Artigo de método

Modelo de Asfixia Perinatal de Leitões para Estudo da Lesão Cardíaca e Hemodinâmica após Parada Cardíaca, Ressuscitação e Retorno à Circulação Espontânea

2.6K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/64788

⸱

13 de janeiro de 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Clinical Medicine, Faculty of Medicine, University of Oslo, 2Department of Neonatal Intensive Care, Division of Pediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 3Department of Pediatric Research, Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 4Department of Pediatrics, Vestfold Hospital Trust, 5Department of Anesthesiology, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 6Department of Pediatrics, Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 7Centre for the Studies of Asphyxia and Resuscitation, Neonatal Research Unit, Royal Alexandra Hospital, 8Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Institute of Clinical Medicine, University of Oslo, 9Department of Paediatrics and Adolescent Health, University of Botswana, 10Department of Pediatric Research, Oslo University Hospital, University of Oslo, 11Department of Pediatrics, Robert H Lurie Medical Research Center, Northwestern University Chicago

Neste artigo

Resumo

Esse modelo de leitão envolve instrumentação cirúrgica, asfixia até a parada cardíaca, ressuscitação e observação pós-ressuscitação. O modelo permite múltiplas amostragens por animal e, por meio da monitorização contínua invasiva da pressão arterial, ECG e débito cardíaco não invasivo, fornece conhecimento sobre hemodinâmica e fisiopatologia cardíaca na asfixia perinatal e na ressuscitação cardiopulmonar neonatal.

Resumo

Leitões neonatais têm sido extensivamente utilizados como modelos translacionais para asfixia perinatal. Em 2007, adaptamos um modelo bem estabelecido de asfixia de leitões, introduzindo parada cardíaca. Isso nos permitiu estudar o impacto da asfixia grave em desfechos importantes, incluindo o tempo de retorno à circulação espontânea (ROSC), bem como o efeito das compressões torácicas de acordo com protocolos alternativos de ressuscitação cardiopulmonar. Devido às semelhanças anatômicas e fisiológicas entre leitões e neonatos humanos, os leitões servem como bons modelos em estudos de ressuscitação cardiopulmonar e monitorização hemodinâmica. De fato, esse modelo de parada cardíaca forneceu evidências para o desenvolvimento de diretrizes por meio de pesquisas sobre protocolos de ressuscitação, fisiopatologia, biomarcadores e novos métodos de monitorização hemodinâmica. Notavelmente, o achado incidental de que uma fração substancial de leitões tem atividade elétrica sem pulso (PEA) durante a parada cardíaca pode aumentar a aplicabilidade do modelo (ou seja, pode ser usado para estudar a fisiopatologia que se estende além do período perinatal). No entanto, a geração do modelo é tecnicamente desafiadora e requer vários conjuntos de habilidades, pessoal dedicado e um equilíbrio fino das medidas, incluindo os protocolos cirúrgicos e o uso de sedativos/analgésicos, para garantir uma taxa razoável de sobrevida. Neste artigo, o protocolo é descrito em detalhes, bem como as experiências com adaptações ao protocolo ao longo dos anos.

Introdução

A asfixia perinatal é causada pelo comprometimento das trocas gasosas (hipoxemia e hipercapnia) antes, durante e/ou após o nascimento. Resulta em redução do fluxo sanguíneo (isquemia) para órgãos vitais e subsequente acidose mista respiratória e metabólica. A asfixia perinatal é uma complicação comum no parto que anualmente causa 580.000 mortes infantis no mundo1. A diminuição desse número é essencial para reduzir as mortes em recém-nascidos e crianças menores de 5 anos, conforme estabelecido no Objetivo de Desenvolvimento Sustentável número 3.2 das Nações Unidas (i.e., mortalidade neonatal <12 por 1.000 nascidos vivos e mortalidade de menores de 5 anos <25 por 1.000 nascidos vivos)2.

Clinicamente, a asfixia apresenta-se como encefalopatia hipóxico-isquêmica (EHI), depressão respiratória e insuficiência circulatória no recém-nascido3 (isto é, sintomas e sinais de hipóxia-isquemia de órgãos vitais)4. Consequentemente, um lactente asfixiado pode precisar de tratamento para encefalopatia, incluindo convulsões e suporte respiratório e circulatório avançado. Globalmente, a cada ano, cerca de 10 milhões de bebês necessitam de alguma forma de intervenção, como estimulação tátil, e 6-7 milhões de bebês necessitam de ventilação assistida aonascer5. Assim, a asfixia perinatal coloca uma enorme pressão sobre o sistema de saúde, com implicações socioeconômicas associadas. Para reduzir a carga global de doenças atribuídas à asfixia perinatal, nossos grupos de pesquisa acreditam que as seguintes áreas de foco devem ser investigadas em estudos científicos: prevenção, incluindo a melhoria da assistência e acompanhamento pré-natal e obstétrico; biomarcadores prognósticos; e reanimação e estabilização otimizadas da sala de parto6.

Leitões recém-nascidos e lactentes humanos em gestação próxima ao termo têm anatomia e fisiopatologia semelhantes7. Embora nenhum modelo animal de asfixia perinatal e parada cardíaca possa criar o aspecto completo de transição perinatal fracassada levando a asfixia e parada cardíaca, os leitões são bons modelos translacionais.

Já na década de 1970, desenvolvemos um modelo de hipóxia em suínos adultos8. Foi aperfeiçoado com sucesso pelos grupos depesquisa9, fornecendo um modelo leitão de asfixia perinatal 10,11,12,13,14,15,16,17,18. Em 2007, os primeiros experimentos com parada cardíaca em leitões foram realizados no Institute for Surgical Research do Oslo University Hospital11,13,15,16. O modelo de parada forneceu evidências para o desenvolvimento de diretrizes10,13,15,16,19,20, bem como vastas oportunidades para estudos fisiológicos e testes de equipamentos/ferramentas diagnósticas14,21, protocolos de ressuscitação (estudos randomizados controlados)13,15,16,22, e biomarcadores sanguíneos e teciduais 10,12,20. Assim, o modelo tem se mostrado versátil, e uma única série experimental tem sido tradicionalmente utilizada para responder a diversas questões de pesquisa. Isso é importante e está de acordo com os três Rs (redução, substituição e refinamento) da pesquisa experimental com animais23 (ou seja, o princípio de reduzir o número de animais sacrificados para fins científicos).

No protocolo a seguir, o modelo leitão de asfixia perinatal é descrito em detalhes, incluindo como induzir, definir e determinar a parada cardíaca. O modelo foi refinado para minimizar a exposição a sedativos e intervenções cirúrgicas e inclui ventilação mecânica, asfixia, ressuscitação, observação pós-ressuscitação e coleta de amostras de sangue, urina e líquido cefalorraquidiano. Nossos grupos também tradicionalmente coletam tecidos de órgãos vitais post-mortem, mas o procedimento de coleta de tecidos não é descrito em detalhes neste protocolo. O modelo simula um insulto hipóxico com acidose mista respiratória e metabólica, que reflete a bioquímica de recém-nascidos humanos asfixiados. Através do monitoramento rigoroso dos leitões com avaliações invasivas de pressão arterial (PA) e frequência cardíaca (FC), oximetria de pulso (PO), eletrocardiograma (ECG), impedância cardiográfica (ICG) e espectroscopia no infravermelho próximo (NIRS), a fisiologia da asfixia perinatal, com foco particular no coração, pode ser estudada em detalhes.

O modelo é tecnicamente desafiador, pois um equilíbrio muito fino nas medicações, intervenções cirúrgicas e o método de indução da parada cardíaca são necessários para garantir uma taxa razoável de sobrevida. A realização dos experimentos requer uma preparação minuciosa e uma equipe dedicada e que funcione bem. A seleção de animais experimentais também parece desempenhar um papel importante na garantia do sucesso dos experimentos. Neste artigo, descrevemos o protocolo em detalhes e nossas experiências com ele.

Protocolo

O protocolo foi aprovado pela Autoridade Norueguesa de Segurança de Alimentos (aprovação nº 25030), e os experimentos foram conduzidos de acordo com os regulamentos europeus, noruegueses e institucionais. A replicação deste modelo requer a obtenção de aprovação ética para os experimentos com animais de acordo com as regulamentações institucionais e nacionais e a garantia de conduzir os experimentos de acordo com os três Rs23. Todo o pessoal que manuseia os animais tem de ser certificado com as funções A, B e D em conformidade com o artigo 23.º e o artigo 24.º da Diretiva UE 2010/63/UE24, ou equivalente. Monitorar cuidadosamente os animais durante todo o experimento e ajustar a anestesia, as configurações do ventilador, a temperatura e o posicionamento dos animais para garantir o bem-estar dos animais. Avalie criticamente o modelo e sua aplicação regularmente e refine conforme necessário e possível.

NOTA: Os leitões utilizados neste estudo tinham idade entre 12 e 36 anos, pesavam 1,7-2,3 kg, tinham distribuição igual entre os sexos, eram mestiços da raça Norwegian Landrace, Duro e Yorkshire e eram geneticamente não modificados. As etapas 1 e 2 do protocolo incluem anestesia geral e procedimentos de amostragem de dados que se aplicam durante todo o experimento, e as etapas 3 a 10 detalham os procedimentos experimentais, incluindo o preparo dos animais, intervenção cirúrgica, asfixia até a parada cardíaca, ressuscitação e observação pós-ressuscitação.

1. Protocolo de anestesia (TIME: aplica-se a todo o experimento)

  1. Induzir anestesia com fentanil (50 μg/kg) e pentobarbital (15-20 mg/kg) em bolus em bolus em cateter venoso periférico em veia otológica.
    CUIDADO: O fentanil é prejudicial se inalado ou ingerido e irrita os olhos e a pele. É também uma droga restrita. Seu fornecimento e uso devem ser monitorados e regulados de acordo com as regulamentações para medicamentos restritos. O pentobarbital é prejudicial se ingerido e irrita os olhos e a pele.
  2. Manter a anestesia com fentanil IV (50 μg/kg/h) até a asfixia e, em seguida, parar durante a asfixia e reinstituir a 25 μg/kg/h após o retorno da circulação espontânea (ROSC).
    NOTA: A anestesia com fentanil em altas doses utilizada neste modelo decorre de dezenas de anos de refinamento do modelo em um esforço colaborativo envolvendo neonatologistas e anestesiologistas pediátricos. A anestesia com fentanil em altas doses está associada à estabilidade cardiovascular e hemodinâmica25,26 em adultos humanos e neonatos. Entretanto, um estudo em leitões recém-nascidos mostrou que o uso de fentanil estava associado à redução da FC e do débito cardíaco (DC) e ao aumento da pressão arterial média (PAM), da pressão diastólica final do ventrículo esquerdo e do índice de resistência periférica total27.
  3. Monitorar o bem-estar do leitão durante todo o experimento. Verifique o tônus muscular e avalie os sinais vitais para se certificar de que o leitão está completamente anestesiado. Se o leitão apresentar sinais de sofrimento, administrar fentanil IV adicional ou pentobarbital IV de acordo com o julgamento clínico.

2. Amostragem de dados e registos (TIME: aplica-se a toda a experiência)

  1. Imprima um formulário de registro de caso em papel (CRF) para cada leitão. A IRC contém informações sobre a FC, PA (incluindo PAM), saturação de oxigênio (SpO2), saturação cerebral regional de oxigênio (NIRS), temperatura, medicação extra fornecida e tremores.
  2. No CRF, forneça ao leitão um número de identificação e registre o peso e o sexo do leitão na primeira página.
  3. Faça os registros a cada 5 min durante o período de estabilização e pouco antes da indução da asfixia. Após a indução da asfixia, faça o primeiro registro após 10 min e depois a cada 5 min até a parada cardíaca. Se o ROSC for alcançado, faça os registros o mais rápido possível após o ROSC, a cada 5 min para a primeira hora após o ROSC, e depois a cada 30 min para o restante do período de observação.
  4. Sobre a IRC, indique quando coletar os diferentes espécimes.
    1. Coletar sangue e plasma completos no início da estabilização, imediatamente antes da indução da asfixia, na parada cardíaca, na ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min e 540 min pós-ROSC, e no final do estudo (570 min).
      OBS: É importante calcular a quantidade de sangue que pode ser retirada de cada leitão. Como exemplo, menos sangue pode ser retirado de leitões menores, leitões instáveis e leitões que sofreram alguma perda de sangue com a cirurgia no pescoço. Também é vital observar a hemoglobina (Hb) a partir do estado ácido-básico durante todo o experimento. Neste estudo, leitões com Hb <6 g/dL foram excluídos.
    2. Coletar urina 240 min após ROSC e ao final do estudo (570 min).
    3. Tome o estado ácido-básico no início da estabilização, imediatamente antes da indução da asfixia, 10 minutos após a indução da asfixia e, em seguida, a cada 5 minutos até a parada cardíaca. Tomemos o estado ácido-básico na parada cardíaca, no ROSC, 5 min, 15 min, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min e 540 min pós-ROSC, e no final do estudo (570 min).
    4. Coletar líquido cefalorraquidiano (LCR) ao final do estudo (570 min).
  5. Coletar sangue e plasma completos do cateter arterial central.
    1. Retire 2 mL de sangue do cateter arterial central em uma seringa heparinizada e coloque ao lado.
    2. Em seguida, retirar 2,5 mL de sangue para uma nova seringa heparinizada. Colocar 0,5 ml do último sangue total colhido num tubo de microcentrífuga e congelar rapidamente em azoto líquido.
    3. Colocar os restantes 2 ml num frasco para injetáveis de EDTA de tamanho adequado e centrifugar a 1.700 x g a 4 °C durante 10 minutos. Pipetar o plasma (que se separa da pelagem bufante e dos eritrócitos como a camada superior) em tubos de microcentrífuga e congelar rapidamente em nitrogênio líquido.
    4. Retirar mais 0,2 mL de sangue do cateter arterial central para uma nova seringa heparinizada. Coloque a seringa na máquina ácido-base (ver Tabela de Materiais) e preencha as informações relevantes (identificação, ponto de tempo e temperatura do leitão).
    5. Empurre o sangue que foi retirado para a primeira seringa heparinizada de volta para o cateter arterial. Lave o cateter arterial com soro fisiológico heparinizado para garantir que todo o sangue seja devolvido à circulação do leitão.
  6. Coletar urina por aspiração suprapúbica de urina.
    1. Localize os pontos de referência: a área entre o terceiro par mais baixo e o segundo mais baixo dos mamilos, aproximadamente 2 cm abaixo do umbigo e alguns milímetros laterais à linha média.
    2. Utilizar uma seringa de 10 ml com uma cânula de 23 G. Avançar a cânula verticalmente aproximadamente 1 cm e aspirar até que a seringa se encha de urina. Coloque a urina em um tubo criogênico e congele em nitrogênio líquido.
  7. Coletar líquor por punção lombar.
    1. Coloque o leitão de lado e puxe os membros posteriores para cima em direção ao peito. Localize os pontos de referência: entre as marcas espinhais ao nível da crista ilíaca do leitão.
    2. Avançar uma cânula de 21 G ligeiramente cranialmente entre as marcas espinhais até que o LCR emergisse. Coloque o líquor em tubos de microcentrífuga e congele rapidamente em nitrogênio líquido.
    3. Coletar dados contínuos de ECG e PA arterial invasiva (ver passo 6 e passo 7) usando um software de aquisição e análise de dados (consulte Tabela de Materiais). Execute o NIRS (consulte a etapa 7) com uma máquina NIRS disponível comercialmente (consulte a Tabela de Materiais).

3. Preparação (TEMPO: semanas a meses, pelo tempo necessário)

  1. Obter aprovação ética para os experimentos com animais.
  2. Entre em contato com um fazendeiro e organize a seleção de leitões (idade: 12-36 h, distribuição por sexo, peso: 1,7-2,3 kg), data de entrega e arranjos de transporte.
    NOTA: A seleção de leitões da mesma raça (neste estudo, uma mistura de Landrace norueguesa, Duro e Yorkshire) e fazenda, idealmente da mesma ninhada e dentro de uma faixa etária estreita, é importante para reduzir a variância biológica e fisiológica.
  3. Certifique-se de que o pessoal está disponível na(s) data(s) definida(s).
  4. Verifique se todos os equipamentos necessários estão disponíveis e se todos os instrumentos e ferramentas de observação estão funcionando. Verifique o prazo de validade do gás asfixia (8% O 2, 92% N2) e se ele não está vazio.
  5. Monte o laboratório e todos os equipamentos para que esteja pronto para a recepção dos leitões. Calibrar todos os equipamentos necessários.
  6. Realizar a estimativa do tamanho da amostra, no caso de um ensaio clínico randomizado e controlado, e preparar a randomização dos leitões.

4. Recepção de leitões (TEMPO: de 10 min a 2 h, dependendo do número de leitões)

  1. Organizar o transporte dos leitões domésticos da granja até o centro cirúrgico no dia dos experimentos. Cubra o "chão" do recipiente com lascas de madeira fina e garrafas de água quente para manter a temperatura dos leitões. Faça furos de rebarba no recipiente para garantir a circulação do ar.
  2. Obter informações do agricultor sobre a idade e o peso dos leitões. Verifique o seu peso à chegada.
  3. Medir a SpO2 e a FC colocando uma sonda de oxímetro de pulso (PO) (ver Tabela de Materiais) no membro posterior do leitão enquanto o leitão está calmo e à vontade no recipiente.
  4. Prepare todos os instrumentos, e ligue o fogo nos colchões de aquecimento elétrico na mesa cirúrgica.
  5. Deixe os leitões descansarem no recipiente até que todos da equipe estejam prontos para a indução da anestesia e intervenção cirúrgica.

5. Indução anestésica, intubação e ventilação mecânica (TEMPO: 15 min)

  1. Preparar o equipamento para acesso IV e intubação.
  2. Aplicar a sonda PO em um membro posterior para a monitorização da oxigenação e FC durante a indução anestésica e intubação.
  3. Certifique-se de que a pessoa segura o leitão enfaixado quieto e calmo. Certifique-se de que a pessoa dois insere um cateter intravenoso periférico em uma veia do ouvido. Lavar o cateter com aproximadamente 1 mL de soro fisiológico para confirmar a colocação. Fixar o cateter com fita adesiva.
  4. Injetar uma dose em bolus de fentanil e pentobarbital na veia auricular (conforme descrito no passo 1.1). Lave o cateter com 1 mL de soro fisiológico. Verifique se o leitão está anestesiado, avaliando os reflexos de retirada.
  5. Certifique-se de que a pessoa coloque o leitão na posição supina. Abra a boca e puxe a língua para fora com um cotonete de gaze de 10 cm x 10 cm. Mantenha a laringe em linha reta.
  6. Certifique-se de que a pessoa dois usa o laringoscópio (ver Tabela de Materiais) para levantar a língua. Avançar o laringoscópio para levantar a epiglote e visualizar as cordas vocais. Avançar o tubo endotraqueal (TET, ver Tabela de Materiais) através das cordas vocais.
    NOTA: O uso de um TET com balonete pode tornar o avanço do TET através das cordas vocais mais desafiador. Se a intubação for difícil, é particularmente importante observar os sinais vitais do leitão. Se os sinais vitais caírem, coloque uma máscara sobre o focinho do leitão, conecte a máscara a um saco auto-inflável e ventile manualmente o leitão até que os sinais vitais se normalizem. Em seguida, tente intubar novamente. Se ainda for desafiador, considere dar uma dose extra de pentobarbital. Em casos raros (por exemplo, anomalia das vias aéreas superiores), uma traqueostomia deve ser feita. No entanto, com pessoal experiente, a intubação geralmente é facilmente realizada.
  7. Conecte o ETT a um saco auto-inflável (consulte a Tabela de Materiais) e inicie a ventilação manual.
  8. Confirmar a correta colocação do TET por 1) elevação torácica bilateral e simétrica durante a ventilação, 2) murmúrio vesicular bilateral e simétrico sobre os campos pulmonares sem som de entrada de ar sobre o epigástrio, 3) respostas de SpO2 e FC e 4) condensação dentro do TET. O CO2 expirado também pode ser medido (semi)quantitativamente em caso de dúvida.
  9. Inflar o manguito do ETT. Fixe o ETT a uma profundidade de 12-13 cm (para um leitão de 2 kg) com fita adesiva dividida longitudinalmente ao meio. Escorra a fita ao redor da parte do TET imediatamente distal aos dentes da frente e continue ao redor do focinho.
  10. Continue a ventilar manualmente o leitão até que ele seja transferido para a mesa de intervenção cirúrgica, onde é conectado a um ventilador mecânico. Na tabela, conecte o TET ao ventilador mecânico (ver Tabela de Materiais) com as seguintes configurações: P Insp = 15-20 cm H 2 O, Peep = 5,0 cm H2O, Flow Insp = 8,0 L/min, Frequency = 30 bpm e T Insp = 0,34 s.
    OBS: Se o leitão apresentar SpO 2 <90%, oP Insp e a Frequência poderão ser aumentados até que a SpO2 esteja ≥90%. O oxigênio suplementar poderia ser utilizado se o protocolo de ressuscitação não envolvesse a comparação de diferentesFiO2s.
  11. Coloque um termômetro retal e prenda-o com fita adesiva cirúrgica ao redor da cauda do leitão.
  12. Manter a temperatura do leitão (38,5-39,0 °C) com cobertores/toalhas quentes ao redor do leitão como um ninho, ajustando a temperatura do colchão de aquecimento sob o leitão e/ou enchendo luvas de borracha/látex com água quente da torneira e colocando-as nas toalhas ao redor do leitão. Observe a temperatura do leitão durante a intervenção cirúrgica e realize medidas de estabilização de temperatura conforme necessário.

6. Intervenção cirúrgica (TEMPO: 20 min)

  1. Preparar todo o equipamento necessário e preencher todos os cateteres com soro fisiológico (Figura 1). Anote o horário de início da intervenção cirúrgica na IRC.
  2. Esterilizar a pele do leitão anestesiado com clorexidina colorida 5 mg/mL com 3-5 esponjas cirúrgicas.
  3. Faça uma incisão de pele de 2,5 cm de comprimento no lado direito do pescoço do leitão usando um bisturi.
  4. Use afastadores palpebrais para retrair a pele em ambos os lados da incisão.
  5. Utilizar pinça arterial para dissecar e expor a veia jugular interna (Figura 2).
  6. Coloque dois fios de fio de náilon 3-0 sob a veia jugular para mantê-la estável.
  7. Segurar uma das suturas em uma das mãos e o cateter venoso central na outra (Figura 3). Insira o cateter venoso central e retire a agulha.
  8. Amarre um dos fios de sutura que foi usado para prender a veia ao redor da veia (e do cateter) na área onde o cateter está dentro da veia (Figura 4).
    NOTA: Certifique-se de que a sutura de fixação não esteja muito amarrada ao redor do cateter e que o nó esteja proximal à ponta distal do cateter.
  9. Lave com 1 mL de soro fisiológico para confirmar o posicionamento correto do cateter.
  10. Fechar a pele com pontos absorvíveis 4-0.
  11. Conectar fentanil 50 μg/kg/h e uma solução balanceada de carboidratos-eletrólitos (10 mg/mL de glicose, ver Tabela de Materiais) ao cateter venoso central.
  12. Faça uma incisão de pele de 2,5 cm de comprimento no lado esquerdo do pescoço do leitão usando um bisturi. Faça a incisão ligeiramente mais medial do que a incisão no lado direito do pescoço.
  13. Use afastadores palpebrais para retrair a pele em ambos os lados da incisão.
  14. Em seguida, utilizar pinça arterial para dissecar e expor a artéria carótida comum (medial ao músculo esternocleidomastoideo).
  15. Coloque dois fios de sutura de náilon 3-0 sob a artéria carótida comum para mantê-la estável.
  16. Segure uma das suturas em uma mão e o cateter arterial central na outra. Insira o cateter arterial central e retire a agulha.
  17. Amarre um dos fios de sutura que foi usado para segurar a artéria ao redor da artéria (e do cateter) na área onde o cateter está dentro da artéria.
    NOTA: Certifique-se de que a sutura de fixação não esteja muito amarrada ao redor do cateter e que o nó esteja proximal à ponta distal do cateter.
  18. Lave com 1 mL de soro fisiológico para confirmar o posicionamento correto do cateter.
  19. Use suturas absorvíveis 4-0 para fixar as asas do cateter à pele e fechar a pele.
  20. Conecte-se ao monitoramento invasivo da PA arterial (consulte Tabela de Materiais) e comece a gravar usando o software de aquisição e análise de dados.
    NOTA: Certifique-se de que o transdutor de PA arterial invasivo esteja calibrado no nível do coração para obter leituras corretas da PA.
  21. Cubra com um curativo transparente. Agora, o cateter arterial central está no lugar.
  22. Anote no CRF o horário de término da cirurgia.

7. Estabilização (TEMPO: Mínimo de 1 h, mas o tempo necessário para estabilizar o leitão após a cirurgia e para a equipe se preparar para a indução da asfixia)

  1. Conecte o leitão ao equipamento de monitoramento de ECG (consulte a Tabela de Materiais).
    1. Faça a barba e retire os pelos conforme necessário antes de colocar os eletrodos. Coloque dois eletrodos de cada lado do tórax - no lado medial de cada membro superior. Coloque o terceiro eletrodo no lado esquerdo do umbigo.
    2. Conecte os eletrodos aos eletrodos e comece a gravar usando o software de aquisição e análise de dados.
  2. Conecte o leitão a um dispositivo de monitoramento de CO não invasivo (consulte a Tabela de Materiais).
    1. Faça a barba e remova os pelos conforme necessário antes de colocar os eletrodos (consulte a Tabela de Materiais). Coloque o primeiro eletrodo no topo da cabeça do leitão, logo atrás dos olhos, o segundo no lado esquerdo do pescoço, o terceiro no lado esquerdo do abdômen, axilar médio ao nível do umbigo e o quarto eletrodo na coxa esquerda.
    2. Preencha as informações relevantes no dispositivo e comece a gravar. Devido à memória interna limitada, ajuste a taxa de amostragem de acordo com a duração do experimento.
  3. Conecte o leitão ao monitoramento NIRS.
    1. Faça a barba e retire os pelos conforme necessário antes de colocar os eletrodos. Coloque os eletrodos NIRS (ver Tabela de Materiais) no topo da cabeça do leitão, atrás do eletrodo CO não invasivo, e prenda com fita adesiva não transparente para proteger da luz.
  4. Conectar o leitão a um equipamento de monitoramento adicional, se aplicável, e realizar ecocardiografia, se isso fizer parte do protocolo experimental.
  5. Coloque o leitão em posição confortável, de preferência prono.
  6. Realizar as medições e registros, e registrar no CRF durante o período de estabilização (ver etapa 2).
  7. Observar o leitão quanto à temperatura, SpO2, FC, PA e tremores durante o período de estabilização. Ajuste as configurações do ventilador mecânico e a temperatura do leitão e dê anestesia extra conforme apropriado.

8. Indução de asfixia e parada cardíaca (TEMPO: 15-60 min, varia entre leitões)

OBS: Todas as pessoas envolvidas precisam conhecer suas funções antes da indução da asfixia.

  1. Decida um horário para iniciar a asfixia (com base na duração da estabilização e disponibilidade de pessoal) e anote isso no CRF.
  2. Anote as medidas fisiológicas do leitão no CRF e colete amostras de sangue imediatamente antes da indução da asfixia.
  3. Pare o fentanil IV logo antes do início da asfixia.
  4. Para iniciar a asfixia, gire o mostrador de oxigênio do ventilador mecânico para 100% e troque a mangueira de oxigênio do ventilador pelo gás asfixia (8% O 2, 92% N2).
  5. Reduza a taxa do ventilador em 10 insuflações/min.
  6. Certifique-se de que a SpO2 do leitão está caindo para verificar se a indução foi bem-sucedida.
  7. Após 10 min de asfixia, reduzir a frequência ventilatória em mais 10 insuflações/min.
  8. Após 10 min de asfixia e, a partir daí, a cada 5 min, tomar o estado ácido-básico e anotar as medidas fisiológicas do leitão na IRC. Continue até a parada cardíaca.
  9. Após 20 min de asfixia, reduzir a frequência do ventilador em mais 10 insuflações/min.
  10. Após 30 min de asfixia, pinçar o TET com pinça arterial.
  11. Quando a PAM cair abaixo de 20 mm Hg, iniciar a ausculta contínua do coração.
    NOTA: A parada cardíaca é definida como um batimento cardíaco não audível por ausculta e/ou perda da pulsação da linha arterial. Observe que pode ocorrer atividade elétrica sem pulso (PEA) no ECG.
  12. Certifique-se de que a pessoa ausculta o coração. Chame em voz alta quando o batimento cardíaco não for mais audível (parada cardíaca) ao remover a braçadeira do ETT. Certifique-se de que a pessoa dois troque a mangueira de gás de asfixia no ventilador de volta para a saída de oxigênio. Registre o tempo de parada cardíaca na IRC e inicie um cronômetro.
  13. Definir a FiO 2 conforme protocolo (neste estudo, os leitões foram randomizados para receber uma FiO2 de 0,21 ou 1,0). Ajuste as configurações do ventilador da seguinte forma: P Insp = 30 cm H 2 O, Peep = 5,0 cmH2O, Flow Insp = 8,0 L/min, Frequency = 40 bpm e TInsp = 0,34 s.
  14. Colher amostras de sangue do ponto de tempo de parada cardíaca, conforme descrito na etapa 2.5.

9. Ressuscitação cardiopulmonar (RCP) (TEMPO: 0-15 min)

NOTA: A RCP pode ser realizada de acordo com as diretrizes do International Liaison Committee on Resuscitation (ILCOR)28, com uma relação entre compressão torácica e ventilação de 3:1 ou proporções diferentes de compressões torácicas para ventilações, dependendo do objetivo do estudo.

  1. Se estiver usando a RCP 3:1 recomendada pelo ILCOR, execute as etapas a seguir.
    1. Ventilar mecanicamente o leitão por 30 s após a parada cardíaca. Em seguida, inicie as compressões torácicas e almeje uma relação entre compressão torácica e ventilação de 3:1.
      NOTA: Como o ventilador realiza as ventilações e não uma pessoa, as compressões torácicas e ventilações às vezes podem ser simultâneas/descoordenadas.
    2. Comprimir o tórax até uma profundidade de 1/3 do diâmetro torácico anteroposterior, permitir o recuo total do tórax e usar a técnica de mãos com dois polegares. Objetiva-se gerar uma pressão arterial sistólica ≥20 mmHg.
    3. Administrar adrenalina (0,02-0,03 mg/kg) IV após 30 s de compressões torácicas e, em seguida, a cada 3 min de RCP (máximo de quatro doses). Lavar com 1 mL de soro fisiológico normal após cada administração de adrenalina.
  2. Determinar o RCE observando os traçados da PA arterial e do ECG e confirmar pela ausculta cardíaca. A definição de RCE é uma FC estável e não assistida ≥100 bpm.
  3. Continue os esforços de ressuscitação até o ROSC ou por no máximo 15 min. Se a RCP não for bem-sucedida dentro de 15 minutos, pare os esforços de ressuscitação, indique a hora do óbito e registre na IRC.
  4. Se os esforços de ressuscitação forem bem-sucedidos, anote na IRC o tempo de RCE, a duração da RCP em segundos e o número de doses de adrenalina administradas.
  5. Coletar amostras de sangue e registros de CRF o mais rápido possível após o ROSC e continuar os registros conforme descrito na etapa 2 por mais 9,5 h (570 min).

10. Observação pós-ROSC (TEMPO: 9,5 h)

  1. Reinstituir a infusão de fentanil IV, inicialmente na dose de 25 μg/kg/h, e titular de acordo com os efeitos/necessidades clínicas.
    NOTA: Durante e após a asfixia, a taxa metabólica é reduzida, daí a menor dose de fentanil IV. No entanto, alguns leitões podem necessitar de taxas de infusão mais altas e, portanto, é importante observar os sinais vitais e reflexos do leitão.
  2. Monitore cuidadosamente o leitão por 9,5 h. Ajustar as configurações do ventilador mecânico conforme necessário para manter a SpO 2 ≥90% e manter a normocapnia (pressão parcial de CO 2 ajustada pela temperatura (pCO2) de 5-7,5 kPa).
  3. Manter a temperatura do leitão em 38,5-39,0 °C e executar medidas corretivas de temperatura conforme indicado.
    OBS: Os leitões tendem a ficar hipotérmicos durante e após a asfixia.
  4. Coletar amostras e registros de CRF em pontos de tempo pré-determinados, conforme ditado pelo CRF (etapa 2).
  5. Às 9,5 h de observação pós-ROC, eutanasiar o leitão (passo 11).
    NOTA: Alguns leitões podem não sobreviver a todas as 9,5 h de observação pós-ROC. Se o leitão apresentar sinais de sofrimento significativo e piora da condição, realize a eutanásia mais cedo.

11. Eutanásia (TEMPO: 10 min)

  1. Prepare a mesa de dissecção com o equipamento cirúrgico necessário, frascos para armazenar as amostras de tecido e nitrogênio líquido para congelar as amostras.
  2. Coletar amostras ao final do estudo (570 min) conforme descrito na etapa 2.
  3. Administrar pentobarbital IV 150 mg/kg. Realizar dissecção, colocar as amostras de órgãos em tubos criogênicos marcados e congelar rapidamente em nitrogênio líquido. Armazenar uma metade do cérebro em formalina se desejado.
  4. Coloque as amostras do experimento (sangue cheio, plasma, urina, LCR e amostras de órgãos) em um freezer de -80 °C ou armazene de outra maneira conforme ditado pelas análises planejadas.

figure-protocol-1
Figura 1: Mesa estéril com ferramentas cirúrgicas. Os instrumentos cirúrgicos são preparados e armazenados em uma mesa estéril antes do início da cirurgia cervical. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-2
Figura 2: Veia jugular interna. A veia jugular interna após ter sido dissecada livre e exposta. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-3
Figura 3: Inserção do cateter venoso central. Os fios de sutura são mantidos imediatamente antes da inserção do cateter venoso central. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-4
Figura 4: Suturas para fixação do cateter venoso central. As suturas são amarradas ao redor da veia (e do cateter) para fixar o cateter dentro da veia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Resultados

Após os leitões terem sido instrumentados e estabilizados, as medições de ECG e PA são coletadas continuamente usando um software de aquisição e análise de dados. As alterações hemodinâmicas durante a asfixia podem ser facilmente visualizadas no software (Figura 5). A PA cai gradualmente durante a asfixia até a parada cardíaca quando a PA = 0. Depois que o ROSC é alcançado, a PA aumenta e, depois de algum tempo, ela se normaliza novamente. Os dados de PA e ECG podem ser usados para diferentes tipos de análises, por exemplo, o cálculo da pressão de perfusão coronariana durante a RCP e as mudanças no ritmo e na morfologia da PA e do ECG antes, durante e/ou após a asfixia.

O volume sistólico cardíaco e o índice cardíaco são monitorados continuamente com impedância cardiográfica (medida não invasiva do débito cardíaco)21. Para o estudo da lesão cardíaca, são mensurados marcadores miocárdicos de estresse oxidativo e metabolismo anaeróbio19. Além disso, enzimas cardíacas, incluindo troponina T cardíaca, podem ser medidas no plasma (resultados ainda não publicados).

A asfixia altera a fisiologia do leitão. A Figura 6 mostra um exemplo de como a FC (Figura 6A), a PAM (Figura 6B), o pH (Figura 6C), a pCO2 (Figura 6D), o excesso de bases (Figura 6E) e o lactato (Figura 6F) se alteram ao longo do experimento. Como esperado, a PAM, o pH e o excesso de bases diminuem durante a asfixia, enquanto a pCO2 e o lactato aumentam (acidose mista respiratória e metabólica). No final do experimento, os valores se normalizam.

Historicamente, os experimentos foram realizados com leitões traqueostomizados 11,13,15,16,19 (ou seja, com uma via aérea livre de vazamentos). Para limitar o estresse cirúrgico, os leitões foram intubados endotraquealmente com ETTs sem balonete em experimentos de 2019. Nessesexperimentos21, notavelmente menores taxas de RCE foram observadas. Assim, em experimentos recentes, comparamos as taxas de RCE usando ETTs sem balonete versus com manguito. Quando se utilizaram ETTs sem balonete, 7/19 leitões alcançaram ROSC, e quando se utilizaram ETTs com balonete, 5/5 leitões alcançaram ROSC (p = 0,012) (resultados não publicados). Esse achado reforça a importância de uma via aérea livre de vazamentos nesse modelo.

figure-results-1
Figura 5: Amostragem contínua de dados utilizando o software de aquisição e análise de dados. Um exemplo de como a amostragem contínua de dados parece no software de aquisição e análise de dados. (A) PA para todo o experimento. (B) Complexos batimento a batimento de PA e ECG. Diferentes partes do experimento são marcadas no painel (A): 1) início da asfixia, 2) parada cardíaca e RCP, 3) RCE. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-2
Figura 6: Mudanças nas variáveis cardiovasculares e metabólicas ao longo do experimento. Uma demonstração de como diferentes variáveis mudam ao longo do experimento. Os seis momentos mostrados são os seguintes: imediatamente antes do início da hipóxia (basal), 10 min de hipóxia, parada cardíaca, ROSC, 120 min pós ROSC, e o final do estudo (570 min pós ROSC). (A) Frequência cardíaca (FC), (B) pressão arterial média (PAM), (C) pH, (D) pressão parcial de CO 2 (pCO2), (E) excesso de base e (F) lactato. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

Este modelo de leitão é demorado e tecnicamente desafiador, com várias etapas críticas. Um equilíbrio fino entre os medicamentos, as intervenções cirúrgicas e o método para induzir a parada cardíaca é necessário para garantir uma taxa razoável de sobrevida. Como o protocolo é de duração relativamente longa e inclui várias etapas críticas, a condução dos experimentos requer uma preparação completa e uma equipe dedicada e que funcione bem, e os experimentos devem ser conduzidos em instalações que tenham experiência com pesquisa com animais de grande porte. Nossas equipes de pesquisa realizaram experimentos em um a três leitões em paralelo. Recomenda-se ter pelo menos duas pessoas presentes em todos os momentos durante os experimentos e pelo menos três pessoas se os experimentos forem realizados com três leitões ao mesmo tempo.

Partes particularmente críticas e tecnicamente desafiadoras dos experimentos incluem o seguinte: 1) certificar-se de que todos os equipamentos estão funcionando e todas as ferramentas de amostragem de dados estão disponíveis, funcionando e calibradas; 2) ventilação mecânica boa e satisfatória, principalmente antes da asfixia e durante a RCP; 3) intervenção cirúrgica; 4) indução de asfixia; 5) constatação de parada cardíaca; 6) RCP; e 7) a amostragem de espécimes, especialmente em pontos críticos como parada cardíaca e ROSC. As etapas mais críticas do protocolo são a indução da asfixia e a verificação da parada cardíaca. Nos primeiros experimentos, o CO2 foi adicionado ao gás asfixia para mimetizar de perto a acidose mista respiratória e metabólica da asfixia perinatal 10,11,13,14,15,16,20. No entanto, em experimentos posteriores 7,21,22 em que o gás CO2 não estava disponível, a redução da taxa de ventilação mecânica seguida pelo clampeamento do TET após 20-30 min também resultou em acidose respiratória e metabólica mista. Níveis elevados de CO2 na parada cardíaca não são apenas importantes para mimetizar a situação clínica, mas também podem influenciar a RCE. A razão para isso pode ser que a parada cardíaca parece ocorrer em um pH específico, e o pH é dependente tanto do lactato quanto do CO2. Como a hipercapnia é mais facilmente revertida do que a acidose láctica, a acidose predominantemente respiratória versus metabólica pode determinar a rapidez com que os leitões se recuperam da asfixia. Outros modelos leitões de asfixia perinatal ou EHI frequentemente iniciam a reoxigenação/ressuscitação antes da parada cardíaca, tipicamente de acordo com os valores da PAM ou a duração da asfixia (por exemplo, 45 min de asfixia 29, 2h de asfixia 30, PAM de 20 mmHg 31, PAM de 30-35 mmHg 30, PAM70% abaixo do valor basal29,32). A vantagem desse modelo é que, ao induzir a parada cardíaca, é possível estudar a RCP neonatal e os dados da amostra antes, durante e logo após a parada cardíaca. Notavelmente, o achado incidental de que uma fração substancial de leitões tem PEA 7,33 durante a parada cardíaca pode aumentar a aplicabilidade do modelo além do campo da perinatologia 34.

Ao longo dos anos, o modelo foi aperfeiçoado para minimizar a exposição dos leitões a sedativos e intervenção cirúrgica e melhorar a amostragem e o registro dos dados. Protocolos prévios 10,11,13,14,15,16,20 incluíam a indução anestésica com sevoflurano. Isso foi abandonado, pois o protocolo atual envolve o estabelecimento direto do acesso IV através de uma veia auricular e medicações endovenosas. Isso é possível, pois o sofrimento do leitão é evitado simplesmente enfaixando o leitão em uma toalha antes da inserção do cateter intravenoso periférico por um profissional treinado. O midazolam também foi utilizado nos primeiros protocolos experimentais; no entanto, a avaliação subjetiva do pesquisador (R.S.) que realizou a grande maioria das autópsias foi de que o cérebro estava em pior estado durante a autópsia se o midazolam fosse usado como infusão contínua. Portanto, agora usamos apenas fentanil IV para manter a anestesia. O midazolam pode ser usado em doses em bolus se o leitão apresentar sinais de sofrimento e o fentanil e/ou o pentobarbital não mostrarem efeito; no entanto, quase nunca tivemos que administrá-lo.

Em termos de outros refinamentos, em experimentos anteriores, os leitões foram traqueostomizados com um tubo endotraqueal firmemente fixado, colocado através de uma incisão subglótica. Este procedimento proporciona uma via aérea livre de vazamentos, mas causa estresse cirúrgico para o leitão. Por outro lado, devido ao aumento das vias aéreas superiores do leitão, a intubação endotraqueal está associada a vazamento significativo quando se utilizam ETTs sem balonete. Portanto, começamos a usar ETTs com balonete, o que resultou em vazamento zero e taxas de RCE significativamente mais altas, comparáveis aos experimentos com leitões traqueostomizados. Além disso, foram feitos alguns ajustes no que diz respeito à amostragem de dados. Alguns dos experimentos anteriores 7,19,22,33,35,36 envolveram o uso de uma sonda de fluxo colocada ao redor da artéria carótida comum esquerda. Esta sonda de fluxo não tem sido prontamente disponível em nosso instituto em Oslo nos últimos anos. Nosso laboratório em Edmonton ainda utiliza uma sonda de fluxo carotídeo, e seu uso pode fornecer dados hemodinâmicos adicionais valiosos ao modelo. Alguns experimentos anteriores também envolveram o uso de um cateter de pressão-volume colocado no ventrículo esquerdo, avançando-o através de uma das carótidas. A administração de compressões torácicas confundiu os registros de pressão-volume do cateter e, em alguns casos, causou até falha e quebra do cateter. Assim, seu uso foi abandonado no modelo de prisão. Recentemente, monitores não invasivos de CO foram adicionados ao protocolo, e estamos nos concentrando em otimizar os sinais de ECG durante parada cardíaca e RCP, pois eles podem fornecer informações valiosas sobre a morfologia do ECG e PEA. Finalmente, o tempo de observação pós-ROSC foi estendido de 4 h para 9,5 h, porque 4 h é muito curto para ser capaz de detectar alterações histopatológicas, morte celular e alterações em alguns biomarcadores.

Uma das limitações mais importantes desse modelo, e do uso de leitões em geral como modelo translacional, é que, ao contrário da RCP na sala de parto, a transição cardiopulmonar pós-natal já ocorreu nos leitões. É improvável que os leitões tenham shunts cardiovasculares fetais abertos e pressões pulmonares elevadas, como seria o caso de um neonato asfixiado. Embora um estudo de Fugelseth et al.37, que utilizou uma versão anterior desse modelo de asfixia em leitões (não parada cardíaca), tenha mostrado que os shunts vasculares são propensos a reabrir nos leitões durante a asfixia, suas respostas à ventilação e ao suporte hemodinâmico podem diferir. Portanto, as medidas fisiológicas nem sempre podem ser representativas de um neonato humano em transição. Algumas diferenças anatômicas entre leitões e neonatos também estão presentes, como as maiores vias aéreas superiores nos leitões, que causam vazamento de TET (o que significa que é importante usar ETTs com balonete) e temperatura basal mais alta.

Apesar dessas limitações, há uma longa tradição na comunidade global de pesquisa do uso de leitões como modelo translacional para asfixia perinatal. O porco é semelhante ao homem em termos de anatomia, fisiologia, histologia, bioquímica e inflamação38 e, além do menor peso ao nascer a termo (1,5-2,5 kg), o leitão recém-nascido tem tamanho bastante semelhante ao neonato humano. O tamanho e a anatomia permitem instrumentação, monitoramento, imagem e coleta de espécimes biológicos comparáveis ao neonato humano. Esse modelo também permite estudos de ressuscitação, uma vez que as compressões torácicas são relativamente fáceis de serem realizadas da mesma forma que em recém-nascidos humanos, e os porcos têm anatomia e fisiologia cardíaca semelhantes às dos humanos39, incluindo a distribuição do sangue coronariano, o suprimento sanguíneo para o sistema de condução, o aspecto histológico do miocárdio e as respostas bioquímicas e metabólicas à injúria isquêmica40. Outro fator importante é que o leitão recém-nascido tem desenvolvimento cerebral perinatal comparável ao neonato humano41, e a asfixia resulta em resposta bioquímica com hipercapnia e acidose mista respiratória e metabólica, que se assemelha à do neonato asfixiado.

Concluindo, esse modelo de asfixia perinatal é tecnicamente desafiador e demorado. No entanto, fornece informações valiosas sobre as alterações fisiológicas e hemodinâmicas durante a asfixia perinatal, permite estudos de reanimação neonatal e fornece informações valiosas sobre as alterações fisiológicas antes, durante e após a parada cardíaca, que também podem ser de interesse para outras áreas de pesquisa na medicina além da perinatologia.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse relevantes para este artigo a revelar.

Agradecimentos

Gostaríamos de agradecer a todos os bolsistas e pesquisadores que ajudaram a estabelecer, desenvolver e refinar este modelo de leitões de asfixia perinatal e parada cardíaca em nossas instalações. Gostaríamos de agradecer à equipe das instalações de pesquisa animal do Instituto de Pesquisa Cirúrgica e do Instituto de Medicina Comparada da Universidade de Oslo, Noruega, e aos técnicos de pesquisa da Universidade de Alberta, Edmonton, Canadá, por sua colaboração durante os anos. Agradecemos ao Programa de Pesquisa de Estudantes de Medicina da Universidade de Oslo, ao Conselho de Pesquisa da Noruega e à Sociedade Norueguesa de SIDS e Natimorto pelo apoio econômico para esta publicação.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Máquina ácido-base (ABL 800 Flex)Radiômetro Medical ApS, Brø nshø j, Dinamarca989-963
Software AcqKnowledge 4.0 para PCBiopac Systems Inc., Goleta, CA, EUAACK100W
Campo cirúrgico de aberturaOneMed Group Oy, Helsinque, Finlândia1505-01
Adrenalina (1 mg/mL)Takeda AS, Asker, NoruegaVnr 00 58 50Diluir 1:10 em solução salina normal para 0,1 mg/mL
Cânula arterial 20 G 1,10 mm x 45 mmTerapia de infusão Becton Dickinson, Helsingborg, Suécia682245
Fórceps arterialQualquer
gás asfixia, 8% de oxigênio em nitrogênioLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Noruega110093
Benelyte, 500 mLFresenius Kabi, Norge AS, Halden, Noruega79011
Biopac ECG e módulos invasivos de pressão arterial, Modelo MP 150Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, EUAECG100C, MP150WSW
Caixa de papelão para armazenamento de amostrasSyhehuspartner HF, Oslo, Noruega2000076
Cânula, 23G x 1 1/4"- Nr.14Beckton Dickinson S.A., Fraga, Espanha300700
Cânula, 18G x 2"Beckton Dickinson S.A., Fraga, Espanha301900
Cânula, 21G x 1 1/2"- Nr.2Beckton Dickinson S.A., Fraga, Centrífuga304432
(Megafuge 1.0R) Instrumentos Heraeus, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Alemanha75003060
Cor de clorexidina 5 mg/mLFresenius Kabi Norge AS, Halden, Noruega00 73 24
Combi-StopperB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha4495101
CRF formAuto-fabricado
Desmarres afastador de pálpebras 13 cm x 18 mmQualquer
termômetro digital ama-digit ad 15 thAmarell, Kreuzwertheim, Alemanha9243101
Eletrodos de ECG, SkintactLeonhard Lang, Innsbruck, ÁustriaFS-TC1 /10
Colchão de aquecimento elétricoQualquer
conjunto de extensãoCodan Medizinische Gerä te GmbH & Co KG, Lensahn, Alemanha71.4021
Fentanil (50 µ g/mL)Hameln, Saksa, Alemanha00 70 16
Chips de madeira finaQualquer
Finnpipette F1, 100-1000 µ LVWR, PA, EUA613-5550
cirúrgica totalmente equipada
Mangueira de gásQualquer
cotonete de gaze 5 cm x 5 cmBastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal
Heparina, heparinácio 5000 IE/a.e./mLLEO Pharma AS, Ballerup, Dinamarca46 43 27
Cotonetes não tecidos HighClean, 10 cm x 10 cmSelefa, OneMed Group Ay, Helsinque, Finlândia223003
ICON Osypka Medical GmbH, Berlim, AlemanhaCardiômetro portátil não invasivo
ICON eletrodos/eletrodos de ECG, Ambu WhiteSensor WSP25Ambu A/S, Ballerup, DinamarcaWsP25-00-S/50
Infusomat Bomba médica espacialB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha8713050
Sistema invasivo de monitoramento da pressão arterialCodan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Alemanha74.6604
Laringoscópio SunMed Greenlinen blade No 2 KaWe Medical, Asperg, Alemanha
Ventilador mecânico Leoni plusLö wenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Alemanha
Nitrogênio líquido 230 LLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Noruega102730
Tubos de microcentrífuga, 1,5 mlForsyningssenteret, Trondheim, Noruega72.690.001
Tubo endotraqueal de microbraçadeira, tamanho 3,5Avanos, GA, EUA35162
Porta-agulhaQualquer
Neoflon, cateter venoso periférico, 24 G 0,7 mm x 19 mmBecton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Suécia391350
Leitões neonatais 12-36 h de idadeO mais jovem possível
Eletrodos NIRS,  Kit de Sensor Único Não-Adesivo FORE-SIGHT SmallCas Medical systems Inc., Branford Connecticut, EUA01-07-2000
Máquina NIRS, FORE-SIGHT Universal, Oxímetro Cerebral MC-202, Oxímetro regional de bancada  FORE-SIGHTCas Medical systems Inc., Branford Connecticut, EUA01-06-2020Também pode usar INVOS, Covidien
Solução salina normal, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, NoruegaVare nr. 141387não misturada
, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Noruega141388Para monitoramento da pressão arterial intravenosa, adicione heparina (0,2 ml de heparina 5000 IE/a.e./mL em 500 mL de NaCl 0,9%)
Tubos criogênicos Nunc 1,8 mLVWR, PA, EUA479-6847
Linha Perfusor Original, I Standard PEB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha8723060
Monitor de saturação de oxigênio, MasimoSET, Rad 5Masimo, Neuchâ tel, Suíça9196
Monitor de saturação de oxigênio, OxiMax N-65Covidien LP (anteriormente Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USAN65-PDN1
Pentobarbital (100 mg/mL)Norges Apotekerforening, Oslo, NoruegaPnr 811602
Ponteiras de pipetaVWR, PA, USA732-2383
Recipiente de plástico com furosQualquerTem que permitir a circulação de ar
Etiquetas de impressora B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 etiquetasVWR, PA, USAPara tubos nunc
Navalha, descartável de uso únicoQualquer
Luvas de borrachaQualquer
Garrafas de borracha para água quenteQualquer
Bolsa pediátrica de silicone autoinflável 500 mlLaerdal Medical, Stavanger, Noruega86005000
Conjunto de Extensão de Porta T de Pequeno PorteB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha471954
Luvas cirúrgicas estéreis látex, Sempermed supremeSemperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Viena, Áustriatamanho 7: 822751701Tamanhos diferentes
Estetoscópio Qualquer
torneira, 3 vias, DiscofixB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha16494C
Estilete tamanho 3.5 Qualquer
lâmina de laringoscópio SunMed Greenlinen nº 2 KaWe Medical, Asperg, Alemanha
Lâmina cirúrgica, tamanho 15Swann Morton LTD, Sheffield Inglaterra205
Fórceps cirúrgicoQualquer
tesoura cirúrgicaQualquer
esponja cirúrgica, estérilMö lnlycke Health Care, Gö teborg, SuéciaC0130-3025
Cotonetes cirúrgicosMö lnlycke Health Care, Gö teborg, Suécia159860-00
Fita cirúrgica Micropore 2,5 cm x 9,1 m 3M Norge AS, Lillestrø m, Noruega153.5
Sutura, Monsoft Monofilamento Nylon 3-0Covidien LP (anteriormente Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USASN653
, Polissorb TrançadoAbsorvível Covidien LP (anteriormente Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USAGL884
0.01-1 mL Omnifix F Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha9161406VUsado para amostragem de sangue ácido-base. Lave com seringa de heparina
10 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha4616103V
Seringa 2,5 mL BD PlastipakBeckton Dickinson S.A., Madrid, Espanha300185Usado para amostragem de sangue. Lave com seringa de NaCl heparinizada
20 mL Omnifix Luer Loc Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha4617207V
Seringa 20 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha4616200V
Seringa 5 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha4616057V
Seringa 50 mL Omnifix Luer Lock SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha4617509F
Seringa 50 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemanha4616502F
Folha de cortina de mesa, asap drytopAsap Norway AS, Skien, NoruegaFita 83010705
Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, EUA66005305, 72067-00
TemporizadorQualquer
Qualquer
fixação IV transparenteMediplast AB, Malmö, Suécia60902106
Gel de ultrassomOptimu Medical Solutions Ltd. Leeds, Reino Unido1157
Máquina de ultrassom, LOGIQ eGE Healthcare, GE Medical Systems, WI, EUA5417728-100
Campo cirúrgico, estérilOneMed Group Oy, Helsinque, Finlândia1415-01
Vacuette K3E K3EEDTA 2mLGreiner Bio-One GmbH, Kremsmü nster, Áustria454222
Venflon Pro Safety 22 G 0,9 mm x 25 mmBecton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Suécia393222
Máscara de ventilação feita para se ajustar firmemente ao redor de um focinho de leitãoQualquerTipicamente em forma de cone
PesoQualquer
EspanhaSala Solução salina normal BRDY805911 Sutura Seringa toalha

Referências

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , Geneva, Switzerland. (2015).
  3. Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
  4. Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
  5. Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, Suppl 3 12(2011).
  6. Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
  7. Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506(2019).
  8. Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
  9. Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
  10. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
  11. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
  12. Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123(2016).
  13. Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
  14. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
  15. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
  16. Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
  17. Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
  18. Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
  19. Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
  20. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
  21. Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353(2022).
  22. Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
  23. The Three Rs. Norecopa. , Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022).
  24. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010).
  25. Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
  26. Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
  27. Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
  28. Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
  29. Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454(2015).
  30. Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166(2011).
  31. Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601(2018).
  32. Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
  33. Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
  34. Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
  35. Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
  36. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
  37. Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
  38. Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
  39. Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
  40. Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, Suppl 5 44-46 (2012).
  41. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Ressuscita o CardiopulmonarMonitoriza o Hemodin micaModelo de Leit oAtividade El trica Sem PulsoCompress es Tor cicasCateteriza o ArterialAn lise de Gasometria Arterial
Modelo de Asfixia Perinatal de Leitões para Estudo da Lesão Cardíaca e Hemodinâmica após Parada Cardíaca, Ressuscitação e Retorno à Circulação Espontânea
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.