Artigo de método

Ligadura parcial do nervo ciático: um modelo murino de dor neuropática crônica para estudar o efeito antinociceptivo de novas terapias

DOI:

10.3791/64555

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6 de outubro de 2022

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1Department of Pharmacology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 2Department of Anesthesiology, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 3Neuroscience Graduate Interdisciplinary Program, College of Medicine, The University of Arizona, Tucson, 4Comprehensive Pain and Addiction Center, The University of Arizona, Tucson, 5Department of Anesthesiology and Pain Management, University of Texas Southwestern Medical Center

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A ligadura parcial do nervo ciático induz dor neuropática crônica de longa duração, caracterizada por respostas exageradas a estímulos térmicos e mecânicos. Este modelo murino de dor neuropática é comumente usado para estudar terapias inovadoras para o tratamento da dor. Este artigo descreve em detalhes o procedimento cirúrgico para melhorar a padronização e reprodutibilidade.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O manejo da dor crônica permanece desafiador até hoje, e os tratamentos atuais estão associados a efeitos adversos, incluindo tolerância e dependência. A dor neuropática crônica resulta de lesões ou doenças no sistema somatossensorial. Para investigar potenciais terapias com efeitos colaterais reduzidos, modelos de dor em animais são o padrão-ouro em estudos pré-clínicos. Portanto, modelos bem caracterizados e bem descritos são cruciais para o desenvolvimento e validação de terapias inovadoras.

A ligadura parcial do nervo ciático (NPNs) é um procedimento que induz dor neuropática crônica em camundongos, caracterizada por hipersensibilidade mecânica e térmica, dor contínua e alterações na temperatura do membro, tornando esse modelo um ótimo ajuste para estudar a dor neuropática pré-clinicamente. O NPNp é um modelo vantajoso para o estudo da dor neuropática, pois reproduz muitos sintomas observados em humanos com dor neuropática. Além disso, o procedimento cirúrgico é relativamente rápido e simples de ser realizado. O NPNp unilateral de um membro permite a comparação entre as patas ipsilateral e contralateral, bem como a avaliação da sensibilização central.

Para induzir hipersensibilidade neuropática crônica, um fio de nylon inabsorvível 9-0 é usado para ligar o terço dorsal do nervo ciático. Este artigo descreve o procedimento cirúrgico e caracteriza o desenvolvimento de dor neuropática crônica por meio de múltiplos testes comportamentais comumente utilizados. Como uma infinidade de terapias inovadoras estão sendo investigadas para o tratamento da dor crônica, este artigo fornece conceitos cruciais para a padronização e uma descrição precisa das cirurgias necessárias para induzir dor neuropática.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A dor crônica é um problema de saúde significativo em todo o mundo e é um dos problemas de saúde mais caros nos Estados Unidos. O tratamento da dor crônica é mais bem conduzido quando as modalidades farmacológica e não farmacológica são utilizadas de forma multidisciplinar1. O manejo da dor crônica é desafiador e, em alguns casos, não trata adequadamente a dor2. Portanto, métodos novos e complementares são necessários para melhorar o tratamento da dor crônica, e modelos animais são cruciais para investigar terapias inovadoras.

A dor neuropática crônica resulta de lesões ou doenças no sistema somatossensorial, incluindo diabetes, infecções, compressões nervosas ou doenças autoimunes3. A dor neuropática depende tanto de mecanismos de sensibilização periférica quanto central e origina-se de uma lesão dos nervos. Essa dor pode ser caracterizada por hiperalgesia e alodínia evocadas pelo toque e termicamente, dor contínua e mudanças na temperatura do membro afetado4. Para melhor entender os mecanismos e avançar novos tratamentos, vários modelos têm sido desenvolvidos em roedores para mimetizar os sintomas e as causas da dor neuropática5. Por exemplo, a dor neuropática pode ser induzida com injeções de quimioterápicos, ligadura do nervo espinhal (LN), lesão de constrição crônica (ICC) do nervo ciático, LNPp, lesão do nervo poupado, transecção do nervo ciático e trisecção do nervo ciático6. Notadamente, a ligadura do nervo ciático reproduz múltiplas características da dor neuropática observadas em humanos, como hipersensibilidade mecânica e térmica, ou alterações na temperatura do membro afetado, características da síndrome dolorosa complexa regional (SDCR)7. Assim, esse modelo é adequado para o estudo da SDCR ou de qualquer outra lesão nervosa que induza dor neuropática crônica. O modelo foi desenvolvido pela primeira vez por Seltzer em 19908, sendo amplamente utilizado em estudos de dor para investigar novos compostos analgésicos ou avaliar os efeitos cognitivos da dor crônica 9,10,11,12,13. O modelo apresenta alta reprodutibilidade, e a ligadura parcial preserva as respostas comportamentais aos estímulosperiféricos6.

Muitos dos modelos atualmente utilizados apresentam deficiências não observadas no PNLp. O modelo CCI apresenta uma variabilidade de lesão muito maior entre cada animal, dependendo do conforto do constritor, e a autotomia altera os dígitos da pata traseira, tornando o modelo inadequado para análisecomportamental6. O modelo SNL é uma cirurgia muito mais complicada e mais longa, que não só requer habilidades técnicas avançadas, mas também apresenta um alto risco de déficits motoresgraves3. Essas deficiências não são observadas no modelo pSNL. A facilidade de reprodutibilidade, a curta duração da cirurgia e o risco reduzido de déficits motores observados no pós-operatório tornam esse modelo valioso para o estudo da dor neuropática periférica 8,14. No entanto, o próprio procedimento de ligadura parcial pode ter variabilidade entre os experimentadores, resultando em menor consistência no número de fibras nervosas ligadas. Assim, apresentar os detalhes da cirurgia é fundamental para aumentar a reprodutibilidade entre os estudos.

Para induzir neuropatia crônica, uma sutura de náilon inabsorvível 9-0 é usada para ligar um terço da largura do nervo ciático. Após a cirurgia, as respostas aos estímulos térmicos e mecânicos são exageradas, iniciando-se no 1º dia de pós-operatório e durando mais de 50dias8. Aqui, as sensibilidades térmica e mecânica foram avaliadas ao longo de 28 dias usando os testes de Hargreaves, placa quente e filamento de von Frey. Todos os ensaios comportamentais demonstraram a consistência da hipersensibilidade de longa duração. Demonstrou-se que esse modelo tem efeitos dose-dependentes tanto da morfina quanto do ibuprofeno, confirmando que é adequado para estudos pré-clínicos de dor. Notavelmente, este artigo descreve as instruções para uma ferramenta de vidro artesanal única, conhecida como "gancho de vidro nervoso". Esta ferramenta é usada no lugar da pinça para manipular o nervo e evitar lesões nervosas adicionais não intencionais durante a cirurgia.

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Protocolo

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Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade do Arizona e estão em conformidade com as diretrizes para o uso de animais de laboratório do National Institutes of Health (publicação do NIH nº 80-23, 1966). Camundongos C57Bl6/J adultos livres de patógenos (peso no teste: 22-28 g) foram alojados em gaiolas de camundongos do biotério padrão (cinco camundongos por gaiola) em salas climatizadas em um ciclo claro/escuro de 12 h e tiveram acesso a comida e água ad libitum. Todos os experimentos comportamentais foram conduzidos por experimentadores cegos para as condições de tratamento.

1. Linha de base: a medida da sensibilidade mecânica

  1. Após a chegada dos ratos, deixe-os habituar-se ao biotério por 1 semana. Em seguida, habituar os animais ao manejo experimental por ≥7 dias a partir de então.
  2. Habituar os camundongos ao aparelho de teste de von Frey por 1 h antes do teste, colocando-os em caixas de Plexiglas transparentes, em uma tela de arame, na mesma sala da sala de teste - de preferência com o experimentador presente na sala durante a habituação.
  3. Estabelecer o limiar basal de retirada da pata através do método "up-and-down" usando filamentos de von Frey descritos na Tabela Suplementar S1, começando com o filamento de 3,61 (3,9 mN).
    1. Medir a resposta de retirada à sondagem da pata traseira médio-plantar com uma série de monofilamentos finos (von Frey) calibrados. Aplicar cada filamento perpendicularmente uma vez à superfície plantar da pata traseira ipsilateral do pSNL dos animais mantidos em gaiolas de malha metálica suspensas. Avaliar a sensibilidade mecânica pelo método "up-and-down"15: determinar o limiar de retirada aumentando ou diminuindo sequencialmente a força do estímulo, correspondente ao tamanho do filamento. Aplique sequencialmente cada filamento uma vez.
      NOTA: O experimentador deve evitar estimular qualquer um dos coxins para obter resultados consistentes entre os animais.
    2. Por exemplo, se o animal não responder ao filamento 3,61, use o filamento 4,08 mais espesso (9,8 mN) (uma resposta é notada visualmente como retirada, agitação ou lambida da pata afetada); se o animal respondeu pela primeira vez, utilizar o filamento 3,22 (1,6 mN) mais fino. Continue a usar filamentos cada vez mais espessos ou decrescentes, dependendo se o animal teve respostas subsequentes positivas ou negativas, respectivamente. Relate respostas negativas e positivas na ficha técnica apresentada na Tabela Suplementar S1. Teste a mesma pata 4x com filamentos diferentes após a primeira resposta positiva.

2. Linha de base: a medida da sensibilidade térmica usando o teste de Hargreaves

  1. Após a chegada dos ratos, deixe-os habituar-se ao biotério por 1 semana. Em seguida, habituar os animais ao manejo experimental por ≥7 dias a partir de então.
  2. Habituar os ratos ao aparelho de teste Hargreaves por 1 h antes do teste, colocando-os em caixas de Plexiglas transparentes, na mesma sala da sala de teste - de preferência com o experimentador presente na sala durante a habituação.
    NOTA: O teste de Hargreaves requer que o animal fique parado por alguns segundos. Com ratos, a habituação é a chave para um experimento bem-sucedido. Assim, se os ratos permanecerem muito ativos após 1 h de habituação, permita que eles se aclimatem por mais tempo, conforme necessário.
    1. Determinar as latências de retirada da pata conforme descrito por Hargreaves et al.16. Aclimate os ratos dentro dos compartimentos de Plexiglas em uma placa de plexiglass transparente.
    2. Focalize uma fonte de calor radiante (lâmpada de projetor de alta intensidade) na superfície plantar da pata traseira ipsilateral ao pSNL. Ajustar a intensidade da fonte de calor para obter uma linha de base de latência de retirada da pata de aproximadamente 10 s. Em seguida, mantenha a intensidade constante pelo restante do experimento.
    3. Aguarde que um detector de movimento interrompa automaticamente o estímulo e o temporizador quando a pata for retirada. Use um ponto de corte máximo de 33,5 s para evitar danos teciduais.
      OBS: O ponto de corte é determinado com base em experimentos e artigos anteriores para evitar danos adicionais à pele11,17,18. Com a intensidade utilizada neste estudo, 33,5 é o ponto de corte, correspondendo a uma intensidade de estímulo de 30 (50 W) utilizando o aparelho de Hargreaves. O comportamento observado é reflexo, não voluntário.
    4. Estabelecer as latências basais de retirada da pata utilizando o aparelho de Hargreaves e visando a superfície plantar da pata traseira ipsilateral do pSNL. Iniciar a estimulação térmica e registrar a latência de retirada. Para evitar afetar a temperatura do estímulo térmico, limpe qualquer urina durante os ensaios.

3. Linha de base: a medida da sensibilidade térmica usando o teste da placa quente

  1. Habituar os animais à sala de ensaio durante 1 h antes dos ensaios.
    NOTA: Como a temperatura ambiente é importante e pode afetar as respostas ao teste de placa quente, certifique-se de que a temperatura da sala esteja consistentemente em torno de 22 °C durante o período de habituação e durante o período de teste.
  2. Ajuste a placa quente para 52 °C, pois foi demonstrado que essa temperatura provoca idealmente uma resposta térmica aversiva19.
  3. Coloque o animal na câmara de ensaio e inicie um cronómetro.
  4. Observe comportamentos nocifensivos (i.e., retirada da pata, lambedura, agitação). Como a cirurgia de NPNp afeta o membro pélvico, desconsidere quaisquer comportamentos observados nos membros anteriores (especialmente lamber o membro anterior).
  5. Pare o cronômetro assim que o comportamento nocifensivo for observado.
  6. Retire o animal da câmara e registre a latência para esse comportamento.
    NOTA: Retire os animais da câmara após um máximo de 30 s para evitar danos nos tecidos. Além disso, é importante ressaltar que o comportamento observado é um comportamento reflexo, não voluntário.
  7. Limpar a câmara de teste com etanol 70% entre os animais para reduzir o impacto comportamental dos odores. Para não afetar a temperatura do estímulo térmico, limpe o aparelho de qualquer urina entre cada animal testado.
  8. Para confirmar os resultados, grave vídeos dos animais na câmara de placa quente durante os testes para revisão após os animais terem sido testados.
    NOTA: Usando a revisão de vídeo para quantificar latências, o experimentador pode observar repetidamente o teste e analisar de perto comportamentos nocifensivos que podem ter sido perdidos durante a observação em tempo real.

4. Preparo pré-operatório

NOTA: Certifique-se de que as gaiolas limpas estão disponíveis para recuperar os ratos após a cirurgia. Limpar a área cirúrgica com etanol 70%, desinfetar as mãos com etanol 70%, usar luvas estéreis, usar equipamentos de proteção individual (EPIs) adequados (jaleco, rede de cabelo, sapatilhas) e praticar técnicas estéreis durante toda a cirurgia.

  1. Preparar os instrumentos (Figura Suplementar S1) e recursos adicionais (gaze) a serem utilizados na cirurgia, autoclavando-os previamente.
  2. Induzir anestesia com isoflurano volátil e ajustar conforme necessário para manter o plano cirúrgico. Certifique-se de que o oxigênio esteja em uma taxa de fluxo adequada.
  3. Para garantir que o animal esteja anestesiado, aperte os dedos da pata traseira com uma pinça para garantir a ausência do reflexo da pata e verifique o reflexo de piscar da córnea antes de aplicar pomada oftálmica lubrificante.
    OBS: Os analgésicos não podem ser oferecidos neste estudo, pois podem alterar a via da dor que se pretende analisar ou mesmo neutralizar e invalidar o comportamento que está sendo mensurado de acordo com os objetivos da pesquisa da dor20,21,22.
  4. Ao escolher de que lado realizar a cirurgia (à esquerda é demonstrado aqui), raspe a pata traseira do animal ao redor da região da coxa, inferiormente em direção à patela, superiormente em direção ao quadril e acima do fêmur. Limpe 3x com clorexidina em uma direção com três gazes separadas, alternadas com soro fisiológico estéril quente.
    OBS: Daqui para frente, certifique-se de que todos os animais tenham a cirurgia realizada do mesmo lado para manter a consistência.
  5. Deslize a perna através de uma fenda feita em um drape estéril de 10 cm x 10 cm para criar um campo estéril ao redor da perna de escolha.

5. Procedimento cirúrgico

  1. Com tesoura cirúrgica fina (Figura Suplementar S1F), confeccione-se um pequeno corte de 2 mm da pele na linha média da face lateral da coxa. Deslize a tesoura sob a pele em um movimento circular para romper a fáscia e criar uma folga, ampliando o espaço da incisão.
  2. Usando pinça de amarração (Figura Suplementar S1H), crie uma incisão afiada verticalmente em um ângulo de 90° nos músculos da coxa, com 1 cm de profundidade.
  3. Insira a tesoura fina pequena (Figura Suplementar S1G) na mesma incisão, também em um ângulo de 90°, e espalhe-as suavemente para separar os músculos. Continue a fazer isso até que o nervo ciático seja visualizado.
  4. Localize o nervo ciático, que pode parecer brilhante e fino, correndo paralelamente à coxa vertical, na direção do quadril ao joelho. Retire a tesoura e a pinça de amarração do corpo antes de prosseguir.
  5. Use a pinça extrafina (Figura Suplementar S1D) e o gancho de vidro do nervo (Figura Suplementar S1E) para isolar o nervo por baixo. Liberte cuidadosamente o nervo dos tecidos conjuntivos circundantes em um local próximo ao trocanter do fêmur, que está mais próximo do quadril e mais distante do joelho.
  6. Deixe o nervo descansar sobre a haste de vidro e certifique-se de que a extremidade da haste impede que o nervo se desloque.
  7. Colocar um nó cirúrgico para amarrar 1/3 da largura do nervo ciático com fio de náilon 9-0, antes de este se dividir nos ramos fibular comum, tibial e sural3.
    NOTA: A ramificação ocorre quando o nervo ciático percorre o joelho, afastando-se do quadril. Como esses três ramos do nervo têm três inervações diferentes, é imperativo colocar o nó cirúrgico antes da ramificação para garantir os mesmos déficits nervosos em todas as cirurgias com animais.
  8. Tome cuidado para segurar os fios perto do nó ao puxar os fios com força, de modo a não puxar o nervo com força excessiva para evitar deslizar o nervo para fora da haste de vidro e evitar mais lesões por estiramento.
  9. Deslize cuidadosamente o nervo para fora da haste de vidro assim que o nó estiver completo e coloque-o de volta no local original no nível abaixo dos músculos separados.
  10. Sutura da incisão muscular com fio absorvível poliglicólico 5-0. Separadamente, sutura da pele com fio de polipropileno 6-0 inabsorvível.
  11. Registre o tempo de parada da cirurgia e da anestesia. Deixe o rato acordar, sozinho numa gaiola de recuperação, antes de o devolver a uma nova gaiola limpa.
    OBS: Durante toda a cirurgia, pinça os dedos dos pés do animal para confirmar a manutenção adequada da anestesia e monitore sua respiração e perfusão corporal (vermelho, rosa, pálido). Se a respiração for significativamente reduzida ou o animal parecer pálido, considere reduzir o fluxo de anestesia ou aumentar o fluxo de oxigênio e ter uma seringa cheia de soro fisiológico pronta para injetar por via subcutânea para reidratar o animal. Em todos os momentos, o animal deve ter uma fonte de calor colocada abaixo dele para manter o calor corporal.

6. Procedimento de cirurgia simulada para animais controle

  1. Seguir os passos 5.1-5.11 do procedimento cirúrgico; Exclua as etapas 5.4-5.9.

7. Testes comportamentais pós-cirúrgicos

NOTA: Certifique-se de que o experimentador está cego para qualquer tratamento. A dor neuropática crônica se desenvolverá ao longo de 2 semanas após a cirurgia, após as quais testes comportamentais podem ser realizados após a administração de compostos de interesse.

  1. Use o teste de von Frey, Hargreaves ou placa quente para avaliar a hipersensibilidade térmica e mecânica e sua potencial reversão.
  2. Remover qualquer animal do estudo se ele atender aos critérios de desfecho descritos pelo comitê institucional de cuidados e uso de animais.
  3. Eutanasiar os animais seguindo os procedimentos descritos pelo comitê institucional de cuidados e uso de animais ao final dos testes comportamentais.

8. Análise dos dados

  1. von Frey:
    1. Analise os dados usando o método não paramétrico de Dixon, conforme descrito por Chaplan ecols.23, e expresse os dados como o limiar médio de retirada.
      1. Na página principal do software referenciado (ver Tabela de Materiais), selecione todos os filamentos que foram utilizados para o estudo (2,44, 2,83, 3,22, 3,61, 4,08, 4,31 e 4,56). No painel do grupo , selecione o filamento correspondente à última simulação. Na caixa em branco , relate as respostas positivas (X) e negativas (o). Anote os limiares informados na caixa à esquerda do padrão de respostas observado.
        NOTA: Um exemplo de padrão e quantificação é apresentado na Figura Suplementar S2.
  2. Hargreaves e chapa quente:
    1. Reporte as latências em uma planilha para posterior análise estatística.
    2. Plotar os resultados como a média das sensibilidades (limiares ou latências) em função do tempo.

9. Instruções sobre como fazer o gancho de vidro do nervo

OBS: Pratique a segurança contra incêndio durante todo esse processo. Use proteção adequada, como luvas ou óculos resistentes ao calor, conforme necessário.

  1. Ligue o queimador de Bunsen.
  2. Segure uma extremidade da haste de vidro (A) ao fogo em uma das mãos. À medida que essa haste de vidro derrete, use outra haste de vidro (B) na outra mão para guiar e puxar o vidro derretido na haste A. Retire a haste de vidro A do fogo e deixe a extremidade da porção derretida rolar naturalmente para dentro para formar uma pequena forma de esfera. Use a haste de vidro B para guiar esta forma.

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Resultados

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A dor neuropática crônica foi induzida pela ligadura parcial do nervo ciático de camundongos machos C57Bl6/J (Figura 1A). A sensibilidade mecânica foi avaliada utilizando-se filamentos de von Frey e o método "up-and-down". A sensibilidade térmica ao calor foi avaliada pelos testes de Hargreaves e placa quente. Todos os dados foram analisados com ANOVA two-way para medidas repetidas com correção de Geisser-Greenhouse para comparar o efeito da cirurgia de NPNp em animais simulados ao longo do ...

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Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O tratamento da dor crônica muitas vezes requer medicação de longo prazo, tornando o tratamento da dor desafiador. Assim, os modelos pré-clínicos são uma ferramenta essencial para avaliar os potenciais benefícios de terapias inovadoras baseadas em abordagens farmacológicas ou não farmacológicas. Os inúmeros modelos de dor crônica neuropática trazem desafios devido ao aumento da variabilidade nas técnicas cirúrgicas entre diferentes pesquisadores, levando à redução da reprodutibilidade. Assim, é essencial caracterizar os ...

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Divulgações

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Os autores não têm conflitos de interesse a declarar. Nenhum dos autores do manuscrito recebeu qualquer remuneração ou qualquer reembolso ou honorários de qualquer outra forma. Os autores não são afiliados a nenhum fornecedor ou empresa farmacêutica associada a este estudo.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta pesquisa foi apoiada pelo Centro Nacional de Saúde Complementar e Integrativa [R01AT009716, 2017] (M.M.I.), pelo Centro Abrangente de Dor Crônica e Dependência-Universidade do Arizona (M.M.I.) e pelo Programa de Treinamento de Cientistas Médicos (MSTP) da Universidade do Arizona, Faculdade de Medicina, Tucson.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
5/0, FS-2, 30" PGA Trançado Ácido Poliglicólico Sintético Sutura AbsorvívelCP Medical421Ahttps://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/
6/0, P-1, 18" Sutura Não Absorvível de Monofilamento de Polipropileno AzulCP Medical8697P
https://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/ 9/0 (0,3 métrico) Monofilamento Preto de Nylon SuturaCrestpoint OftalmicsMANI 1407https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html
Allodynia Software National Instruments, LabView 2015Quantificação dos limiares médios de retirada (dados de Von Frey) camundongos
C57Bl6 / J The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME000664https://www.jax.org/strain/000664
Porta-agulhas CastroviejoFerramentas de Belas Ciências12565-14https://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14
Teste de Placa FriaBiosebBIO-CHPhttps://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html
Suporte de malha metálica elevado para Von FreyBiosebBIO-STD2-EVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html
Pinça Graefe extra finaFerramentas de Belas Ciências11152-10https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110
Porta-agulhas Castroviejo finoSimovision/Geuder17565https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf
Tesouras finas (11,5 cm)Ferramentas de Belas Ciências14558-11https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11
Tesoura fina (9 cm)Ferramentas de Belas Ciências14558-09
https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09 Pinça de írisFerramentas de Belas Ciências11064-07https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07
Micro Adson fórcepsFine Science Tools392487https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps
Gaiolas modulares para ratos e camundongosBiosebBIO-PVFhttps://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html
Moretti/Effetre #240 Hastes de vidro azul cobalto claro 4 mmEbayN/Ahttps://www.ebay.com/itm/402389491328?hash=item5db0485e80:g:agYAAOS
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Teste Plantar para Estimulação Térmica - Aparelho HargreavesUgo Basile37570https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation
Avaliadores Sensoriais de Teste de Toque, Conjunto de 20 MonofilamentosNorth Coast MedicalNC12775-99https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html
Pinça de amarraçãoDuckworth & Kent2-504ER8https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/

Referências

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