Apresentamos um modelo ex vivo de pulmão de porco para demonstração da mecânica pulmonar e manobras de recrutamento alveolar para fins didáticos. Os pulmões podem ser utilizados por mais de um dia (até cinco dias) com mínimas alterações nas variáveis da mecânica pulmonar.
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Artigo de método
Ex Vivo Modelo Experimental Porcino para Estudo e Ensino de Mecânica Pulmonar
Neste artigo
Resumo
Resumo
A ventilação mecânica é amplamente utilizada e requer conhecimentos específicos para seu entendimento e manejo. Os profissionais de saúde dessa área podem sentir-se inseguros e desconhecedores devido à formação e aos métodos de ensino inadequados. Portanto, o objetivo deste artigo é delinear as etapas envolvidas na geração de um modelo de pulmão suíno ex vivo a ser utilizado no futuro, para estudar e ensinar mecânica pulmonar. Para gerar o modelo, cinco pulmões porcinos foram cuidadosamente retirados do tórax seguindo as orientações do Comitê de Ética em Pesquisa Animal com os cuidados adequados e conectados ao ventilador mecânico através de uma cânula traqueal. Esses pulmões foram então submetidos à manobra de recrutamento alveolar. Parâmetros de mecânica respiratória foram gravados e câmeras de vídeo foram usadas para obter vídeos dos pulmões durante esse processo. Esse processo foi repetido por cinco dias consecutivos. Quando não utilizados, os pulmões foram mantidos refrigerados. O modelo mostrou mecânica pulmonar diferente após a manobra de recrutamento alveolar a cada dia; não sendo influenciado pelos dias, apenas pela manobra. Portanto, concluímos que o modelo pulmonar ex vivo pode proporcionar um melhor entendimento da mecânica pulmonar e seus efeitos, e até mesmo da manobra de recrutamento alveolar através do feedback visual durante todas as etapas do processo.
Introdução
A ventilação mecânica (VM) é amplamente utilizada em unidades de terapia intensiva (UTIs) e centros cirúrgicos. Sua monitorização é essencial para ajudar a reconhecer assincronias e prevenir lesões para todos os pacientes, especialmente quando o paciente apresenta lesões pulmonares graves1,2,3,4,5,6. A monitorização da mecânica respiratória também pode contribuir para o entendimento clínico da progressão da doença e aplicações terapêuticas, como o uso da pressão expiratória final positiva (PEEP) ou a manobra de recrutamento alveolar (MRA). No entanto, o uso dessas técnicas requer um conhecimento proficiente das curvas e da mecânica pulmonar básica 3,4.
Estudantes, residentes e profissionais médicos sentem-se inseguros quanto ao manejo da VM, desde o acionamento do ventilador e ajustes iniciais até a monitorização do platô e da pressão de condução, e essa insegurança está associada à falta de conhecimento e treinamento prévio adequado 7,8,9,10. Observamos que os profissionais que participaram das simulações e utilizaram um modelo de pulmão relataram maior confiança, compreensão dos parâmetros e compreensão dos componentes da mecânica pulmonar 8,11,12.
Modelos para estudo e treinamento da VM com pulmões-teste, fole e pistões podem simular diferentes pressões e volumes, bem como diferentes condições de mecânica pulmonar 13,14,15. Modelos computacionais e de software também contribuem para o estudo da interação cardiopulmonar ao gerar simulações que podem ser utilizadas para ensinar os princípios da VM11 aos profissionais de saúde16,17.
Enquanto modelos computacionais podem apresentar dificuldades para representar a histerese pulmonar16, modelos com pulmão-teste e fole 13,14,15 podem produzir curvas pressão-volume semelhantes à curva fisiológica e demonstrar dinâmica pulmonar. Como vantagem, o pulmão suíno ex vivo apresenta anatomia semelhante à do ser humano18, produzindo também curvas de VM, histerese pulmonar e fornecendo feedback visual dos pulmões dentro da caixa de acrílico durante a análise da mecânica pulmonar. Os modelos visuais são importantes e podem ajudar a entender componentes e conceitos difíceis de imaginar. Assim, modelos pulmonares ex vivo representam uma forma prática de ensino.
Estudos com pulmões suínos ex vivo, como VM com pressão positiva e negativa 19,20,21, análise da distribuição de aerossóis 22,23, simulações pediátricas24 e perfusão pulmonar25 podem melhorar o conhecimento sobre VM. Estudos recentes analisando modelos de pressão positiva e negativa têm demonstrado que a ventilação com pressão positiva pode levar a recrutamento abrupto com maior deformação local, maior distensão, diferenças na curva de histerese e possíveis lesões teciduais em relação à pressão negativa 19,20,21. No entanto, modelos de pressão positiva são necessários, pois os pacientes estão sob pressão positiva durante a VM 19,20,21. O desenvolvimento de um modelo pulmonar para estudos pré-clínicos abre possibilidades para novas pesquisas e aplicações, incluindo ensino e treinamento em VM.
Aqui, apresentamos um modelo de pulmão suíno ex vivo para fins de estudo e treinamento. Nosso objetivo primário é descrever as etapas para a geração deste modelo de pulmão suíno ex vivo sob VM com pressão positiva. Ele pode ser usado no futuro para estudar e ensinar mecânica pulmonar.
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Protocolo
O protocolo foi aprovado pelo Comitê de Ética em Pesquisa Animal de nossa Instituição (protocolo nº 1610/2021).
1. Anestesia e preparo dos animais
- Inicialmente, coloque o animal em uma balança e verifique o peso para ajustar as medicações e sedação necessárias para o procedimento.
- Administrar cetamina 5 mg/kg e midazolam 0,25 mg/kg por via intramuscular.
- Puncionar a veia marginal da orelha com cateter venoso 20G e administrar propofol (5 mg/kg) por via venosa para indução anestésica.
- Administrar 3 mL de heparina por via intravenosa no acesso à veia marginal da orelha para auxiliar na extração e perfusão cardiopulmonar.
- Após a anestesia, realizar intubação orotraqueal com cânula orotraqueal (COT) de 6,5 mm e fixar o IOT com fita adesiva, deixando-o firmemente fixado para evitar deslocamento durante o procedimento.
NOTA: A profundidade da sedação é verificada monitorando-se parâmetros hemodinâmicos e com analisador de gases, como pressão arterial média, frequência cardíaca e concentração inspirada/expirada de isoflurano.
2. Ventilação mecânica no intraoperatório
- Conectar o animal via OTC à VM, mantendo a sedação com isoflurano a 1,5% a 50% da fração inspirada de oxigênio (FiO2) e fentanil em bolus de 10 mcg/kg + infusão contínua de 10 mcg/kg/h.
- Toque na tela do ventilador mecânico e selecione o modo de ventilação controlada por volume (VCV), selecione o botão de volume corrente (TV) e gire a roda de rolagem até que o valor do volume corrente corresponda a 8 mL/kg.
- Toque na tela do ventilador mecânico. Selecione o FiO2 e gire a roda de rolagem até que o valor de 50% seja atingido.
- Toque na tela do ventilador mecânico e selecione a frequência respiratória (FR). Gire a roda até atingir o valor ideal para manter um CO2 expirado final de 35-45 mmHg medido por capnografia acoplada ao ventilador mecânico.
NOTA: A profundidade da sedação é verificada monitorando-se parâmetros hemodinâmicos e utilizando-se analisador de gases, como pressão arterial média, frequência cardíaca e concentração inspirada/expirada de isoflurano.
3. Dissecção tecidual e troca OTC
- Faça uma incisão esternal medial de 2 cm acima do manúbrio a 2 cm abaixo do processo xifoide do esterno para acessar a cavidade torácica. Posicione os afastadores de costelas, ampliando o campo de visão durante o procedimento.
- Use um bisturi para fazer uma incisão traqueal horizontal na altura da cartilagem cricóide (apenas nos primeiros anéis traqueais) larga o suficiente para introduzir uma nova cânula traqueal.
- Desinsuflar o manguito OTC que está dentro da via aérea e puxe lentamente para removê-lo. Enquanto isso, insira o novo OTC na incisão feita na traqueia após a remoção do antigo OTC. O vazamento pode ocorrer devido ao manguito desinsuflado, cessando com o reposicionamento do novo OTC.
- Inflar o manguito do tubo traqueal recém-inserido conectando uma seringa de 20 mL ao balão piloto. A seringa fornece ar sob pressão e infla o balão piloto e o manguito. Assim que o manguito inflar, retire a seringa.
- Amarre a nova cânula traqueal diretamente à traqueia com poliéster 2-0 para evitar vazamento e movimento enquanto coloca o pulmão na caixa de ventilação de plexiglass.
- Com o bisturi, disseque os tecidos para remover os órgãos cardiopulmonares do tórax.
4. Eutanásia animal
- Aumentar a concentração de isoflurano para 5% e administrar 10 mL de cloreto de potássio a 19,1%. Posteriormente, verificar a ausência de sinais vitais.
NOTA: Este procedimento foi realizado de acordo com o National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.
5. Extração cardiopulmonar
- Após a eutanásia, dissecar o ligamento respiratório para remover os pulmões.
- Após a dissecção tecidual, pinçar o COT com a pinça Kelly apropriada durante o final da inspiração, mantendo os pulmões insuflados.
- Desconecte o OTC do ventilador mecânico, mas mantenha-o fixado.
- Seccionar a artéria aórtica, posicionar o aspirador dentro da cavidade torácica para remover o sangue extravasado, manter a visualização da cavidade ao término das dissecções e liberar os órgãos a serem retirados da cavidade torácica.
NOTA: O ligamento pulmonar inferior deve ser cuidadosamente liberado para evitar laceração pulmonar. - Retire o coração e o pulmão da caixa torácica com o OTC fixado, sem separá-los, e coloque-os em uma bandeja.
6. Preparo cardiopulmonar
- Com o pulmão em uma bandeja, canular a artéria pulmonar com um cateter de lúmen único de grande calibre e conectá-la ao conjunto de infusão para administrar continuamente 2.000 mL de solução salina a 0,9% gelada (SS) ou até que o líquido claro flua da aorta.
NOTA: SS deve ser administrado a uma taxa normal, evitar espremer a bolsa intravenosa (IV). - Após a desobstrução do fluxo, sutura da artéria aórtica com poliéster 2-0 e administração de mais 100 mL de SF a 0,9%.
- Desaperte o OTC, observe que os pulmões irão desinchar e permanecer fechados, prontos para receber a VM e a MRA.
7. MV dentro de uma caixa de acrílico
- Após o preparo, abra a caixa de acrílico e posicione os pulmões verticalmente dentro da caixa. Passe o OTC pelo orifício da tampa e conecte a cânula traqueal ao ventilador mecânico.
NOTA: Certifique-se de que a cânula traqueal está firmemente presa na traqueia. - Selecione o botão Iniciar ventilação .
- Toque na tela do ventilador mecânico e selecione o ventilador mecânico para VCV.
- Toque na tela de configurações do modo VCV e selecione o botão da TV , gire a roda até atingir o valor de 6 mL/kg. Faça o mesmo para ajustar a PEEP para 5 cm H2O, FiO2 para 21%, FR para 15 incursões por minuto e tempo de pausa inspiratória para 10%.
8. BRAÇO
- Para iniciar o recrutamento, aumente a PEEP de 5 cm H2O para 6 cm H2O e, em seguida, aumente-a em incrementos passo a passo de 2 cm H2O até atingir 14 cm H2O.A PEEP é aumentada usando o botão na tela abaixo do valor de PEEP exibido na tela. Gire a roda para aumentar o valor.
- Para cada PEEP, anote os valores de pressão de pico, pressão de platô, complacência dinâmica e resistência de vias aéreas exibidos na tela do ventilador mecânico. Anote a pressão motriz, que é o valor da pressão de platô menos o valor da PEEP ajustado naquele momento.
- Depois de atingir 14 cm H2O, reduza a PEEP em decrementos passo a passo de 2 cm H2O até atingir 6 cm H2O, em seguida, reduza-a para 5 cm H2O. A PEEP é reduzida usando o botão na tela abaixo do valor de PEEP exibido na tela. Gire a roda para diminuir o valor.
- Para cada PEEP, anote os valores de pressão de pico, pressão de platô, complacência dinâmica e resistência de vias aéreas exibidos na tela do ventilador mecânico. Anote a pressão motriz, que é o valor da pressão de platô menos o valor da PEEP ajustado naquele momento.
NOTA: Mantenha cada valor de PEEP por 10 min durante o incremento e por 5 min em cada passo durante o decremento.
- Para cada PEEP, anote os valores de pressão de pico, pressão de platô, complacência dinâmica e resistência de vias aéreas exibidos na tela do ventilador mecânico. Anote a pressão motriz, que é o valor da pressão de platô menos o valor da PEEP ajustado naquele momento.
9. Manutenção cardiopulmonar
- Ao final da fase de recrutamento, pinçar suavemente a cânula traqueal com a pinça durante a inspiração, mantendo os pulmões inflados. Abra a caixa de acrílico.
- Retire os pulmões da caixa de acrílico e coloque-os cuidadosamente em um recipiente de vidro.
NOTA: Certifique-se de que a cânula traqueal está firmemente presa na traqueia. - Despejar 500 mL de SF a 0,9%.
- Conservar no frigorífico num recipiente de vidro embrulhado em plástico a uma temperatura de 2 a 8 °C durante 24 horas.
- Repita as etapas 7, 8 e 9 por cinco dias consecutivos.
Figura 1: Fluxograma do estudo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Resultados
Foram utilizadas cinco fêmeas de suínos pesando entre 23,4-26,9 kg e seguindo o protocolo descrito para extração cardiopulmonar e análise da mecânica pulmonar. Nossa intenção é que o modelo seja útil para o estudo da mecânica pulmonar, analisando as variáveis de pico pressórico, pressão de platô, resistência, pressão motriz e complacência dinâmica coletadas diretamente da tela do ventilador mecânico. O fluxograma do modelo é mostrado na Figura 1.
Os pulmões foram ...
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Discussão
O protocolo descrito é útil para produzir um modelo de pulmão suíno ex vivo sob VM com pressão positiva. Pode ser usado para estudar e ensinar mecânica pulmonar através do feedback visual dos pulmões durante o recrutamento e análise das curvas e valores projetados na tela do dispositivo. Para esse resultado, estudos piloto são necessários para entender o comportamento dos pulmões fora da caixa torácica e identificar a necessidade de adaptações.
Identificamos que o ponto crítico foi a ...
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Divulgações
Os autores declaram não haver conflitos de interesse.
Agradecimentos
Agradecemos a todos os colegas e profissionais que contribuíram e apoiaram a construção deste protocolo de modelo de pulmão suíno ex vivo .
Este estudo não teve fontes de financiamento.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| salina 0,9% | 2500ml | ||
| Máquina de anestesia - Primus | Drager | REF 8603800-18 | Estação de trabalho de anestesia utilizada no procedimento |
| Aspirador | Para aspiração de sangue do tórax | ||
| Monitor de cabeceira - Life Scope | Nihon Kohden | BSM-7363 | usado durante o procedimento |
| Pinça de tecido Bonney | Qualquer pinça de tecido é adequada | ||
| Scalper descartável, #23 | Qualquer scalper é adequado | ||
| Agulhas de seringa descartáveis, 18G x 1 1/2", 23G x 1" | BD | 302814 | Amplamente disponível |
| Seringas descartáveis, 10ml | Amplamente disponível | ||
| Unidade eletrocirúrgica - SS-501 | WEM | Para corte e coagulação durante incisão no tórax | |
| Fentanil | 10 mcg/kg bolus + infusão contínua de 10 mcg/kg/hora | ||
| Finochietto | Qualquer afastador finochietto é adequado | ||
| heparina | 3ml | ||
| Conjunto | Qualquer conjunto de infusão é adequado | ||
| Isoflurano | 1,5% | ||
| Kelly Pinça Curva | Qualquer pinça kelly é adequada | ||
| Cetamina | 5mg / kg | ||
| de Ringer com lactato | 500ml | ||
| Ventilador mecânico - Servo I | Maquet | REF 6449701 | Ventilador mecânico usado no procedimento |
| Tesoura Metzenbaum (reta e curva) | Qualquer tesoura metzenbaum é adequada | ||
| Midazolam | 0,25mg/kg | ||
| Cânula de intubação orotraqueal, #6,5 | Rusch | 112282 | Plexiglass |
| Caixa de plexiglass feita à medida: 30x45x60cm | |||
| Sutura de poliéster, 2-0 | Amplamente disponível | ||
| Cloreto de potássio | 10 ml, 19,1% de cloreto de | ||
| Torneira | |||
| de propofol | 5mg/kg | ||
| Cateter venoso amplamente disponível, G20 x 1" | BD | 38183314 | Amplamente disponível |
Referências
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Reimpressões e permissões
