É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Mapeamento Óptico de Coração de Camundongos RyR2R2474S Knock-In de Taquicardia Ventricular Polimórfica Catecolaminérgica

2.2K visualizações

DOI:

10.3791/65082

22 de dezembro de 2023

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo introduz o mapeamento óptico dual-dye de corações de camundongos obtidos de animais selvagens e knock-in afetados por taquicardia ventricular polimórfica catecolaminérgica, incluindo medidas eletrofisiológicas de voltagem transmembrana e transientes intracelulares de Ca2+ com alta resolução temporal e espacial.

Resumo

O distúrbio cardíaco pró-arrítmico taquicardia ventricular polimórfica catecolaminérgica (TVCP) manifesta-se como episódios de taquicardia ventricular polimórfica após atividade física, estresse ou desafio com catecolaminas, que podem se deteriorar para fibrilação ventricular potencialmente fatal. O coração de camundongo é uma espécie amplamente difundida para a modelagem de doenças arrítmicas cardíacas hereditárias, incluindo o CPVT. O mapeamento óptico simultâneo de potencial transmembrana (Vm) e transientes de cálcio (CaT) de corações de camundongos perfundidos por Langendorff tem o potencial de elucidar mecanismos subjacentes à arritmogênese. Comparada com a investigação em nível celular, a técnica de mapeamento óptico pode testar alguns parâmetros eletrofisiológicos, como a determinação da ativação, velocidade de condução, duração do potencial de ação e duração do CaT. Este trabalho apresenta a configuração da instrumentação e o procedimento experimental para o mapeamento óptico de alto rendimento de CaT e Vm em corações murinos selvagens e heterozigotos RyR2-R2474S/+, combinados com estimulação elétrica programada antes e durante o desafio com isoproterenol. Esta abordagem demonstrou um método viável e confiável para estudar mecanisticamente a doença por CPVT em uma preparação ex vivo do coração de camundongos.

Introdução

O distúrbio cardíaco hereditário taquicardia ventricular polimórfica catecolaminérgica (TVCP) manifesta-se como episódios de taquicardia ventricular polimórfica (TVPo) após atividade física, estresse ou desafio com catecolaminas, que podem se deteriorar para fibrilação ventricular potencialmente fatal 1,2,3,4 . Evidências recentes após seu primeiro relato como síndrome clínica em 1995 implicaram mutações em sete genes, todos envolvidos na liberação de Ca 2+ no armazenamento reticular sarcoplasmático (SR) nessa condição: o RYR2 mais frequentemente relatado que codifica o receptor de rianodina 2 (RyR2) dos canais de liberação de Ca2+ 5,6, FKBP12.67, CASQ2 que codifica calsequestrina cardíaca8, TRDN codificando a proteína juncional SRtriadina 9, e CALM1 9, CALM2 10 e CALM3 codificando de forma idêntica a calmodulina 11,12. Esses padrões genotípicos atribuem os eventos arrítmicos à liberação patológica desregulada do estoque de SR Ca2+12.

A liberação espontânea de Ca 2+ do SR pode ser detectada como faíscas de Ca 2+ ou ondas de Ca 2+, que ativam o trocador Na+/Ca 2+ (NCX). O trocador de um Ca2+ por três Na+ gera uma corrente interna, que acelera a despolarização diastólica e direciona a tensão da membrana até o limiar do potencial de ação (AP). Em camundongos knock-in RyR2, o aumento da atividade do RyR2R4496C no nó sinoatrial (SAN) leva a uma diminuição inesperada da automaticidade do SAN pela diminuição dependente de Ca 2+ da depleção de ICa,L e SR Ca2+ durante a diástole, identificando alterações fisiopatológicas subcelulares que contribuem para a disfunção do SAN em pacientes com TVCP13,14. A ocorrência das ondas Ca 2+ citosólicas de cardiomiócitos relacionadas é mais provável após aumentos no citosólico de fundo [Ca2+] após a sensibilização por RyR por catecolamina, incluindo isoproterenol (ISO), desafio.

Mudanças cinéticas detalhadas na sinalização de Ca 2+ após liberação de Ca2+ mediada por RyR2 em resposta à ativação do potencial de ação (PA) que podem ser a causa das arritmias ventriculares observadas em modelos de TVCP cardíaco intacto ainda precisam ser determinadas para toda a gama de genótipos de RyR2 relatados12. Este trabalho apresenta a configuração da instrumentação e o procedimento experimental para o mapeamento de alto rendimento de sinais de Ca2+ e potenciais transmembrana (Vm) em corações murinos selvagens (WT) e heterozigotos RyR2-R2474S/+, combinados com estimulação elétrica programada antes e após o desafio com isoproterenol. Este protocolo fornece um método para o estudo mecanístico da doença por CPVT em corações isolados de camundongos.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Camundongos selvagens machos de 10 a 14 semanas de idade ou camundongos RyR2-R2474S/+ (fundo C57BL/6) pesando 20-25 g são usados para os experimentos. Todos os procedimentos foram aprovados pelo comitê de cuidados e uso de animais da Southwest Medical University, Sichuan, China (aprovação NO:20160930) em conformidade com as diretrizes nacionais sob as quais a instituição opera.

1. Preparo

  1. Soluções em estoque
    1. Solução-mãe de blebbistatina: Adicionar 1 ml de dimetilsulfóxido (DMSO) a 100% no balão original contendo 2,924 mg de (-) blebistatina em pó para atingir uma concentração de 10 mM.
    2. Solução estoque do indicador de tensão RH237: Adicionar 1 mL de DMSO 100% no balão original com 1 mg de pó RH237 para atingir uma concentração de 2,01 mM.
    3. Solução estoque Rhod-2 AM indicador de cálcio: Adicionar 1 mL de DMSO 100% em 1 mg de pó Rhod-2 AM para atingir uma concentração de 0,89 mM.
    4. Solução estoque de Pluronic F127: Adicionar 1 mL de DMSO 100% em 200 mg de Pluronic F127 para atingir uma concentração de 20% p/v (0,66 mM).
    5. Aliquot as soluções-estoque em tubos de PCR de 200 μL em 21-51 μL (21 μL de RH237, 31 μL de Rhod-2 AM e 51 μL de blebbistatina) para uso simples ou duplo para evitar congelamento e descongelamento repetidos. Em seguida, envolva as soluções com papel alumínio e armazene a -20 °C, exceto para a solução-estoque Pluronic F127 colocada em uma sala escura à temperatura ambiente.
  2. Solução de perfusão
    1. Solução de Krebs (em mM): Preparar 1 L de solução de Krebs (NaCl 119, NaHCO3 25, NaH 2 PO 4 1,0, KCl4,7, MgCl 2 1,05, CaCl2 1,35 e glicose 10).
    2. Filtrar a solução com um filtro de agulha asséptico de 0,22 μm e oxigenar com 95% O 2/5% CO2.
    3. Tomar 40 ml de solução de Krebs num tubo centrífugo de 50 ml e armazená-lo a 4 °C para isolamento cardíaco de acompanhamento.
  3. O sistema de perfusão Langendorff e o dispositivo de mapeamento óptico
    1. Montar o sistema de perfusão Langendorff.
      1. Ligue o banho-maria e ajuste a temperatura para 37 °C.
      2. Lavar o sistema de perfusão Langendorff com 1 L de água deionizada.
      3. Perfundir a solução da via de admissão e ajustar a taxa de saída para 3,5-4 mL/min. Em seguida, oxigenar o perfusato com gás O 2/CO2 (95%/5%) a 37 °C.
        NOTA: Uma bolha nunca é permitida no sistema de perfusão.
    2. Preparar o sistema de mapeamento óptico.
      1. Instale a câmera EMCCD (dispositivo de multiplicação de carga acoplada a elétrons) (512 × 512 pixels), lente (ampliação de 40x), diodos emissores de luz (LEDs) divisores de comprimento de onda, monitor de eletrocardiograma (ECG) e eletrodo de estimulação (Figura 1).
      2. Ajuste a distância de trabalho adequada da lente para a posição do coração.
      3. Ajuste dois LEDs na posição diagonal do banho termostático para iluminação uniforme, fornecendo um comprimento de onda de 530 nm para gerar luz de excitação. Use um filtro revestido com sputter ET525/50 para remover qualquer luz fora de banda para os LEDs.
      4. Ajuste o interruptor da alça para obter um quadrado igual da superfície alvo, fazendo com que as imagens de tensão e cálcio apareçam adequadamente na interface de aquisição.
      5. Gire a abertura da lente para o diâmetro máximo para evitar qualquer vazamento de tensão ou sinais de cálcio.
      6. Ajuste a lente da câmera em uma altura adequada, pois serve uma distância de trabalho fina para o banho termostático, 10 cm é usado principalmente.
      7. Ligue a câmara para obter uma temperatura de amostragem estável a -50 °C.

2. Procedimentos

  1. Colheita, canulação e perfusão do coração de camundongo
    1. Injetar intraperitonealmente os animais com solução de avertin (1,2%, 0,5-0,8 mL) e heparina (200 unidades) para minimizar o sofrimento e o reflexo de dor e prevenir a formação de coágulos sanguíneos. Após 15 minutos, sacrificar os animais por deslocamento cervical.
    2. Abra o peito com uma tesoura, colha o coração cuidadosamente e coloque-o na solução fria de Krebs (4 °C, 95% O 2, 5% CO2) para retardar o metabolismo e proteger o coração.
    3. Remova o tecido circundante da aorta, canule a aorta usando uma agulha canulante personalizada (diâmetro externo: 0,8 mm, diâmetro interno: 0,6 mm, comprimento: 27 mm) e fixe-a com uma sutura de seda 4-0.
    4. Perfundir o coração com o sistema Langendorff a uma velocidade constante de 3,5-4,0 mL/min e manter a temperatura em 37 ± 1 °C.
      NOTA: Todos os procedimentos subsequentes são realizados nesta condição.
    5. Insira um pequeno tubo de plástico (0,7 mm de diâmetro, 20 mm de comprimento) no ventrículo esquerdo para liberar a congestão da solução na câmara para evitar sobrecarga.
  2. Desacoplador de excitação-contração e carregamento de corante duplo
    1. Coloque dois eletrodos no perfusato no banho, ligue as potências da caixa do amplificador de ECG e do controlador de estimulação elétrica e, em seguida, inicie o software de ECG referenciado e monitore o ECG continuamente.
    2. Execute os passos subsequentes no escuro quando o coração atingir uma condição de estado estável (o coração está batendo ritmicamente a ~400 bpm).
    3. Misturar 50 μL de solução-mãe de blebistatina 10 mM com 50 ml de solução de Krebs para atingir uma concentração de 10 μM. Perfundir constantemente a mistura de solução de blebbistatina-Krebs no coração por 10 minutos para desacoplar a contração da excitação e evitar artefatos de contração durante a filmagem.
    4. Use uma lanterna vermelha para verificar se a contração do coração para totalmente, porque a contração influenciará a qualidade do carregamento do corante.
    5. Após o desacoplamento excitação-contração, misturar 15 μL de solução-mãe Rhod-2 AM com 15 μL de solução-estoque Pluronic F127 em 50 mL de solução Krebs para atingir as concentrações finais de 0,267 μM Rhod-2 AM e 0,198 μM Pluronic F127. Em seguida, perfundir o coração continuamente com a solução de trabalho Rhod-2 AM por 15 minutos no sistema de perfusão Langendorff.
    6. Manter o suprimento de oxigênio durante a carga intracelular de corante de cálcio. Como as bolhas são facilmente formadas no Pluronic F127, insira uma armadilha de bolhas no sistema de perfusão para evitar embolização gasosa das coronárias.
    7. Diluir 10 μL da solução-mãe RH237 em 50 mL do perfusato para atingir a concentração final de 0,402 μM e realizar o carregamento por 10 minutos.
    8. No final do carregamento de corante duplo, tire uma sequência de fotos para garantir que os sinais de tensão e cálcio sejam adequados para análise (sem interação entre dois sinais).
  3. Mapeamento óptico e indução de arritmias
    NOTA: O mapeamento óptico inicia-se após a cessação da contração e uma carga de corante apropriada, e o coração é perfundido consecutivamente como nas etapas descritas acima em 2.1 (4).
    1. Ligue os dois LEDs para luzes de excitação e ajuste sua intensidade em uma faixa adequada (forte o suficiente para iluminação e filmagem relativamente simples, mas não muito robusta para superexposição).
    2. Coloque o coração sob o dispositivo de detecção, certifique-se de que está sob iluminação adequada de dois LEDs e ajuste o diâmetro do ponto de luz para 2 cm.
    3. Ajuste a distância de trabalho da lente ao coração para 10 cm, dando uma taxa de amostragem de quase 500 Hz e uma resolução espacial de 120 x 120 μm por pixel.
    4. Abra o software de amostragem de sinal para controlar a câmera digitalmente para capturar sinais de tensão e cálcio simultaneamente.
    5. Inicie o estimulador de campo myopacer e defina o padrão de estimulação no Transistor Transistor Logic (TTL), duração de estimulação de 2 ms para cada pulso e 0,3 V como intensidade inicial.
    6. Utilizar 30 estímulos consecutivos de 10 Hz S1 para testar o limiar de voltagem diastólica do coração acionado pelo software de registro de ECG. Aumente gradualmente a amplitude de tensão até que a captura 1:1 seja realizada (verifique a onda QRS do monitor de ECG, os sinais de potencial de ação (AP) e transientes de cálcio (CaT).
    7. Após a determinação do limiar de voltagem, o coração acelera a uma intensidade de 2x o limiar de voltagem diastólica com um par de eletrodos de platina fixados ao epicárdio do ápice do ventrículo esquerdo (AVE).
    8. Implemente o protocolo S1S1 para medir o cálcio ou potenciais de ação e propriedades de restituição. Cadenciar o coração consecutivamente em um comprimento de ciclo básico de 100 ms, diminuindo 10 ms do comprimento do ciclo a cada sequência seguinte até atingir 50 ms. Cada episódio inclui 30 estímulos consecutivos com largura de pulso de 2 ms. Ao mesmo tempo, inicie o mapeamento óptico antes da estimulação (o tempo de amostragem inclui ~10 ritmos sinusais e duração do ritmo).
    9. Para medir o período refratário efetivo ventricular (PRE) usando o protocolo de estímulo S1S2, inicie com um ciclo de estimulação S1S1 de 100 ms com um S2 acoplado a 60 ms com um decremento de passo de 2 ms até que S2 não consiga capturar o complexo QRS ectópico.
    10. Para indução da arritmia, realizar estimulação burst perpétua de 50 Hz (50 estímulos elétricos contínuos com largura de pulso de 2 ms) e realizar o mesmo episódio de estimulação após um intervalo de 2 s de repouso.
    11. Observe cuidadosamente os registros de ECG durante o período de estimulação contínua de alta frequência para que os registros simultâneos do mapeamento óptico possam ser iniciados prontamente quando uma onda arrítmica interessante do ECG for gerada (como a maioria das arritmias cardíacas é induzida por estimulação elétrica, os sinais ópticos são amostrados 2-3 s antes da estimulação de explosão em caso de perda de eventos cardíacos importantes).
    12. Imagem usando a câmera EMCCD (taxa de amostragem: 500 Hz, tamanho do pixel: 64 x 64).
  4. Análise de dados
    1. Carregamento de imagens e processamento de sinais
      1. Pressione Select Folder e Load Images para carregar as imagens no software de aquisição de imagens para análise semiautomática massiva de dados de vídeo de acordo com a configuração e protocolo descritos anteriormente15,16.
      2. Insira os parâmetros de amostragem corretos (como Tamanho do Pixel e Taxa de Quadros).
      3. Defina o limite da imagem por entrada manual e selecione a região de interesse (ROI).
      4. Implemente um filtro espacial gaussiano de 3 x 3 pixels, um filtro Savitzky-Goaly e uma correção de linha de base de cartola.
      5. Pressione Process Images para remover a linha de base e calcular os parâmetros eletrofisiológicos, como APD80 e CaTD50.
    2. Análise de parâmetros eletrofisiológicos
      1. Definir o tempo de início da DPA no pico e o ponto terminal em 80% de repolarização (DPA80) para o cálculo da DPA80. Da mesma forma, o tempo de início do CaTD é definido como o pico, e o ponto terminal é definido como o relaxamento de 80%.
      2. A medida da velocidade de condução (CV) depende do tamanho do pixel e do tempo de condução do potencial de ação entre dois pixels ou mais. Calcule a velocidade média de todos os pixels escolhidos - esta é a velocidade média de condução da região selecionada. Gere mapas isocronais correspondentes simultaneamente para uma visão clara da direção de condução.
        NOTA: O'Shea et al.15 relataram detalhadamente a medida CV.
      3. Para a análise de alternans e arritmias, os alternans de cálcio são definidos como um pico contínuo de grande e pequeno pico de amplitude aparecendo alternativamente. Utilizar a razão da amplitude de pico para avaliar a severidade de alternanos dependentes de frequência (1-A2/A1). Aplicar mapas de fase para analisar arritmias complexas, como taquicardia ventricular (TV). Procure os rotores que aparecem distintamente em uma região específica à medida que os rotores mudam.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

O mapeamento óptico tem sido uma abordagem popular no estudo de arritmias cardíacas complexas na última década. A configuração de mapeamento óptico consiste em uma câmera EMCCD, fornecendo uma taxa de amostragem de até 1.000 Hz e uma resolução espacial de 74 x 74 μm para cada pixel. Ele permite uma relação sinal-ruído bastante alta durante a amostragem do sinal (Figura 1). Uma vez que o coração perfundido por Langendorff atinge um estado estável e a carga do corante termina, o coração é colo...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Com base em nossa experiência, as chaves para um mapeamento óptico de corante duplo bem-sucedido de um coração de mouse incluem uma solução e coração bem preparados, carregamento de corante, alcançar a melhor relação sinal-ruído e reduzir o artefato de movimento.

Preparação da solução
A solução de Krebs é essencial para um experimento cardíaco bem-sucedido. As soluções-mãe de MgCl 2 e CaCl2 (1 mol/L) são preparadas com antecedência considerando sua abs...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Nenhum dos autores tem qualquer conflito de interesse a declarar.

Agradecimentos

Este estudo é apoiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (81700308 para XO e 31871181 para ML, e 82270334 para XT), Programa de Apoio à Ciência e Tecnologia da Província de Sichuan (CN) (2021YJ0206 a XO, 23ZYZYTS0433 e 2022YFS0607 a XT, e 2022NSFSC1602 a TC) e Laboratório Chave Estadual para Química e Engenharia Molecular de Recursos Medicinais (Guangxi Normal University) (CMEMR2017-B08 a XO), Bolsas MRC (G10031871181 a ML02647, G1002082, ML), BHF (PG/14/80/31106, PG/16/67/32340, PG/12/21/29473, PG/11/59/29004 ML), BHF CRE em Oxford (ML).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
0,2 μ Fábrica de equipamentos médicos da Shanghai Medical Instruments Co., Ltd., Shanghai, ChinaN / APara filtrar a solução
tubo de centrífuga de 15 mLGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChinaCFT011150
1 mL de pipeta PasteurBeijing Labgic Technology Co., Ltd. China00900026
Seringa de 1 mLB. Braun Medical Inc.YZB/GER-5474-2014
200 μ L Tubo de PCRSangon Biotech Co., Ltd. Xangai. ChinaF611541-0010Alicote as soluções de estoque  para evitar o congelamento repetido e descongelamento do
tubo de centrífuga de 50 mLGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChinaCFT011500Armazene a solução de Tyrode em 4 & C para isolamento cardíaco de acompanhamento
Filtro de 585/40 nmTecnologia ChromaN/AFiltro para sinal de cálcio
Filtro passa-longo de 630 nmTecnologia ChromaG15604AJpara sinal de tensão
Avertin (2,2,2-tribromoetanol)Sigma-Aldrich Poole, Dorset, Reino UnidoT48402-100GPara minimizar o sofrimento e o reflexo da dor
BlebistatinaTocris Bioscience, Minneapolis, MN, Estados UnidosSLBV5564Desacoplador de excitação-contração para  eliminar artefato de movimento durante o mapeamento
CaCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, Estados UnidosSLBK1794VPara a solução de Tyrode
Banho termostático feito sob medidaMappingLab, Reino UnidoTBC-2.1Para manter a temperatura da solução
de perfusãoDimetilsulfóxido (DMSO)Sigma-Aldrich(RNBT7442)Solvente para corantes
Pinça DumontFábrica de equipamentos médicos de Xangai Medical Instruments Co., Ltd., Xangai, ChinaYAF030
Software ElectroMapUniversidade de BirminghamN / AQuantificação de parâmetros elétricos
Câmera EMCCDEvolve 512 Delta, Photometrics, Tucson, AZ, Estados UnidosA18G150001Adquirir imagens para sinais ópticos
ET525 / 36 filtro revestido por pulverização catódicaTecnologia Chroma 319106Filtro de excitação
Glicose Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, Estados UnidosSLBT4811VPara a solução de Tyrode
Heparina SódicaChengdu Haitong Pharmaceutical Co., Ltd., Chengdu, China(H51021209)Para evitar coágulos sanguíneos na artéria coronária
  Fábricade equipamentos médicos de pinça de íris de Xangai Medical Instruments Co., Ltd., Xangai, ChinaYAA010
IsoproterenolMedChemExpress, Carlsbad, CA, Estados UnidosHY-B0468 / CS-2582
KClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, Estados UnidosSLBS5003Para a solução de Tyrode
MacroLEDCairn Research, Faversham, Reino Unido7355/7356A luz de excitação das sondas de fluorescência
Fonte de luz MacroLED CairnResearch, Faversham, Reino Unido7352Controle os LEDs
Tesoura MayoFábrica de equipamentos médicos da Shanghai Medical Instruments Co., Ltd., Xangai, ChinaYBC010
MetaMorphMolecular DevicesN / AAmostragem de sinais ópticos
MgCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, Estados UnidosBCBS6841VPara a solução da Tyrode
MICRO3-1401Cambridge Electronic Design limited, Reino UnidoM5337Conecte o estimulador elétrico e o software Spike2
Estimulador de campo MyoPacer EPIon Optix Co, Milton, MA, Estados UnidosS006152Estimulador elétrico
NaClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, Estados UnidosSLBS2340VPara a solução de Tyrode
NaH2POSigma-Aldrich, St. Louis, MO, Estados UnidosBCBW9042Para a solução de Tyrode
NaHCO3Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, Estados UnidosSLBX3605Para a solução de Tyrode
NeuroLog SystemDigitimerNL905-229Para amplificador de ECG
OmapScope5MappingLab, Reino UnidoN/ACalcium alternans e análise de arritmia
Tesoura oftálmicaHuaian Teshen Medical Instruments Co., Ltd., Jiang Su, ChinaT4-3904
OptoSplitCairn Research, Faversham, Reino Unido6970Dividir a luz de emissão para detectar Ca2+ e Vm  simultaneamente
Bomba peristálicaLonger Precision Pump Co., Ltd., Baoding, China, BT100-2JPara bombear a solução
Placa de PetriBIOFILTCD010060
Pluronic F127Invitrogen, Carlsbad, CA, Estados Unidos1899021Para aumentar a carga com Rhod2AM
RH237Thermo Fisher Scientifific, Waltham, MA, Estados Unidos1971387Corante sensível à voltagem
Rhod-2 AMInvitrogen, Carlsbad, CA, Estados Unidos1890519Indicador de cálcio
Tubo de sílica gelLonger Precision Pump Co., Ltd., Baoding, China,96402-16Conecte-se com a bomba peristáltica
Sutura de sedaYuankang Medical Instrument Co., Ltd., Yangzhou, China20172650032Para fixar a aorta
Spike2Cambridge Electronic Design limited, Reino UnidoN/APara registrar e analisar dados de ECG
Estimulação MappingLab de eletrodo, Reino UnidoSE1600-35-2020
T510lpxrChroma Technology312461para fonte de luz
T565lpxrChroma Technology321343Para fonte de luz
de Filtro

Referências

  1. Priori, S. G., Chen, S. R. Inherited dysfunction of sarcoplasmic reticulum Ca2+ handling and arrhythmogenesis. Circulation Research. 108 (7), 871-883 (2011).
  2. Goddard, C. A., et al. Physiological consequences of the P2328S mutation in the ryanodine receptor (RyR2) gene in genetically modified murine hearts. Acta Physiologica. 194 (2), 123-140 (2008).
  3. Sabir, I. N., et al. Alternans in genetically modified langendorff-perfused murine hearts modeling catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Frontiers in Physiology. 1, 126(2010).
  4. Zhang, Y., Matthews, G. D., Lei, M., Huang, C. L. Abnormal Ca2+ homeostasis, atrial arrhythmogenesis, and sinus node dysfunction in murine hearts modeling RyR2 modification. Frontiers in Physiology. 4, 150(2013).
  5. Leenhardt, A., et al. Catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia in children. A 7-year follow-up of 21 patients. Circulation. 91 (5), 1512-1519 (1995).
  6. Priori, S. G., et al. Mutations in the cardiac ryanodine receptor gene (hRyR2) underlie catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation. 103 (2), 196-200 (2001).
  7. Wehrens, X. H., et al. FKBP12.6 deficiency and defective calcium release channel (ryanodine receptor) function linked to exercise-induced sudden cardiac death. Cell. 113 (7), 829-840 (2003).
  8. Novak, A., et al. Functional abnormalities in iPSC-derived cardiomyocytes generated from CPVT1 and CPVT2 patients carrying ryanodine or calsequestrin mutations. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 19 (8), 2006-2018 (2015).
  9. Napolitano, C., Mazzanti, A., Bloise, R., Priori, S. G., et al. CACNA1C-related disorders. GeneReviews. Adam, M. P. , University of Washington. Seattle. (1993).
  10. Makita, N., et al. Novel calmodulin mutations associated with congenital arrhythmia susceptibility. Circulation. Cardiovascular Genetics. 7 (4), 466-474 (2014).
  11. Gomez-Hurtado, N., et al. Novel CPVT-associated calmodulin mutation in CALM3 (CALM3-A103V) activates arrhythmogenic Ca waves and sparks. Circulation, Arrhythmia and Electrophysiology. 9 (8), (2016).
  12. Wleklinski, M. J., Kannankeril, P. J., Knollmann, B. C. Molecular and tissue mechanisms of catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Journal of Physiology. 598 (14), 2817-2834 (2020).
  13. Neco, P., et al. Paradoxical effect of increased diastolic Ca2+ release and decreased sinoatrial node activity in a mouse model of catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation. 126 (4), 392-401 (2012).
  14. Bogdanov, K. Y., Vinogradova, T. M., Lakatta, E. G. Sinoatrial nodal cell ryanodine receptor and Na(+)-Ca(2+) exchanger: molecular partners in pacemaker regulation. Circulation Research. 88 (12), 1254-1258 (2001).
  15. O'Shea, C., et al. ElectroMap: High-throughput open-source software for analysis and mapping of cardiac electrophysiology. Scientific Reports. 9 (1), 1389(2019).
  16. O'Shea, C., et al. High-throughput analysis of optical mapping data using ElectroMap. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59663(2019).
  17. Choi, B. R., Salama, G. Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans. Journal of Physiology. 529, 171-188 (2000).
  18. Rybashlykov, D., Brennan, J., Lin, Z., Efimov, I. R., Syunyaev, R. Open-source low-cost cardiac optical mapping system. PLoS One. 17 (3), 0259174(2022).
  19. Lucas-Lopez, C., et al. Absolute stereochemical assignment and fluorescence tuning of the small molecule tool, (-)-blebbistatin. European Journal of Organic Chemistry. 2005 (9), 1736-1740 (2005).
  20. Ponsaerts, R., et al. The myosin II ATPase inhibitor blebbistatin prevents thrombin-induced inhibition of intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (11), 4816-4827 (2008).
  21. Jou, C., Spitzer, K., Tristani-Firouzi, M. Blebbistatin effectively uncouples the excitation-contraction process in zebrafish embryonic heart. Cellular Physiology & Biochemistry. 25 (4-5), 419-424 (2010).
  22. Brack, K. E., Narang, R., Winter, J., Ng, G. A. The mechanical uncoupler blebbistatin is associated with significant electrophysiological effects in the isolated rabbit heart. Experimental Physiology. 98 (5), 1009-1027 (2013).
  23. O'Shea, C., et al. High-throughput analysis of optical mapping data using ElectroMap. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59663(2019).
  24. He, S., et al. A dataset of dual calcium and voltage optical mapping in healthy and hypertrophied murine hearts. Scientific Data. 8 (1), 314(2021).
  25. Lei, M., Huang, C. L. Cardiac arrhythmogenesis: a tale of two clocks. Cardiovascular Research. 116 (14), e205-e209 (2020).
  26. Mal Baudot,, et al. Concomitant genetic ablation of L-type Cav1.3 α1D and T-type Cav3.1 α1G Ca2+ channels disrupts heart automaticity. Scientific Reports. 10 (1), 18906(2020).
  27. Dai, W., et al. ZO-1 regulates intercalated disc composition and atrioventricular node conduction. Circulation Research. 127 (2), e28-e43 (2020).
  28. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex1. European Heart Journal. 36 (11), 686-697 (2015).
  29. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  30. Yang, B., et al. Ventricular SK2 upregulation following angiotensin II challenge: Modulation by p21-activated kinase-1. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 164, 110-125 (2022).
  31. Dong, R., et al. A protocol for dual calcium-voltage optical mapping in murine sinoatrial preparation with optogenetic pacing. Frontiers in Physiology. 10, 954(2019).
  32. He, S., et al. A protocol for transverse cardiac slicing and optical mapping in murine heart. Frontiers in Physiology. 10, 755(2019).
  33. Hoeker, G. S., Katra, R. P., Wilson, L. D., Plummer, B. N., Laurita, K. R. Spontaneous calcium release in tissue from the failing canine heart. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1235-H1242 (2009).
  34. Laurita, K. R., Singal, A. Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 280 (5), H2053-H2060 (2001).
  35. Johnson, P. L., Smith, W., Baynham, T. C., Knisley, S. B. Errors caused by combination of Di-4 ANEPPS and Fluo3/4 for simultaneous measurements of transmembrane potentials and intracellular calcium. Annals of Biomedical Engineering. 27 (4), 563-571 (1999).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Imagiologia de Corante DuploCamundongos Knock-In para RyR2Perfusão de LangendorffTransientes de CálcioPotencial de MembranaDuração do Potencial de AçãoDesafio com IsoproterenolModelos de Arritmia Cardíaca