Method Article

Um Protocolo Simples para Mapear as Características da Arquitetura do Sistema Radicular da Planta

DOI:

10.3791/64876

⸱

February 10th, 2023

 ,  , 
1Department of Biology, Western Kentucky University, 2Plant Biotechnology Division, CSIR Central Institute of Medicinal and Aromatic Plants, 3Academy of Scientific and Innovative Research (AcSIR), 4Department of Biology, St. Joseph's University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Usamos ferramentas laboratoriais simples para examinar a arquitetura do sistema radicular (RSA) de Arabidopsis e Medicago. As plântulas são cultivadas hidroponicamente sobre malha e espalhadas usando um pincel de arte para revelar a RSA. As imagens são tiradas usando digitalização ou uma câmera de alta resolução e, em seguida, analisadas com o ImageJ para mapear traços.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O conhecimento abrangente do desenvolvimento da arquitetura do sistema radicular das plantas (RSA) é fundamental para melhorar a eficiência do uso de nutrientes e aumentar a tolerância das cultivares aos desafios ambientais. Um protocolo experimental é apresentado para a montagem do sistema hidropônico, crescimento de plântulas, disseminação da ASR e obtenção de imagens. A abordagem utilizou um sistema hidropônico à base de caixa magenta contendo tela de polipropileno suportada por cunhas de policarbonato. Os cenários experimentais são exemplificados pela avaliação da ASR das plântulas sob oferta variável de nutrientes (fosfato [Pi]). O sistema foi estabelecido para examinar a ASR de Arabidopsis, mas é facilmente adaptável para estudar outras plantas como Medicago sativa (Alfafa). As plântulas de Arabidopsis thaliana (Col-0) são utilizadas nesta investigação como exemplo para o entendimento da planta RSA. As sementes são esterilizadas superficialmente por tratamento com etanol e água sanitária comercial diluída e mantidas a 4 °C para estratificação. As sementes são germinadas e cultivadas em meio líquido semi-MS sobre tela de polipropileno suportada por cunhas de policarbonato. As plântulas são cultivadas sob condições padrão de crescimento para o número desejado de dias, delicadamente retiradas da malha e submersas em placas de ágar contendo água. Cada sistema radicular das plântulas é espalhado suavemente na placa cheia de água com a ajuda de um pincel de arte redondo. Essas placas de Petri são fotografadas ou digitalizadas em alta resolução para documentar as características da RSA. As características radiculares, como raiz primária, raízes laterais e zona de ramificação, são medidas usando o software ImageJ disponível gratuitamente. Este estudo fornece técnicas para medir as características radiculares de plantas em ambientes controlados. Nós discutimos como (1) cultivar as plântulas, coletar e espalhar amostras de raízes, (2) obter fotos de amostras de RSA espalhadas, (3) capturar as imagens e (4) usar software de análise de imagens para quantificar atributos radiculares. A vantagem do presente método é a medição versátil, fácil e eficiente das características da ASR.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A arquitetura do sistema radicular (ASR), que é subterrânea, é um órgão vital para o crescimento e produtividade das plantas 1,2,3. Após o estágio embrionário, as plantas sofrem suas alterações morfológicas mais significativas. A maneira como as raízes crescem no solo afeta muito o crescimento das partes das plantas acima do solo. O crescimento radicular é o primeiro passo para a germinação. É uma característica informativa, pois responde de forma única aos diferentes nutrientes disponíveis 1,2,3,4. A ASR apresenta alto grau de plasticidade desenvolvimental, o que significa que o ambiente é sempre utilizado para tomar decisões sobre o desenvolvimento 2,5. As mudanças no ambiente têm dificultado a produção agrícola no cenário atual. De forma contínua, a ASR incorpora sinais ambientais nas escolhas de desenvolvimento5. Como resultado, uma compreensão completa dos princípios por trás do desenvolvimento radicular é essencial para aprender como as plantas respondem às mudanças em ambientes 2,5.

A ASR detecta concentrações variáveis de nutrientes e produz alterações fenotípicas 4,6,7,8,9,10,11,12. Estudos sugerem que a morfologia radicular/ASR é altamente plástica em comparação com a morfologia da parteaérea1,3. O mapeamento das características da ASR é altamente eficaz no registro do efeito da alteração do ambiente do solo circundante 1,11,12.

Em geral, discrepâncias no efeito de várias deficiências de nutrientes sobre o fenótipo radicular foram relatadas em muitos estudos anteriores 3,11,13,14,15. Por exemplo, há vários relatos contrastantes sobre mudanças induzidas pela fome de fosfato (Pi) no número, comprimento e densidade das raízes laterais (RLs). Um aumento na densidade de RV tem sido relatado sob a condição de deficiência de Pi 6,8. Em contraste, uma diminuição na densidade de RV em condições deficientes de Pi também foi relatada por outros autores 3,13,16. Uma das causas proeminentes dessas inconsistências é o uso do meio gelificante propenso à contaminação elementar, que o ágar geralmente contém10. Os pesquisadores normalmente cultivam suas plantas experimentais em um sistema de placas à base de ágar e registram as características radiculares. Numerosas características da ASR são frequentemente ocultadas ou entrincheiradas dentro do material de ágar e não podem ser documentadas. Experimentos ligados à indução de deficiência de nutrientes, nos quais os usuários frequentemente excluem totalmente um componente do meio, não podem ser realizados em meios gelificantes propensos à contaminação elementar11,14,15. Numerosos nutrientes estão frequentemente presentes em quantidades significativas no meio ágar, incluindo P, Zn, Fe e muitos outros11,14,15. Além disso, o crescimento da ASR é mais lento em meios à base de ágar do que em meios líquidos não baseados em ágar. Como resultado, há necessidade de estabelecer uma abordagem alternativa não baseada em ágar para quantificar e registrar qualitativamente o fenótipo da ASR. Consequentemente, o método atual tem sido desenvolvido, no qual as plântulas são levantadas em um sistema hidropônico à base de caixa magenta sobre uma tela de polipropileno suportada por cunhas de policarbonato 1,10,11.

Este estudo apresenta uma versão improvisada detalhada do método anterior descrito por Jain et al.10. Esta estratégia foi ajustada para as demandas atuais em biologia radicular de plantas e também pode ser usada para plantas como a alfafa, além de plantas modelo. O protocolo é a principal forma de medir as mudanças na ASR, e requer apenas equipamentos simples. O presente protocolo ilustra como fenotipar diversas características radiculares, como raízes primárias e laterais em meio normal e modificado (Pi deficiente). Instruções passo a passo e outras dicas úteis colhidas das experiências do autor são fornecidas para ajudar os pesquisadores a seguir as metodologias oferecidas neste método. O presente estudo tem como objetivo fornecer um método simples e eficaz para revelar todo o sistema radicular das plantas, incluindo as LRs de ordem superior. Este método consiste em espalhar manualmente o sistema radicular com um pincel redondo em aquarela, permitindo um controle preciso sobre a exposição das raízes 1,10,11,12. Não requer equipamentos caros ou softwares complicados. Este método melhorou a absorção de nutrientes e a taxa de crescimento; As plantas têm uma solução rica em nutrientes facilmente absorvida por suas raízes. O presente método é adequado para pesquisadores que desejam mapear detalhadamente as características do sistema radicular de uma planta, particularmente durante o desenvolvimento inicial (10-15 dias após a germinação). É adequado para pequenos sistemas radiculares, plantas modelo como Arabidopsis e tabaco, e plantas não convencionais como alfafa até que seu sistema radicular caiba nas caixas magenta.

As etapas para a análise fenotípica do desenvolvimento da ASR em Arabidopsis são descritas neste protocolo da seguinte forma: (1) o método de esterilização da superfície das sementes para plantas (Arabidopsis), (2) as etapas para a instalação do sistema hidropônico, seguido da semeadura das sementes em um meio, (3) o procedimento para retirar as plântulas completas e espalhar na placa de Petri para análise da ASR, (4) como gravar as imagens para RSA e (5) calcular parâmetros importantes de RSA usando o software ImageJ.

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Protocol

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Todo o protocolo está resumido esquematicamente na Figura 1, mostrando todas as etapas essenciais envolvidas na revelação da arquitetura do sistema radicular (ASR) das plântulas. As etapas do protocolo são dadas em detalhes abaixo:

1. Esterilização da superfície das sementes de Arabidopsis

  1. Transfira uma colher minúscula (aproximadamente 100 sementes = aproximadamente 2,5 mg) de sementes para um tubo de microfuga e deixe de molho por 30 min em água destilada à temperatura ambiente (TR). Todo este procedimento é realizado na condição asséptica.
  2. Centrifugar brevemente o tubo de microfuga contendo sementes a 500 x g por 5 s, usando qualquer centrífuga de mesa em RT para deixar as sementes se acomodarem.
  3. Decantar a água, adicionar 700 μL de etanol a 70% (v/v), vórtice por alguns segundos e girar. Repita o vórtice e a fiação, se necessário, mas garanta que o tempo de tratamento do etanol a 70% permaneça em 3 min.
  4. Após 3 min, enxaguar imediatamente uma vez com água estéril. Mantenha a etapa de lavagem com etanol o mais oportuna possível, pois a exposição prolongada ao etanol diminui a germinação.
  5. Tratar as sementes com água sanitária comercial diluída (4% v/v) com uma gota de Tween-20 por 7 min. Misturar as sementes com solução de água sanitária invertendo os tubos rapidamente 8-12 vezes, seguido de uma breve centrífuga (500 x g por 5 s em TR). Froth é visto aparecendo no tubo.
  6. Decantar o sobrenadante com pipeta de 1 mL e enxaguar as sementes com pelo menos cinco lavagens com água estéril, seguindo o mesmo procedimento de vórtice.
  7. Deixar as sementes esterilizadas superficialmente em água e incubar por 2-3 dias a 4 °C para estratificação10.

2. Estabelecimento de um sistema hidropônico para germinação de sementes

  1. Encha pela metade uma caixa magenta padrão com água destilada e autoclave-a. Autoclave a folha de policarbonato (cor clara e textura lisa) e corte retângulos de 4 cm x 8 cm, com um entalhe médio mais da metade do retângulo para que dois retângulos possam se encaixar para formar um X em formade 10. Use esta configuração para segurar a malha de polipropileno (quadrados de 6 cm x 6 cm de tamanho de poro de 250 μm, ou dependendo da necessidade) cortada a partir de folhas de 12 x 24 polegadas10.
    NOTA: O polipropileno é altamente resistente a ácidos, álcalis e outros produtos químicos; portanto, optou-se. A autoclavagem tende a distorcer a tela de polipropileno; Por isso, recomenda-se que seja transportado separadamente envolto em papel alumínio. Condições típicas de autoclavagem de 16 min, 121 °C, 15 psi ou 775 mm Hg são recomendadas.
  2. Adicionar meio basal de meia EM estéril com vitaminas + 1,5% (p/v) de sacarose, conforme descrito por Shukla et al.1, a cada caixa para alcançar a borda inferior da tela de polipropileno em fluxo laminar. Todos os procedimentos são realizados em condições assépticas.
  3. Semear hidroponicamente as sementes esterilizadas superficialmente na malha (poros de 250 μm) e deixá-las crescer por 3 dias.
  4. Após 3 dias, transferir as mudas para uma malha (poros de 500 μm) e deixá-las crescer por 2 dias.
  5. Após 2 dias (total de 5 dias), transferir as mudas para o meio controle (i.e., meio nutriente MS modificado 1 contendo 2,0 mM NH 4 NO 3, 1,9 mM KNO3, 0,15 mM MgSO 4·7H2O,0,1 mM MnSO4· H 2 O, 3,0 μM ZnSO 4·7H 2 O, 0,1 μM CuSO 4·5H 2 O, 0,3 mM CaCl 2·2H 2 O, 5,0 μM KI, 0,1 μM CoCl 2·6H 2 O, 0,1 mM FeSO 4·7H 2 O, 0,1 mM Na 2 EDTA·2H 2 O, 1,25 mM KH 2PO 4, 100 μM H 3 BO3, 1 μM Na 2 MoO4·2H2O, 1,5% de sacarose, 1,25 mM MES, pH 5,7 ajustado com 0,1 M MES [pH 6,1]) e ao meio experimental (por exemplo, tratamento com P- [0 mM]; KH2 PO 4 é substituído por 0,62 mM K2SO4 da composição do meio de controle como mencionado acima1. Para os tratamentos com excesso de Pi, a concentração de KH 2 PO4 é aumentada em meio MS modificado [2,5; 5,0; 10,0; 20,0 mM]1) e deixa-se as sementes crescerem por 7 dias.
    NOTA: Um tamanho de poro de malha maior (500 μm) facilita a colheita suave de mudas inteiras sem qualquer dano ou necessidade de corte no hipocótilo. As plântulas crescem sob condições padrão de crescimento (isto é, fotoperíodo claro de 16 h/8 h escuro, intensidade de luz de 150 μmol·m-2·s-1, umidade de 60%-70%) a 23 °C.

3. Exame da ASR

  1. Preparar placas de ágar (1,1%) para espalhamento radicular (tamanho da placa de Petri: 150 mm x 15 mm).
  2. Adicionar 10-20 mL de água filtrada autoclavada à placa de Petri, como mencionado acima. Retire suavemente as mudas da malha (500 μm) e submerja-as em água nas placas.
  3. Espalhe suavemente a raiz de cada plântula na placa cheia de água com a ajuda de um pincel redondo de aquarela (tamanhos: nº 14, 16, 18 e 20).
    NOTA: Ao realizar a propagação do sistema radicular, primeiro pegue a raiz primária e espalhe-a em uma linha reta, pois ela serve como um eixo. Em seguida, espalhe as LRs simetricamente em cada lado da raiz primária, sempre que possível. Depois disso, espalhe o LR de segunda ordem ligado ao LR de primeira ordem. Esse processo de difusão é uma espécie de arte; faça-o suavemente, lentamente, como um artista desenhando uma imagem da RSA.
  4. Incline levemente a placa para retirar a água.
    NOTA: Neste ponto, o procedimento pode ser pausado colocando essas placas de espalhamento a 4 °C. Mais tarde, quando o processamento da imagem for necessário, retire as placas e coloque-as em RT por um tempo. Limpe a água condensada e, em seguida, a imagem pode ser processada convenientemente.

4. Gravação de imagens para RSA

  1. Digitalize ou fotografe essas placas de Petri adequadamente.
    NOTA: Para obter fotografias de alta qualidade, a resolução de 600 dpi é recomendada para digitalização, e pelo menos uma câmera de 12 megapixels é recomendada para fotografia.
  2. Meça as características da arquitetura do sistema raiz usando o software ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/index.html) disponível gratuitamente. Para seguir rapidamente os passos para medir o comprimento da raiz usando o software ImageJ, consulte o exemplo "medindo o comprimento do contorno do DNA"17.
    Observação : estas etapas são seguidas para medir os comprimentos de raiz em imagens capturadas usando um scanner de alta resolução ou câmera.
    1. Use uma determinada distância de comprimento para definir a escala. A distância conhecida da barra de escala na Figura 3 é de 2 cm. Selecione a ferramenta Linha reta na barra de ferramentas do ImageJ (quinta ferramenta à esquerda). Use a ferramenta Linha reta para criar uma seleção de linha que contorne a barra de escala. Conclua a estrutura de tópicos clicando com o botão direito do mouse, clicando duas vezes ou clicando na caixa no início.
    2. Meça o comprimento da barra de escala conhecida em pixels usando a barra de ferramentas Analisar > Medir . Anote o comprimento do pixel.
    3. Abra a caixa de diálogo Definir Escala clicando na guia Definir Escala na guia Analisar. No campo Distância em pixels, insira o comprimento do pixel (conforme observado acima). Em seguida, no campo Distância conhecida, insira o valor, conforme mostrado pela barra de escala (aqui, é 20 mm). Defina a Unidade de Comprimento como mm. A proporção de pixels é 1.0. Agora, a escala é especificada pelo número x de pixels por milímetro. Para bloquear a escala para esta imagem em particular, clique em OK.
    4. Crie uma seleção de linha que contorne o comprimento da raiz usando a ferramenta Linha segmentada . Conclua a estrutura de tópicos clicando com o botão direito do mouse, clicando duas vezes ou clicando na caixa no início. Clique e arraste as pequenas "alças" em preto e branco ao longo do contorno para ajustar a seleção de linha conforme necessário.
    5. Use o comando Medir na guia Analisar do ImageJ para quantificar o comprimento da raiz. Para transferir os dados medidos para uma planilha, clique com o botão direito do mouse na janela Resultados , selecione Copiar Tudo no menu pop-up, alterne para a planilha e cole os dados.
      Observação : como descrito acima, defina a escala usando a distância conhecida da barra de escala na opção de escala de conjunto ImageJ. Isso fornece o número de pixels por unidade de comprimento. É necessário definir a escala todas as vezes, sempre que uma nova imagem estiver sendo analisada.
  3. Medição e cálculo das características do RSA
    1. Meça o comprimento da raiz primária entre a junção do hipocótilo até a extremidade da ponta da raiz.
    2. Meça o comprimento LR de primeira e segunda ordem.
    3. Meça a zona de ramificação (BZ) da raiz primária. A zona de ramificação da raiz primária (BZPR) abrange o primeiro ponto emergente LR até o último ponto emergente LR.
    4. Registre o número de LRs, que é o número de LRs originadas dentro do limite do BZPR.
    5. Meça o comprimento médio das LRs de primeira e de ordem superior. Derive o comprimento médio da LR de primeira ordem (1° LR) (centímetro por raiz) dividindo o comprimento total da 1° LR pelo número total de 1° LRs.
    6. Meça o comprimento médio do LR de segunda ordem. Calcule o comprimento médio do LR de segunda ordem (2° LR) dividindo o comprimento total do 2° LR pelo número total de 2° LRs.
    7. Meça a densidade de 1° LR. Calcule a densidade de 1° LR (número de 1° LRs por unidade de comprimento de BZ PR) dividindo o número de 1° LRs pelo comprimento doBZ PR.
    8. Meça a densidade de 2° LR. Calcular a densidade de 2° LR dividindo o número de 2° LRs pelo comprimento do BZ de 1° LRs (número de 2° LRs por unidade de comprimento do BZ de 1° raízes laterais).
    9. Meça o comprimento total da raiz (TRL). Este é o agregado dos comprimentos da raiz primária, 1° LR e 2° LR (e mais, se presente).

5. Medição do cabelo da raiz

NOTA: Embora o sistema hidropônico não seja bom em promover o crescimento e desenvolvimento dos pelos radiculares, apesar de ser tão robusto quanto em meios sólidos de crescimento, ainda é importante estudá-lo no contexto atual. Siga os passos abaixo para analisar o desenvolvimento dos pelos radiculares em uma seção de 5 mm a partir da ponta da raiz primária das mudas.

  1. Pique uma seção de 2 cm da raiz primária da ponta da raiz.
  2. Monte a seção da raiz em uma lâmina usando glicerol a 10% como meio de montagem.
  3. Coloque a lâmina sob um microscópio estéreo.
  4. Use o transportador axial para visualizar e capturar imagens dos pelos radiculares.
  5. Analise as imagens para estudar a estrutura e as características dos pelos radiculares usando o software ImageJ como descrito anteriormente.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

As diferentes características morfométricas da arquitetura do sistema radicular (ASR) são medidas usando ferramentas laboratoriais simples, e os passos são representados esquematicamente na Figura 1. Os detalhes do arranjo hidropônico demonstram o potencial do protocolo na mensuração da ASR (Figura 1 e Figura 2).

Dadas as diferenças observadas nos gelificantes, utilizamos um sistema hidropônico de cultivo...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabalho demonstrou o mapeamento da ASR utilizando equipamentos laboratoriais simples. Usando este método, as alterações fenotípicas são registradas no nível refinado. O benefício dessa estratégia é que a parte aérea nunca entra em contato com a mídia, de modo que o fenótipo das plântulas é original. Este método envolve a criação de um sistema hidropônico para o cultivo de plântulas, conforme descrito no protocolo. Em seguida, cada plântula é retirada intacta e colocada em uma placa de Petri cheia de ágar. O sistema...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram a inexistência de conflitos de interesse.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradecemos ao Departamento de Agricultura dos EUA (Grant 58-6406-1-017) pelo apoio a esta pesquisa. Também agradecemos ao WKU Biotechnology Centre, Western Kentucky University, Bowling Green, KY, EUA, e ao Diretor do CSIR Central Institute of Medicinal and Aromatic Plants, Lucknow, Índia, por fornecer as instalações e o suporte do instrumento (CSIR CIMAP manuscript communication no. CIMAP/PUB/2022/103). A SS agradece o apoio financeiro da Saint Joseph's University, Filadélfia, EUA.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Arabidospsis thaliana (Col 0)Lehle SeedsWT-02Columbia (Col-0**, sem marcadores)*
Pincéis de arteAmazon ou qualquer outro fornecedorTamanho do pincel redondo de aquarela nº 14 (8 mm), 16 (9,5 mm), 18 (12 mm) e 20 (14,2 mm)
Microscópio automatizado com câmera digitalLeica MicrosystemsLAS versão 4.12.0, Leica Microsystems
Imaging SoftwareImageJImageJ V
  1.8.0
Caixa magenta GA-7Fisher Scientific 50-255-176
Medicago sativaJohnny's Seeds
Petri-plate (150 mm x 15 mm)USA Scientific8609-0215150 mm x 15 mm PS Petri Dish (https://www.usascientific.com)
Câmera fotográficaCannon ou NikonQualquer câmera de alto mega pixel (pelo menos 12 mega pixel por polegada) no modo macro
Plant-AgarSigma-AldrichA3301Agargel  Adequado para cultura de tecidos vegetais
Folhas de PolicarbonatoAmazon1 mm  de espessura
Malha de PolipropilenoAmazonTamanho dos poros 250 µ m, 500 µ m e 1000 µ m
ScannerEpson EpsonPerfection V700 Photo (Digitalização a 600 dpi)

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Shukla, D., Rinehart, C. A., Sahi, S. V. Comprehensive study of excess phosphate response reveals ethylene mediated signaling that negatively regulates plant growth and development. Scientific Reports. 7 (1), 3074(2017).
  2. Rellán-Álvarez, R., Lobet, G., Dinneny, J. R. Environmental control of root system biology. Annual Review of Plant Biology. 67, 619-642 (2016).
  3. Gruber, B. D., Giehl, R. F. H., Friedel, S., von Wirén, N. Plasticity of the Arabidopsis root system under nutrient deficiencies. Plant Physiology. 163 (1), 161-179 (2013).
  4. Shukla, D., et al. Genome-wide expression analysis reveals contrasting regulation of phosphate starvation response (PSR) in root and shoot of Arabidopsis and its association with biotic stress. Environmental and Experimental Botany. , 188(2021).
  5. Robbins 2nd,, E, N., Dinneny, J. R. Growth is required for perception of water availability to pattern root branches in plants. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (4), E822-E831 (2018).
  6. Linkohr, B. I., Williamson, L. C., Fitter, A. H., Leyser, H. M. O. Nitrate and phosphate availability and distribution have different effects on root system architecture of Arabidopsis. The Plant Journal. 29 (6), 751-760 (2002).
  7. Lynch, J. P., Brown, K. M. Topsoil foraging: an architectural adaptation of plants to low phosphorus availability. Plant and Soil. 237 (2), 225-237 (2001).
  8. López-Bucio, J., et al. Phosphate availability alters architecture and causes changes in hormone sensitivity in the Arabidopsis root system. Plant Physiology. 129 (1), 244-256 (2002).
  9. Jain, A., et al. Differential effects of sucrose and auxin on localized phosphate deficiency-induced modulation of different traits of root system architecture in Arabidopsis. Plant Physiology. 144 (1), 232-247 (2007).
  10. Jain, A., et al. Variations in the composition of gelling agents affect morphophysiological and molecular responses to deficiencies of phosphate and other nutrients. Plant Physiology. 150 (2), 1033-1049 (2009).
  11. Jain, A., Sinilal, B., Dhandapani, G., Meagher, R. B., Sahi, S. V. Effects of deficiency and excess of zinc on morphophysiological traits and spatiotemporal regulation of zinc-responsive genes reveal incidence of cross talk between micro- and macronutrients. Environmental Science and Technology. 47 (10), 5327-5335 (2013).
  12. Jain, A., et al. Role of Fe-responsive genes in bioreduction and transport of ionic gold to roots of Arabidopsis thaliana during synthesis of gold nanoparticles. Plant Physiology and Biochemistry. 84, 189-196 (2014).
  13. Williamson, L. C., Ribrioux, S. P., Fitter, A. H., Leyser, H. M. Phosphate availability regulates root system architecture in Arabidopsis. Plant Physiology. 126 (2), 875-882 (2001).
  14. Yang, T. J. W., Lin, W. D., Schmidt, W. Transcriptional profiling of the Arabidopsis iron deficiency response reveals conserved transition metal homeostasis networks. Plant Physiology. 152 (4), 2130(2010).
  15. Kobae, Y., et al. Zinc transporter of Arabidopsis thaliana AtMTP1 is localized to vacuolar membranes and implicated in zinc homeostasis. Plant Cell and Physiology. 45 (12), (2004).
  16. Al-Ghazi, Y., et al. Temporal responses of Arabidopsis root architecture to phosphate starvation: evidence for the involvement of auxin signalling. Plant, Cell and Environment. 26 (7), 1053-1066 (2003).
  17. S, U. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. 1997-2007 (1997).
  18. Dubrovsky, J. G., Forde, B. G. Quantitative analysis of lateral root development: pitfalls and how to avoid them. The Plant Cell. 24 (1), 4-14 (2012).
  19. Weeks, J. T., Ye, J., Rommens, C. M. Development of an in planta method for transformation of Alfalfa (Medicago sativa). Transgenic Research. 17 (4), 587-597 (2008).
  20. Shukla, D., Krishnamurthy, S., Sahi, S. V. Microarray analysis of Arabidopsis under gold exposure to identify putative genes involved in the synthesis of gold nanoparticles (AuNPs).Genomics Data. 3, 100-102 (2015).

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