de revisões do implante de 77%-83%4,5. Atualmente, não existem tratamentos aprovados pela FDA para prevenir ou mitigar a progressão da PTOA.

A PTOA afeta toda a articulação, incluindo o tecido sinovial, o osso subcondral e a cartilagem articular. Caracteriza-se por degeneração da cartilagem articular, inflamação sinovial, remodelação óssea subcondral e formação de osteófitos6,7. O fenótipo da PTOA se desenvolve através de um complexo processo de interação entre cartilagem, sinóvia e osso subcondral. O entendimento atual é que a lesão da cartilagem leva à liberação de componentes da matriz extracelular (MEC), como colágeno tipo 2 (COL2) e agrecan (ACAN). Esses fragmentos componentes da MEC são pró-inflamatórios e causam aumento da produção de IL-6, IL-1β e espécies reativas de oxigênio. Esses mediadores atuam nos condrócitos, causando upregulation das metaloproteinases da matriz (MMPs), como as MMP-13, que degradam a cartilagem articular ao mesmo tempo em que diminuem a síntese da matriz, levando a um ambiente catabólico global para a cartilagemarticular8. Além disso, há evidências de aumento da apoptose de condrócitos na osteoartrite primária e na PTOA 9,10. A disfunção mitocondrial ocorre após carga suprafisiológica da cartilagem 11,12,13,14, o que pode levar ao aumento da apoptose dos condrócitos 12,15. O aumento da apoptose dos condrócitos tem sido associado ao aumento da depleção de proteoglicanos e do catabolismo cartilaginoso e tem demonstrado preceder alterações na remodelação da cartilagem e do osso subcondral16,17,18.

Como acontece com a maioria das doenças humanas, modelos confiáveis e translacionais de PTOA são necessários para entender melhor a fisiopatologia da doença e testar novas terapêuticas. Animais de grande porte, como suínos e caninos, têm sido utilizados em modelos de fratura intra-articular e impacto de PTOA17,19, mas são dispendiosos. Modelos animais menores, como camundongos, ratos e coelhos, são menos dispendiosos e utilizados para estudar a PTOA gerada pela desestabilização articular, que tipicamente envolve transecção cirúrgica do ligamento cruzado anterior (LCA) e/ou ruptura do menisco medial20,21,22,23,24,25. Embora o trauma articular possa levar a várias consequências, incluindo lesão ligamentar26, a sobrecarga mecânica da cartilagem ocorre em quase todos os casos.

Há evidências emergentes de que a patologia por trás do desenvolvimento da PTOA após instabilidade ligamentar (como na transecção do LCA) e lesão condral aguda é devida a mecanismos distintos27. Portanto, o desenvolvimento de modelos de lesão direta da cartilagem é importante. Atualmente, há um número limitado de modelos de impacto que geram lesão osteocondral ou condral em ratos ecamundongos28,29. No entanto, a cartilagem murina não é adequada para gerar defeitos condrais isolados. Isso ocorre porque a cartilagem articular murina tem apenas 3-5 camadas de células de espessura e não possui zonas organizadas de cartilagem superficial, radial e de transição, bem como a espessa camada de cartilagem calcificada encontrada em humanos e animais maiores. Modelos murinos também apresentam resolução espontânea de defeitos parciais da cartilagem30,31. Assim, escolhemos o coelho para este modelo de impacto, pois sua espessura e organização da cartilagem são semelhantes às dos seres humanos, e é o menor modelo animal que permitirá a entrega de um impacto condral consistente que resulta em PTOA. Modelos cirúrgicos abertos prévios de impacto do côndilo femoral em coelhos empregaram um pêndulo32, um dispositivo portátil de impactação de cartilagem carregado com mola 33 e uma torre de queda que permitiu a criação de impactores específicos para coelhos34. No entanto, esses estudos careciam de dados in vivo. Outros relataram dados in vivo com dispositivos de impacto baseados em pêndulo35, pneumáticos36 e37 carregados com mola10, e esses estudos mostram uma alta taxa de variabilidade nas taxas de pico de tensão e carregamento entre os métodos. Ainda assim, o campo carece de uma abordagem consistente para modelar de forma confiável o trauma agudo da cartilagem in vivo.

O protocolo atual emprega um sistema baseado em torre de queda para fornecer um impacto consistente no côndilo medial posterior do joelho do coelho. Uma abordagem posterior do joelho é empregada para expor o côndilo femoral medial posterior. Um pino de Steinman é então colocado através dos côndilos femorais de medial para lateral em linha com a superfície articular e fixado à plataforma. Uma vez fixada, uma carga é entregue ao côndilo femoral medial posterior. Este método permite que danos consistentes na cartilagem sejam administrados à superfície de sustentação de peso do fêmur distal do coelho.

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Protocolo

O procedimento a seguir foi realizado com aprovação do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Faculdade de Medicina da Universidade de Indiana. Todas as cirurgias de sobrevida foram realizadas em condições estéreis, conforme descrito pelas diretrizes do NIH. Os riscos de dor e infecção foram manejados com analgésicos e antibióticos adequados para otimizar os resultados bem-sucedidos. Coelhos machos da raça Nova Zelândia Brancos, esqueleticamente maduros, pesando entre 3,0 e 4,0 kg, foram utilizados para o presente estudo.

1. Fabricação de torre de queda

  1. Gere desenhos CAD para componentes da torre de queda, plataforma base e mecanismo para fixar o pino de Steinman (Figuras Suplementares 1-14).
  2. Compre componentes disponíveis comercialmente (Consulte a Tabela de Materiais).
  3. Adquira as peças da máquina do dispositivo ou dê desenhos CAD a um maquinista para fabricação.
    NOTA: Um maquinista de alta precisão com capacidade de fabricação de ferramentas é necessário para fabricar a ponta do pêndulo de 3 mm de diâmetro (Figura Suplementar 1, parte 20 e Figuras Complementares 13,14). A face impactante da cabeça do pêndulo apresentava curvaturas de 7,14 mm e 5,56 mm nos planos sagital e coronal, respectivamente, para se adequar à curvatura do côndilo medial do coelho35 (Figuras Suplementares 13,14).
  4. Montar peças de tal forma que a torre de queda consista em um carro viajando sobre duas hastes verticais através de rolamentos lineares de esferas de alinhamento fixo, e a plataforma de base suporta o coelho e prende o pino de Steinman (Figura 1 e Figura 2).
    NOTA: A viga transversal do carro deste projeto tem uma rigidez à flexão igual à de uma torre de queda anterior38 com um nível de vibração aceitável.

2. Preparação dos animais

  1. Pesar o coelho e anestesiar-o com 2,5 mg/kg de alfaxalone e 0,15 mg/kg de midazolam IM (ver Tabela de Materiais). Aplique pomada ocular em ambos os olhos após a indução. Manter a anestesia com ~2%-3% de isoflurano. Administrar buprenorfina SR (0,1 mg/kg) SQ para analgesia e enrofloxacina (10 mg/kg) SQ perioperatória. No lugar da Buprenorfina, AINEs como Carprofeno, 4mg/kg ou Meloxicam, 0,2 – 0,3mg/kg ou Cetoprofeno, 3mg/kg podem ser administrados como injeções SQ.
  2. Faça a barba do membro posterior do coelho do tornozelo até os quartos traseiros. Recomenda-se cuidado extra na depilação de coelhos para evitar a contaminação da incisão. Usar um conjunto de cortadores de cabelo de coelho dedicados e afiados é importante.
  3. Coloque o bloco da perna dianteira de aço inoxidável (Figura Suplementar 1, parte nº 2 e Figura Suplementar 4) sob a extremidade da plataforma de impacto e cubra a plataforma com uma almofada de aquecimento. Coloque o esternal do coelho (ou seja, prono) sobre a almofada de aquecimento. Coloque uma saliência acolchoada sob o quadril contralateral.
    1. Certifique-se de que a extremidade operatória tenha o joelho centralizado e apoiado no bloco de polietileno (Figura 2A1). Use fita de seda para retrair suavemente a cauda superior e contralateral à extremidade operatória.
  4. Limpe o local cirúrgico com cloroexidina e gaze estéril embebida em álcool a 70%. Esfregar o sítio cirúrgico, começando pela região posterior do joelho, com varredura circular para fora. Repita pelo menos 3 vezes com esfoliantes frescos, terminando com álcool a 70%.
  5. Coloque uma luva estéril sobre o pé operatório até ao tornozelo e envolva-o com um invólucro estéril.
  6. Cobrir estérilmente o local cirúrgico com três campos: um diretamente sob a extremidade operatória e os outros dois para cobrir o resto do corpo. Prenda as cortinas com abraçadeiras de toalha.

3. Exposição cirúrgica

NOTA: Antes da cirurgia e do impacto, o peso e a altura da queda que causam danos visíveis na cartilagem sem fratura do osso subcondral devem ser determinados empiricamente para a cepa, idade e sexo específicos do coelho.

  1. Palpar a posição da patela anteriormente para estimar a posição da articulação do joelho, que está localizada distal à patela. Com uma lâmina de 15, faça uma incisão de 3 a 4 cm ao longo da face posterior do joelho estendido a partir do nível do polo superior da patela distalmente.
  2. Realizar dissecções rombas e nítidas através da fáscia superficial subjacente. Desenvolver o intervalo entre a pele medialmente e o gastrocnêmio medial lateralmente. Coloque um afastador Weitlaner auto-retentor neste intervalo (ver Tabela de Materiais).
    1. Uma camada fascial secundária tornar-se-á visível logo acima da artéria e veia safenas. Dissecção lateral à safena e retrair a vasculatura medialmente e o complexo gastrocóleo posterior lateralmente.
      NOTA: Tome cuidado para não cortar esta vasculatura. Se essa artéria estiver lesada, assegure a ligadura adequada, pois pode ocorrer choque hemorrágico pós-operatório.
  3. Dissecar distalmente até identificar uma pequena fabela móvel sobre o côndilo femoral medial posterior. Realizar uma artrotomia para mobilizar a fabela súperolateral, expondo o côndilo femoral medial subjacente. Remover suavemente os tecidos moles por dissecção romba e afiada para expor a face posterior do côndilo femoral medial. Use um auto-retentor Freer e Cricket (ver Tabela de Materiais) para retrair os tecidos moles neste nível.
  4. Mantendo o côndilo exposto, avançar um pino de Steinman de 0,062 polegada (ver Tabela de Materiais) através do fêmur distal, começando na face superior do côndilo femoral medial e centrado no sentido anteroposterior do côndilo femoral medial, a cerca de 5 mm da face posterior do côndilo.
    1. Conduza o fio lateralmente através do osso e da pele lateral paralelamente à superfície articular usando um driver de pino Steinman alimentado por bateria. A palpação do epicôndilo lateral garantirá o trajeto adequado do pino de Steinman.
  5. Retire os afastadores e feche a pele com uma sutura de polissorb 3-0 (ver Tabela de Materiais) de forma contínua. Cubra a incisão com gaze estéril.

4. Impacto do côndilo femoral

  1. Remova o drape sob o membro operatório e prenda o pino Steinman a uma plataforma de impacto de altura personalizável e ajustável. Primeiro, coloque o aspecto inferior ajustável em altura do aparelho de fixação do pino de Steinman sob o pino (Figura 2A2). Certifique-se de que o fio esteja paralelo ao terra nesta plataforma, ajustando as alturas do parafuso conforme necessário.
    1. Depois de garantir que o pino de Steinman esteja paralelo ao solo, coloque o aspecto baseado no parafuso superior da plataforma segura (Figura 2A3) no aspecto inferior baseado no parafuso da peça ajustável em altura. Certifique-se de que o pino Steinman esteja firmemente preso parafusando a barra superior na parte inferior ajustável da altura da plataforma de fixação do pino (Figura 2A2).
  2. Uma vez que o pino de Steinman esteja preso à plataforma, remova a sutura e reabra a incisão. Expor o côndilo femoral medial com afastadores Weitlaner e críquete auto-retentores. Um Freer adicional pode ser necessário para retrair tecido mole adicional para fora do caminho da ponta do pêndulo (Figura 2B).
  3. Limpe a torre de queda com um desinfetante aprovado. Conecte a cabeça estéril do pêndulo de 3 mm (Figura 2A4) ao carro da torre de queda. Trazer a torre de queda sobre a extremidade operatória e colocar sua base (Figura 2A6) abaixo da plataforma impactante (Figura 3A).
  4. Abaixe suavemente o pêndulo (Figura 2 Suplementar, parte 20 e Figura 13 Suplementar) sobre o centro do côndilo femoral medial posterior. Certifique-se de que nenhum tecido mole esteja no caminho do impactor.
    1. Mova o coelho ou a torre conforme necessário para garantir que a cabeça do pêndulo esteja centrada sobre o côndilo femoral medial posterior (Figura 3B). Sempre que o coelho for movido ou reposicionado, o sítio cirúrgico deve ser avaliado quanto a possíveis quebras para esterilidade e a área re-esterilizada se necessário.
  5. Uma vez assegurada a trajetória adequada, prenda a torre na plataforma com as braçadeiras de alternância (Figura 2A5,  ver Tabela de Materiais).
  6. Administrar uma dose de alfaxalone intravenoso (0,5-0,7 mg/kg) 5-10 minutos antes do impacto para anestesia mais profunda sem aumentar a anestesia inalante.
    OBS: A ausência do reflexo palpebral, da retirada do pedal e do reflexo do pavilhão auricular evidencia uma anestesia mais profunda. Essa anestesia mais profunda ajuda a prevenir possíveis reações dos membros durante a colocação no aparelho e durante o impacto.
    CUIDADO: Se administrado muito rapidamente, alfaxalone pode causar apneia transitória e hipóxia em coelhos e deve ser administrado lentamente ao longo de 1-2 min. Se ocorrer hipóxia, assegure-se de oxigenação adequada e restauração dos sinais vitais antes de prosseguir.
  7. Coloque o pêndulo na torre de queda na altura desejada acima do côndilo femoral medial. Para o conjunto de transporte atual, incluindo os rolamentos, com uma massa de 1,41 kg, esta é uma altura de 7 cm.
    OBS: A altura da torre de queda foi determinada a partir de estudos piloto em tecido de cadáveres. Essa altura gerou dano visível da cartilagem, mas não fratura do osso subcondral para os coelhos deste estudo.
  8. Clique no botão Iniciar no software de aquisição de dados LabVIEW (Supplementary Coding File 1) antes de liberar a parada do eixo (Figura Suplementar 2, item nº 14) para liberar o carro e permitir que ele caia sob a força da gravidade.
    NOTA: O software de aquisição de dados coletará os dados de uma célula de carga (Figura 1, 6) posicionada entre o pêndulo e o carro e um acelerômetro (Figura 1, 7) durante o impacto a 100 kHz usando um laptop conectado a um módulo de aquisição de dados.
  9. Coloque o arquivo txt gerado pelo software de aquisição de dados na mesma pasta com o código de análise de dados Matlab (Supplementary Coding File 2) e execute o código de análise de dados para filtrar dados brutos e calcular parâmetros de impacto.
  10. Certifique-se de que a carga máxima seja identificada. O ponto de tempo associado é considerado o tempo de deformação máxima e velocidade zero.
    Observação : código de análise de dados irá analisar todos os arquivos txt na pasta e relatar os resultados para cada arquivo. O código determinará o início e o fim do impacto com base nas alterações nos dados de tempo de carregamento. Os dados do acelerômetro serão integrados numericamente para calcular a velocidade e integrados novamente para calcular o deslocamento. O código de análise de dados calculará numericamente o impulso, o trabalho e a energia cinética a partir das seguintes fórmulas:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    figure-protocol-3
    onde F é a força medida pelo sensor de carga, x 0 e t 0 são o deslocamento e o tempo no início do impacto, e x, e tf são o deslocamento e o tempo no final do impacto. A taxa de carregamento será calculada numericamente como a média de dσ/dt na fase de carregamento do impacto. A tensão de pico será calculada dividindo-se a carga de pico pela área de contato da cabeça do pêndulo.
  11. Realizar a visualização da superfície da cartilagem para determinar se ocorreu dano adequado à cartilagem (Figura 4A).

5. Fechamento do sítio cirúrgico

  1. Remova a torre de queda sobre a extremidade operatória. Coloque todas as ferramentas cirúrgicas usadas de lado e troque por novas luvas estéreis.
    NOTA: Dado que a torre de queda não é estéril, todas as ferramentas utilizadas até o impacto devem agora ser consideradas contaminadas.
  2. Reaplique um pano estéril no membro inferior e obtenha afastadores estéreis não utilizados.
  3. Reexpor o côndilo femoral medial e irrigar completamente o sítio cirúrgico com 50-60 mL de solução salina estéril.
  4. Fechar a cápsula posterior com uma sutura de polissorção 5-0, seguida de fechamento da pele com uma sutura monossorba 4-0 (ver Tabela de Materiais).
  5. Injetar 2 mL de lidocaína/bupivacaína para analgesia local ao redor da incisão por via intradérmica.
  6. Remova o pino de Steinman com um conjunto de drivers de alimentação (consulte a Tabela de Materiais) oscilando para minimizar a lesão de tecidos moles.
  7. Vestir a ferida com um curativo não adesivo, seguido de fita adesiva. Realizar radiografia da extremidade operatória para garantir que não tenha ocorrido fratura e colocação adequada dos pinos (Figura 4B).

6. Manejo pós-operatório

  1. Devolva o coelho à sua gaiola e monitore-o em mantas aquecidas até que ele se recupere da anestesia (~25 min).
  2. Continue monitorando de perto os coelhos por vários dias após a cirurgia para garantir que eles cicatrizem adequadamente e recuperem a mobilidade. Administrar enrofloxacina (10 mg/kg) por 2 dias de pós-operatório para profilaxia de infecção. Administrar analgesia com buprenorfina SR (0,1 mg/kg) por via subcutânea a cada 2-3 dias após a cirurgia e conforme necessário. No lugar da Buprenorfina, AINEs como Carprofeno, 4mg/kg SQ diariamente, Meloxicam, 0,2 – 0,3mg/kg SQ diariamente até 3 dias ou Ketoprofeno, 3mg/kg SQ diariamente podem ser administrados 3-5 dias após a cirurgia e conforme necessário.
    OBS: Conseguimos prevenir deiscências pós-operatórias da ferida, por lamber ou mastigar coelhos, com a colocação de calças neonatais humanas sobre os membros pélvicos39. Se o coelho mastigar as calças, pode ser colocado um colar elizabetano (ver Tabela de Materiais) para evitar a mastigação da incisão.

7. Avaliação histológica

  1. À 16ª semana pós-lesão, colher os joelhos dos coelhos eutanasiados, fixá-los em formalina tamponada a 10% neutra por 48 h, seguida de inclusão em parafina e seccionamento em fatias de 5 μm de espessura.
  2. Após desparafinização e reidratação, corar os cortes com safranina O verde rápido conforme protocolos padrão40,41.
  3. Realizar o ensaio de marcação nick end da desoxinucleotidiltransferase terminal dUTP (TUNEL) nas seções usando o kit de detecção de apoptose cromogênica TUNEL seguindo as instruções do fabricante, contracorado com Hematoxilina42 (ver Tabela de Materiais).

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Resultados

O sucesso desse procedimento foi monitorado imediatamente após o impacto pela visualização do côndilo pelo cirurgião (Figura 4A) e por radiografias para garantir que não ocorresse fratura (Figura 4B). Existe o risco de falha do impacto levando a uma fratura intraoperatória do côndilo. Isso ocorreu tipicamente devido à colocação inadequada do pino de Steinman (Figura 5). Utilizando esse modelo, houve uma taxa de falha da fratura secu...

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Discussão

Este procedimento cirúrgico visa gerar danos consistentes da cartilagem à superfície de sustentação de peso do côndilo femoral medial de coelhos em um modelo de PTOA. Uma vantagem desse procedimento é que a abordagem posterior do joelho permite a visualização direta do côndilo femoral medial posterior completo, podendo ser realizada em aproximadamente 37 min (Tabela 2). Deve-se ressaltar também que este é um modelo de lesão aberta e pode levar a alterações inflamatórias agudas além do impacto devido a po...

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Divulgações

Roman Natoli dá palestras para a AO Trauma North America, é editor de seção da Current Osteoporosis Reports e recebeu royalties de livros didáticos de Morgan e Claypool. Todd McKinley recebe royalties da Innomed. Os demais autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este estudo foi apoiado pelo DoD Peer Reviewed Medical Research Program - Investigator-Initiated Research Award W81XWH-20-1-0304 da U.S. ARMY MEDICAL RESEARCH ACQUISITION ACTIVITY, pelo NIH NIAMS R01AR076477 e por um Comprehensive Musculoskeletal T32 Training Program do NIH (AR065971) e pelo NIH NIAMS Grant R01 AR069657. Os autores gostariam de agradecer a Kevin Carr por fornecer sua experiência em usinagem e fabricação para este projeto, e a Drew Brown e ao Indiana Center for Musculoskeletal Health Bone Histology Core por ajudar com a histologia.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Parafuso de cabeça chataMcMaster-Carr92210A194Parafuso de cabeça chata de aço inoxidável, 8-32, lâminas de bisturi de 1/2"
#15Bisturi McKesson 1029066 McKesson No. 15 Aço Inoxidável / Plástico Cabo de Punho Clássico Estéril Descartável
Haste roscada de 1/2"-20McMaster-Carr99065A120Haste roscada de 1/2"-20
Seringade 10 mLMcKesson1031801Para irrigação; Seringa de Propósito Geral McKesson 10 mL Blister Pack Luer Lock Tip Sem Segurança
Seringa de 3 mLMcKesson1031804Para injeção de lidocaína/bupiviacaína; Seringa de Propósito Geral McKesson 3 mL Blister Pack Luer Lock Tip Sem Segurança.
3-0 polissorbEthiconJ332H3-0 Vircryl, CT-2, 1/2 círculo, 26 mm,
cônico 4-0 monossorbEthiconZ397H4-0 PDS 2, FS-2, 3/8 círculo, 19mm, borda de corte
5-0 polysorbMed Vet InternationalNC9335902Med Vet International 5-0 ETHICON COATED VICRYL C-3
AcelerômetroKistler8743A5Acelerômetro
Adson-Browns Ferramentasde precisão Forceps World500177Pinça Adson-Brown, 12 cm, Reta, Mandíbulas TC, 7 x 7 Dentes
AlfaxaloneJurox49480-002-01Alfaxan Multidose por Jurox : 10 mg/mL
BuprenorfinaPar Pharmaceuticals42023-0179-05Buprenorfina HCL injeção: 0,3 mg/mL
Butorfanol Zoetis54771-2033Tartarato de Butorfanol  10mg/ml por Zoetis
Clorexidina Esfoliante para as MãosBD371073BD E-Z Scrub 107 Escova/Esponja Cirúrgica, 4% CHG, Pinça Vermelha
STRYKER14023Stryker 4100-62 pinça de arame 0.28-0.71''Peça
mão de driver sem fioSTRYKEROR-S4300Stryker 4300 CD3 Driver sem fio 3
Retratores de críqueteNovosurgicalG3510 212x Tesoura de Dissector de Ação Cruzada Heiss (Holzheimer)
Jorvet labsJ0662Aesculap AG, Metzenbaum, Tesoura, Reta 5 3/4″
Colarinho ElizabethianElizaSoft62054Coleira de Recuperação Elizabetana ElizaSoft
Enrofloxacina CustomMedsEnrofloxacina composta por Custom Meds
Pomada para os OlhosPivetal 46066-753-55Lágrimas Artificiais Pivetais - recentemente recolhido
Colar de eixo de montagem frontalMcMaster-Carr5631T11Colar de eixo de montagem frontal
Verde rápidoMillipore SigmaF7258Verde rápido
FreerJorvet labsJ0226Qde elevador mais livre
-1McMaster-Carr91251A197Parafuso de cabeça de soquete de aço de liga de óxido preto, 8-32, parafuso de cabeça 3/4"
-2McMaster-Carr92196A194Parafuso de cabeça cilíndrica de aço inoxidável, 8-32, parafuso de cabeça 1/2"
-3McMaster-Carr92196A146Parafuso de cabeça cilíndrica de aço inoxidável, 8-32, parafuso de cabeça 1/2"
-4McMaster-Carr92196A151Parafuso de cabeça cilíndrica de aço inoxidável, 6-32, solução
Gill No. 1Millipore SigmaGHS132-1L, Gill No. 1
Porca sextavadaMcMaster-Carr91841A007Porca sextavada de aço inoxidável, 6-32
Grampo de alavanca de retençãoMcMaster-Carr5126A71Grampo de alternância de retenção
Dispositivo de impacton/an/aplataforma de
impacton/an/a
K-wiresJorvet LabsJ0250APinos Steinman Intramedulares JorVet, Trocar-Trocarte 1/16" x 7"
Lab ViewNational Instrumentsn/a n/a
Célula de CargaKistler9712B5000Célula
de Carga MATLABThe MathWorks Inc.n/an/a
MicroscópioLeicaDMi-8Microscópio Leica DMi8 com software LAS-X
MidazolamAlmaject72611-749-10 Injeção decloridrato de midazolam: 5mg/ml por Almaject
batentes de profundidade da fresadoraMcMaster-Carr2949A71Paradas de profundidade da fresadora de fixação
Braço C móvelPhilips718095BV  Pulsera, Rolamento de esferas linear montado em arco C móvel
McMaster-Carr9338T7Rolamento de esferas linear montado
Chave deA2Z ScilabA2ZTCIN39TC Webster Porta-agulhas Mandíbulas lisas 5",
PentobarbitalVortech0298-9373-68Pentobarbital 390 mg/mL por Vortech
Safranin OMillipore SigmaHT90432Safranin O
Bateria pequenaSTRYKERNS0140366212 Bateria pequena - 9,6 V
Haste de aço, 2'Haste de aço McMaster-Carr89535K25, 2'
de6139-22Soro Fisiológico Estéril, 250 mL
Carregador de Bateria Stryker 6110-120 System 6STRYKEROR-S6110-120
Luvas cirúrgicasMcKesson1044729McKesson Perry Tamanho 6.5 Par Estéril Látex Comprimento do punho estendido Liso Marrom Não aprovado pela quimioterapia
Bata cirúrgicaMcKesson1104452Bata Cirúrgica Não Reforçada com Toalha McKesson Grande Azul Estéril AAMI Nível 3
Tesoura de SuturaJorvet LabsJ0910SASuper Corte, Mayo, Reta, 5 1/2″
Kit de coloração TUNELABP BioscienceA049TUNEL Kit de detecção de apoptose cromogênica
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Referências

  1. Thomas, A. C., Hubbard-Turner, T., Wikstrom, E. A., Palmieri-Smith, R. M. Epidemiology of posttraumatic osteoarthritis. Journal of Athletic Training. 52 (6), 491-496 (2017).
  2. Pasquale, M. K., et al. Healthcare Utilization and costs of knee or hip replacements versus pain-relief injections. American Health Drug Benefits. 8 (7), 384-394 (2015).
  3. Yao, J. J., et al. Direct Inpatient medical costs of operative treatment of periprosthetic hip and knee infections are twofold higher than those of aseptic revisions. Journal of Bone and Joint Surgery America. 103 (4), 312-318 (2021).
  4. Anatone, A. J., et al. Decreased implant survival is associated with younger patients undergoing total knee arthroplasty. HSS Journal. 18 (2), 290-296 (2022).
  5. Stone, B., Nugent, M., Young, S. W., Frampton, C., Hooper, G. J. The lifetime risk of revision following total knee arthroplasty : a New Zealand Joint Registry study. The Bone and Joint Journal. 104-B (2), 235-241 (2022).
  6. Chen, D., et al. Osteoarthritis: toward a comprehensive understanding of pathological mechanism. Bone Research. 5, 16044(2017).
  7. Robinson, W. H., et al. Low-grade inflammation as a key mediator of the pathogenesis of osteoarthritis. Nature Review Rheumatology. 12 (10), 580-592 (2016).
  8. Perez-Garcia, S., et al. Profile of matrix-remodeling proteinases in osteoarthritis: impact of fibronectin. Cells. 9 (1), 40(2019).
  9. Hashimoto, S., Ochs, R. L., Komiya, S., Lotz, M. Linkage of chondrocyte apoptosis and cartilage degradation in human osteoarthritis. Arthritis Rheumatology. 41 (9), 1632-1638 (1998).
  10. Natoli, R. M., Athanasiou, K. A. Traumatic loading of articular cartilage: Mechanical and biological responses and post-injury treatment. Biorheology. 46 (6), 451-485 (2009).
  11. Coleman, M. C., Brouillette, M. J., Andresen, N. S., Oberley-Deegan, R. E., Martin, J. M. Differential effects of superoxide dismutase mimetics after mechanical overload of articular cartilage. Antioxidants (Basel). 6 (4), 98(2017).
  12. Goodwin, W., et al. Rotenone prevents impact-induced chondrocyte death. Journal of Orthopaedic Research. 28 (8), 1057-1063 (2010).
  13. Wolff, K. J., et al. Mechanical stress and ATP synthesis are coupled by mitochondrial oxidants in articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 31 (2), 191-196 (2013).
  14. Delco, M. L., Bonnevie, E. D., Bonassar, L. J., Fortier, L. A. Mitochondrial dysfunction is an acute response of articular chondrocytes to mechanical injury. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 739-750 (2018).
  15. Coleman, M. C., Ramakrishnan, P. S., Brouillette, M. J., Martin, J. A. Injurious loading of articular cartilage compromises chondrocyte respiratory function. Arthritis Rheumatology. 68 (3), 662-671 (2016).
  16. Bobinac, D., Spanjol, J., Zoricic, S., Maric, I. Changes in articular cartilage and subchondral bone histomorphometry in osteoarthritic knee joints in humans. Bone. 32 (3), 284-290 (2003).
  17. Coleman, M. C., et al. Targeting mitochondrial responses to intra-articular fracture to prevent posttraumatic osteoarthritis. Science Translational Medicine. 10 (427), eaan5372(2018).
  18. Heraud, F., Heraud, A., Harmand, M. F. Apoptosis in normal and osteoarthritic human articular cartilage. Annals of Rheumatological Diseases. 59 (12), 959-965 (2000).
  19. Narez, G. E., Fischenich, K. M., Donahue, T. L. H. Experimental animal models of post-traumatic osteoarthritis of the knee. Orthopedic Reviews (Pavia). 12 (2), 8448(2020).
  20. Fischenich, K. M., et al. Chronic changes in the articular cartilage and meniscus following traumatic impact to the lapine knee. Journal of Biomechanics. 48 (2), 246-253 (2015).
  21. Isaac, D. I., Meyer, E. G., Kopke, K. S., Haut, R. C. Chronic changes in the rabbit tibial plateau following blunt trauma to the tibiofemoral joint. Journal of Biomechanics. 43 (9), 1682-1688 (2010).
  22. Wei, F., et al. Post-traumatic osteoarthritis in rabbits following traumatic injury and surgical reconstruction of the knee. Annals of Biomedical Engineering. 50 (2), 169-182 (2022).
  23. Terracciano, R., et al. Quantitative high-resolution 7T MRI to assess longitudinal changes in articular cartilage after anterior cruciate ligament injury in a rabbit model of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage Open. 4 (2), 100259(2022).
  24. Huang, K., Cai, H. L., Zhang, P. L., Wu, L. D. Comparison between two rabbit models of posttraumatic osteoarthritis: A longitudinal tear in the medial meniscus and anterior cruciate ligament transection. Journal of Orthopaedic Research. 38 (12), 2721-2730 (2020).
  25. Sun, Z. B., Peng, H. Experimental Study on the prevention of posttraumatic osteoarthritis in the rabbit knee using a hinged external fixator in combination with exercises. Journal of Investigative Surgery. 32 (6), 552-559 (2019).
  26. Gardner, M. J., et al. The incidence of soft tissue injury in operative tibial plateau fractures: a magnetic resonance imaging analysis of 103 patients. Journal of Orthopedic Trauma. 19 (2), 79-84 (2005).
  27. Dilley, J. E. B. M. A., Roman, N., McKinley, T. O., Sankar, U. Post-traumatic osteoarthritis: A review of pathogenic mechanisms and novel targets for mitigation. Bone Reports. 18, 101658(2023).
  28. Seol, D., et al. Effects of knockout of the receptor for advanced glycation end-products on bone mineral density and synovitis in mice with intra-articular fractures. Journal of Orthopedic Research. 36 (9), 2439-2449 (2018).
  29. Furman, B. D., et al. Joint degeneration following closed intraarticular fracture in the mouse knee: a model of posttraumatic arthritis. Journal of Orthopedic Research. 25 (5), 578-592 (2007).
  30. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis Cartilage. 18 Suppl 3, S17-S23 (2010).
  31. McCoy, A. M. Animal models of osteoarthritis: comparisons and key considerations. Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).
  32. Fening, S. D., Jones, M. H., Moutzouros, V., Downs, B., Miniaci, A. Method for Delivering a controlled impact to articular cartilage in the rabbit knee. Cartilage. 1 (3), 211-216 (2010).
  33. Leucht, F., et al. Development of a new biomechanically defined single impact rabbit cartilage trauma model for in vivo-studies. Journal of Investigative Surgery. 25 (4), 235-241 (2012).
  34. Vrahas, M. S., Smith, G. A., Rosler, D. M., Baratta, R. V. Method to impact in vivo rabbit femoral cartilage with blows of quantifiable stress. Journal of Orthopedic Research. 15 (2), 314-317 (1997).
  35. Borrelli, J. Jr, Burns, M. E., Ricci, W. M., Silva, M. J. A method for delivering variable impact stresses to the articular cartilage of rabbit knees. Journal of Orthopedic Trauma. 16 (3), 182-188 (2002).
  36. Milentijevic, D., Rubel, I. F., Liew, A. S., Helfet, D. L., Torzilli, P. A. An in vivo rabbit model for cartilage trauma: a preliminary study of the influence of impact stress magnitude on chondrocyte death and matrix damage. Journal of Orthopedic Trauma. 19 (7), 466-473 (2005).
  37. Alexander, P. G., et al. An In vivo lapine model for impact-induced injury and osteoarthritic degeneration of articular cartilage. Cartilage. 3 (4), 323-333 (2012).
  38. Bonitsky, C. M., et al. Genipin crosslinking decreases the mechanical wear and biochemical degradation of impacted cartilage in vitro. Journal of Orthopedic Research. 35 (3), 558-565 (2017).
  39. Bartley, K. A., Johnson, C. H. Human Infant pants for postoperative protection during social housing of new zealand white rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 58 (4), 510-516 (2019).
  40. Lillie, R. D., Fullmer, H. M. Histopathologic technic and practical histochemistry. , 4th edn, Blakiston Division, McGraw-Hill. (1976).
  41. Armed Forces Institute of Pathology: Laboratory Methods in Histotechnology. Washington DC: American Registry of Pathology. Prophet, E., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. , (1992).
  42. Dilley, J. E., et al. CAMKK2 is upregulated in primary human osteoarthritis and its inhibition protects against chondrocyte apoptosis. Osteoarthritis and Cartilage. 31 (7), 908-918 (2023).
  43. Pritzker, K. P., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: grading and staging. Osteoarthritis Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  44. Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 23 (10), 1627-1638 (2015).
  45. Borrelli, J., Zaegel, M. A., Martinez, M. D., Silva, M. J. Diminished cartilage creep properties and increased trabecular bone density following a single, sub-fracture impact of the rabbit femoral condyle. Journal of Orthopaedic Research. 28 (10), 1307-1314 (2010).
  46. Borrelli, J., Silva, M. J., Zaegel, M. A., Franz, C., Sandell, L. J. Single high-energy impact load causes posttraumatic OA in young rabbits via a decrease in cellular metabolism. Journal of Orthopedic Research. 27 (3), 347-352 (2009).
  47. Borrelli, J. Jr, Zhu, Y., Burns, M., Sandell, L., Silva, M. J. Cartilage tolerates single impact loads of as much as half the joint fracture threshold. Clinical Orthopedics and Related Research. 426, 266-273 (2004).
  48. Karnik, S., et al. Decreased SIRT1 activity is involved in the acute injury response of chondrocytes to ex vivo injurious mechanical overload. International Journal of Molecular Sciences. 24 (7), 6521(2023).
  49. Mevel, E., et al. Systemic inhibition or global deletion of CaMKK2 protects against post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 30 (1), 124-136 (2022).

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