Summary
Denne protokollen demonstrerer enkeltmolekylære overflateforbedrede Raman-spredningsmålinger (SERS) ved hjelp av en DNA-origami nanoantenne (DONA) kombinert med kolokalisert atomkraftmikroskopi (AFM) og Raman-målinger.
Abstract
Overflateforbedret Raman-spredning (SERS) har evnen til å oppdage enkeltmolekyler som krever høy feltforbedring. Enkeltmolekyl (SM) SERS er i stand til å gi molekylspesifikk spektroskopisk informasjon om individuelle molekyler og gir derfor mer detaljert kjemisk informasjon enn andre SM-deteksjonsteknikker. Samtidig er det potensial for å avdekke informasjon fra SM-målinger som forblir skjult i Raman-målinger av bulkmateriale. Denne protokollen skisserer SM SERS-målingene ved hjelp av en DNA-origami nanoantenne (DONA) i kombinasjon med atomkraftmikroskopi (AFM) og Raman-spektroskopi. En DNA-origami-gaffelstruktur og to gullnanopartikler kombineres for å danne DONAene, med et gap på 1, 2-2, 0 nm mellom dem. Dette muliggjør en opptil 1011-fold SERS-signalforbedring, noe som muliggjør målinger av enkeltmolekyler. Protokollen demonstrerer videre plasseringen av et enkelt analyttmolekyl i et SERS-hot spot, prosessen med AFM-avbildning og den påfølgende overlegget av Raman-avbildning for å måle en analytt i en enkelt DONA.
Introduction
DNA origami er en nanoteknologi teknikk som innebærer folding DNA-tråder i bestemte former og mønstre. Evnen til å lage strukturer med presis kontroll på nanoskala er en av de viktigste fordelene med DNA-origami1. Evnen til å manipulere materie i så liten skala har potensial til å revolusjonere et bredt spekter av felt, inkludert medisin, elektronikk og materialvitenskap2. For eksempel har DNA-origamistrukturer blitt brukt til å levere medisiner direkte til kreftceller 3,4, lage nanoskalasensorer for å oppdage sykdommer5,6, og skape intrikate mønstre på overflatene av materialer 6,7. Videre har evnen til å bruke DNA-origami til å skape komplekse nanoskalastrukturer skapt nye muligheter for å studere grunnleggende biologiske prosesser på nanoskala8.
Overflateforbedret Raman-spredning (SERS) er en robust analytisk teknikk som oppdager og identifiserer molekyler ved ekstremt lave konsentrasjoner9. Den er basert på Raman-effekten, som er en endring i bølgelengden til spredt lys10. SERS krever et plasmonisk metallsubstrat for å forbedre Raman-signalet om molekyler adsorbert på det. Denne forbedringen kan være opptil 10 11 ganger større enn signalet oppnådd fra det samme molekylet målt ved konvensjonell Raman-spektroskopi, noe som gjør SERS til en svært følsom metode for å analysere spormengder av stoffer11.
Raman-signalforbedringen av nanopartikler skyldes hovedsakelig elektromagnetisk forbedring basert på eksitering av lokalisert overflateplasmonresonans (LSPR)12. I dette fenomenet svinger elektroner i metallnanopartikkelen kollektivt rundt overflaten av metallnanopartikkelen under lysinnfall. Dette resulterer i dannelsen av en stående bølge av elektroner kjent som en overflateplasmon, som kan resonere med det innfallende lyset. LSPR forbedrer det elektriske feltet nær partikkelens overflate, og den optiske absorpsjonen av partikkelen er maksimal ved plasmonresonansfrekvensen. Overflateplasmonens energi avhenger av formen og størrelsen på metallnanopartikkelen, samt egenskapene til det omkringliggende mediet13. En høyere forbedring kan videre oppnås ved plasmoniske koblinger, for eksempel når to nanopartikler er nær hverandre i en avstand på omtrent 2, 5 ganger diameterlengden eller mindre14. Nærheten får LSPR av begge nanopartikler til å interagere med hverandre, og forbedrer det elektriske feltet i gapet mellom partiklene med flere størrelsesordener, som langt overstiger forbedringen av en enkelt nanopartikkel15,16,17. Størrelsen på forbedringen er omvendt proporsjonal med avstanden mellom nanopartiklene; Når avstanden minker, vises et kritisk punkt der forbedringen er tilstrekkelig til å oppdage enkeltmolekyler (SM)18.
DNA-origami representerer en nøkkelteknologi som effektivt kan arrangere plasmoniske nanopartikler for å utnytte og optimalisere plasmonisk kobling19. Samtidig kan molekyler av interesse plasseres nøyaktig på stedet der optisk deteksjon er mest effektiv. Dette har blitt demonstrert med DNA origami-baserte plasmoniske nanoantenner for fluorescensdeteksjon20. I motsetning til deteksjon av fluorescerende etiketter, gir SERS muligheten til å oppdage et direkte kjemisk fingeravtrykk av et molekyl, noe som gjør enkeltmolekylet SERS svært attraktivt for sensing, samt overvåking av kjemiske reaksjoner og mekanistiske studier. DNA-origami kan også brukes som en maske for å fremstille plasmoniske nanostrukturer med veldefinerte former21, selv om muligheten til å plassere målmolekyler nøyaktig inn i det varme stedet da går tapt.
Ved hjelp av kolokalisert atomkraftmikroskopi (AFM) og Raman-målinger kan vi oppnå Raman-spektrene fra en enkelt DNA-origami nanoantenne (DONA) og potensielt et enkelt molekyl hvis det plasseres i posisjonen til høyeste signalforbedring. DONA består av en DNA-origami-gaffel og to nøyaktig plasserte nanopartikler, fullt belagt med DNA komplementære til utvidede stifttråder festet til DNA-origami. Ved DNA-hybridisering er nanopartiklene bundet til DNA-origami-gaffelen med et gap på 1, 2-2, 0 nm mellom nanopartikkelflatene22. Slik montering skaper et hot spot mellom nanopartiklene med en signalforbedring på opptil 1011 ganger, som beregnet fra FDTD-simuleringer (finite difference time domain)22, og tillater dermed SM SERS-målinger. Imidlertid er volumet av den høyeste forbedringen liten (i 1-10 nm3-området ), og følgelig må målmolekylene plasseres nøyaktig inn i dette varme stedet. DNA-origami-gaffelen tillater plassering av et enkelt molekyl mellom de to nanopartiklene ved hjelp av en DNA-gaffelbro og egnet koblingskjemi. Likevel er det svært utfordrende å observere slike SM-er i Raman-spektra22. Alternativt kan nanopartiklene være fullt belagt med målmolekylet, for eksempel et TAMRA-fargestoff, for å tillate enkle DONA-målinger med høyere SERS-intensitet21. I dette tilfellet er TAMRA kovalent festet til DNA-beleggstrengen (figur 1).
Protocol
1. DNA origami gaffel montering
- Selvmonter DNA-origamistrukturen i en gryte. Tilsett først 2,5 nM sirkulær stillasstreng M13mp18 (7 249 nukleotider, se materialtabell) og 100 nM 201 korte oligonukleotider (tabell 1) i 1x TAE (tris[hydroksymetyl]aminometan [tris], eddiksyre, etylendiamineddiksyre [EDTA]) supplert med 15 mM MgCl2 buffer. Deretter justerer du totalvolumet til 100 μL ved bruk av ultrarent vann.
- Anneal løsningen deretter ved en temperaturgradient i en termosyklist, først ved rask oppvarming til 80 °C, deretter ved nedkjøling fra 80 °C til 20 °C ved 1 °C/12 min, deretter fra 20 °C til 16 °C ved 1 °C/6 min, etterfulgt av rask nedkjøling fra 16 °C til 8 °C.
- Bruk 100 kDa molekylvekt cut-off (MWCO) Amicon filtre (se tabell over materialer) for å rense blandingen fra overflødige stifter.
- Tilsett 100 μL DNA-origami-løsningen til Amicon-filtrene, samt 400 μL ultrarent vann, deretter sentrifuge ved 6000 x g i 8 minutter ved romtemperatur (RT).
- Kast filtratet ved å fjerne filteret og snu røret for å fjerne utvaskingen i vasken, tilsett deretter 400 μL ultrarent vann til filteret og sentrifuge igjen. Gjenta dette trinnet en gang til.
- For å samle den rensede nanostrukturløsningen, snu filteret opp ned i et nytt rør og sentrifuge (1,000 x g, 2 min, RT) etter produsentens instruksjoner (se materialfortegnelse). Denne oppløsningen kan oppbevares i kjøleskap ved 8 °C i opptil 2 uker.
MERK: Bruk 1x TAE-buffer eller 1x TAE supplert med 15 mM MgCl2-buffer i stedet for ultrarent vann for Amicon-filterrensingstrinnet, siden vann reduserer stabiliteten og senker konsentrasjonen av DNA-origami-gaflene som er oppnådd. For en enkelt fargestoffmolekylmåling erstattes DNA-stiftstrengblandingen med en modifisert strengblanding som inneholder et TAMRA-fargestoff på 5'-enden. Denne modifiserte strengen er i midten av nanogaffelbroen (tabell 2).
2. Gull nanopartikkel (AuNP) belegg
MERK: En modifisert versjon av Liu et al.23-protokollen ble brukt til å belegge AuNPene, og belegningsprosessen involverte frysing av AuNP-DNA-løsningen.
- Sentrifuge (3,500 x g, 5 min, RT) 400 μL med 60 nm diameter AuNP-løsning (kommersielt oppnådd; se materialfortegnelse), og bruk en pipette, fjern supernatanten. Deretter resolubiliserer pelleten i 25 μL ultrarent vann. Den endelige konsentrasjonen av AuNPene er ~ 0, 3 nM.
- Tilsett 1 μL 100 mM tris-(2-karboksyetyl)fosfin (TCEP) oppløsning til 4 μL tiolmodifisert DNA (100 μM som leveres av produsenten, se materialfortegnelse) og inkuber i 10 minutter ved RT.
- Etter inkubering, tilsett 5 μL-blandingen til den konsentrerte AuNP-oppløsningen (trinn 2.1), virvel i 5 s, og frys i minst 2 timer ved -20 °C.
- Etter tining ved RT, sentrifuge (3,500 x g, 5 min, RT) blandingen for å fjerne overflødig tilsatt belegg DNA. Bruk en pipette, fjern supernatanten og resolubliser pelleten i 10 μL vann.
MERK: Det er to beleggtråder for hver av AuNPene på nanogaffelen (tabell 2). Trinnene er de samme bortsett fra sekvensen av DNA-beleggstrengen. Når partiklene er belagt, er de veldig stabile; De kan holde seg som de er i flere måneder i kjøleskapet og kan til og med fryses. For fullt belagt fargestoff AuNP har beleggets DNA-tråder et internt TAMRA-fargestoff.
3. DONA forsamling
- Legg den belagte AuNP-løsningen til nanogaffelløsningen, med et konsentrasjonsmolforhold på 1,5: 1.
- Tilsett MgCl 2 til en endelig konsentrasjon på 4 mM ved bruk av en 50 mM MgCl2 stamløsning. Juster det endelige volumet til 20 μL ved bruk av ultrarent vann.
- Hybridiser DONAene ved hjelp av en temperaturgradient i en termosyklist. Varm først raskt opp til 40 °C, avkjøl deretter fra 40 °C til 20 °C ved 1 °C/10 min, og avkjøl deretter raskt fra 20 °C til 8 °C.
4. Gel elektroforese
MERK: De ubundne nanopartiklene i DONA-løsningen fjernes ved agarosegelelektroforese.
- Forbered 1% agarosegel. Oppløs 0,8 g agarose i 80 ml 1x TAE tilsatt 5 mM MgCl2.
- Tilsett 2,25 μL lastbuffer (30 % glyserol, 13 mM MgCl 2; se materialfortegnelse) til 18 mikrol DONA-oppløsning for å nå en endelig konsentrasjon på 5 mM MgCl 2 fra 4 mM i trinn3,2. Lastebufferen sørger også for at prøven holder seg inne i gelens lomme.
- Kjør gelen i 60 min ved 70 V i et isvannsbad. Den løpende bufferen er 1x TAE supplert med 5 mM MgCl2.
- Klipp ut båndet av interesse og legg det på et parafinplastfilminnpakket mikroskopilysbilde, og klem deretter ut løsningen ved hjelp av et annet parafinplastfilminnpakket mikroskopilysbilde. Bruk en pipette til å samle den pressede væsken inn i et 500 μL rør.
5. Samlokalisering av AFM- og Raman-målinger
- Plasma behandle en silisiumbrikke (se materialtabell) i 10 minutter, og inkuber deretter 10 μL av den rensede DONA-løsningen pluss 10 μL 100 mMMgCl2 på brikken i 3 timer. Deretter vasker du brikken to ganger med en 1: 1 blanding (volum) etanol og vann og føner med trykkluft. Deretter taper du brikken på en magnetisk plate og setter den inn i instrumentet for avbildning.
MERK: Før målingene starter, justeres posisjonen til Raman-eksitasjonslaseren for å være på toppen av AFM-sondespissen. I dette arbeidet brukes et HORIBA LabRAM HR Evolution Raman-mikroskop koblet til et HORIBA Omegascope AFM. Instrumentet styres ved hjelp av programvaren LabSpec og AIST. - For AFM-måling, bruk bankemodus (AC-modus) med ACCESS-NC-A (resonansfrekvens: 300 kHz; fjærkonstant: 45 N / m) tips24. AC-modus styrer automatisk alle parametrene bortsett fra skannefrekvensen, som er satt til 1 Hz.
MERK: Etter AFM-avbildning trekkes AFM-spissen tilbake slik at den ikke er i veien for Raman-laseren. Dette gjøres ved hjelp av en makrofunksjon, "Probe away", programmert i systemet. På denne måten, for et hvilket som helst valgt punkt i AFM-bildet, vil laseren være i samme posisjon uten forskyvning sammenlignet med AFM. - Velg ønsket laserbølgelengde, effekt og akkumuleringstid for Raman-målingene, da alle disse parametrene avhenger av den målte prøven.
- Bruk de nevnte parametrene for en fullstendig belagt TAMRA AuNP-måling: 633 nm laser, 100 μW effekt og 1 s integrasjonstid.
- Bruk de nevnte parametrene for en enkelt TAMRA-måling: 633 nm laser, 400 μW effekt og 4 s integrasjonstid.
- Etter å ha justert parametrene, plasser markøren på toppen av ønsket DONA i AFM-bildet; "Flytt markør" -funksjonen i programvaren gjør dette. Start deretter Raman-målingen.
MERK: Det er forskjellige moduser for å anskaffe spektrene: enkeltpunktsmåling-endimensjonal tidskartlegging-hvor et enkelt punkt måles over tid25; og todimensjonal XY-områdekartlegging, hvor et motorisert trinn flyttes under laseren for å skaffe spektra fra en rekke punkter i et XY-rutenett26.
Representative Results
Etter protokollen bør man sørge for at DNA-origami-gaffelen er riktig montert; den foretrukne metoden for å undersøke strukturen til gaflene er AFM-avbildning. De fleste gafler forventes å være solide, uten brukne armer. På den annen side er broen mellom armene vanskelig å avbilde på grunn av sin lille diameter og høye fleksibilitet; det krever også en veldig skarp AFM-spiss (figur 2).
Løsningsfargeendringen på hvert trinn i AuNP-beleggingsprosessen indikerer at alt fungerer som det skal. Fargen starter dyp rød med bare AuNPs, men så snart DNA er lagt til, endres det til mørk-lilla rødt. Når du fryser, endres fargen til lilla, og etter opptining settes den tilbake til dyprød (figur 3A). Figur 3B viser absorbansspektrene til bare AuNPs og DNA-belagte AuNPs.
Etter det, i DONA-monteringstrinnene, forblir fargen dyprød gjennom hele prosessen. Under agarosegelrensingen vises et dimerbånd over det frie AuNP-båndet, det raskest løpende båndet i prøven. Dette dimerbåndet tilsvarer DONAene og blir deretter kuttet ut og presset for å trekke ut prøven (figur 4).
Til slutt, for kolokaliseringsmålinger, utføres AFM-avbildning av prøven på jakt etter DONAer (figur 5). Deretter samles Raman-spektra fra enkle DONAer og sammenlignes for å sikre at spektrene som er oppnådd er fra TAMRA-molekyler (figur 6).
Figur 1: Skjematisk fremstilling av DNA-origami-gaffelen og den ferdig monterte DONA. (A) Dimensjoner på DNA-origami-gaffelen med en bro 90 nukleotider lang. (B) Skjematisk sidebilde av en samlet DONA, med to AuNPer og DNA-origami-gaffelen i mellom. (C) Skjematisk toppbilde av den monterte DONA som viser plasseringen av SM midt på broen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: AFM-bilde av DNA-origamigaflene etter montering. Gaflene er godt formet, med broen synlig i noen av gaflene. Gaflene har en høyde mellom 1,5-2 nm. Skala bar = 500 nm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Fargeutvikling og absorbansspektra av AuNP. (A) Rør som viser fargen på AuNP-løsningen i forskjellige trinn. (1) Dyp rød farge på den nakne AuNP-løsningen. (2) Mørklilla rød etter tilsetning av beleggets DNA til AuNPene. (3) Lilla farge etter frysing av beleggets DNA-AuNP-blanding. (4) Fargen går tilbake til dyp rød etter tining av blandingen. (B) Absorbansspektra av 60 nm AuNPs, som viser skiftet i absorbanstopp fra bare AuNPs (rør 1) til DNA-belagte AuNPs (rør 4). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Agarosegel av DONA-oppløsningen. Begge banene har samme prøve, og både dimerbåndet (DONA) og det frie AuNP-båndet er godt synlige. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: AFM-bilde av DONAer. (A) Bildet viser flere DONA-strukturer; dette AFM-bildet brukes til samlokaliseringsmålingene. (B) Zoomet inn bilde av den sirklede DONA og vertikale tverrsnittet av DONA. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: SERS-spektra av DONAer utstyrt med fullt belagte TAMRA AuNPs og med et enkelt TAMRA-molekyl. De vertikale rutenettlinjene indikerer de viktigste TAMRA-toppene. De viktigste TAMRA-toppene er synlige i den helbelagte TAMRA AuNP. Selv om signal-støy-forholdet for SM TAMRA-spektrene er lavere, er hovedtoppene identifiserbare: 1,360 cm-1: C-C strekking; 1,509 cm-1: C = C strekking; 1,536 cm-1: C = C strekking; 1,654 cm-1: C = O strekking. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Tabell 1: Liste over DNA origami gaffelstifter. Klikk her for å laste ned denne tabellen.
Tabell 2: Liste over modifiserte DNA-tråder. Klikk her for å laste ned denne tabellen.
Discussion
SM SERS er et kraftig verktøy som gjør det mulig for forskere å studere oppførselen og interaksjonene til individuelle molekyler i en prøve1. En slik teknikk tillater analyse av systemer på et enestående følsomhetsnivå, og gir ny innsikt i den grunnleggende oppførselen til enkeltmolekyler og fordelingen av kjemiske eller fysiske egenskaper over et ensemble av molekyler, og bidrar til å identifisere relevante mellomprodukter i kjemiske prosesser. Å plassere et enkelt molekyl på det varme stedet samtidig som du sørger for at det varme stedet har nok overflateforbedring, kan imidlertid være ganske utfordrende27. De beskrevne DONAene i denne protokollen kan nøyaktig plassere et enkelt molekyl i det varme stedet mellom to gullnanopartikler samtidig som det sikres at en 1011 ganger overflateforbedring er nådd.
Gapet mellom nanopartiklene er kritisk for at DONA-forsamlingen skal nå den nødvendige overflateforbedringen for SM SERS-studier. DONAene er optimalisert for sfæriske nanopartikler med størrelser mellom 60 og 80 nm. Videre kan kvaliteten på nanopartiklene betydelig påvirke hybridiseringen av nanopartiklene med DNA-origami-gaflene; Når nanopartiklene som brukes i beleggingstrinnet er eldre enn 6 måneder, begynner effektiviteten av hybridisering å avta.
Et annet kritisk aspekt ved protokollen er at trinnene som krever et nøyaktig forhold mellom komponentene må følges nøyaktig, ellers vil DONAene ikke bli dannet riktig. DNA-origami-gaffelen er ekstremt følsom for temperaturrampingprotokollen, med endringer som påvirker strukturens integritet eller forhindrer gafler i å dannes.
Amorf karbongenerering er et betydelig problem under SERS-målinger fordi toppene vanligvis er i samme område som fingeravtrykkområdet for mange molekyler (1,200-1,700 cm-1). Selv om formasjonen ennå ikke er fullt ut forstått, er den vanligvis forbundet med høy lasereffekt eller lange integrasjonstider28. Som en forholdsregel bør lavest mulig lasereffekt og kortest mulig integrasjonstid brukes. Dette er imidlertid ikke lett å oppnå fordi det må oppnås en balanse mellom å oppnå ønsket SERS-signal og unngå generering av amorft karbon.
DONAene er svært allsidige som et SM-system angående de forskjellige typer og former av nanopartikler som kan brukes, for eksempel sølvkuler, gullblomster eller stjerner. I tillegg kan molekylet som undersøkes enkelt erstattes ved å endre bare DNA-strengen i midten av broen, uten endringer i prosedyren. Bytte til proteiner som cytokrom C kan gjøres ved å ha en pyridinmodifisert DNA-fangststreng i broen, noe som vil binde cytokrom C og sikre at den er i hot spot for SM SERS-målinger22. Dette betyr også fleksibelt valg av laser for bestråling, potensielt ved hjelp av en laser som gir maksimal forbedring.
Oppsummert er denne metoden pålitelig for montering av DONA-strukturer og bruk av dem til enkeltmolekylære overflateforbedrede Raman-spektroskopimålinger.
Disclosures
Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser eller andre interessekonflikter.
Acknowledgments
Denne forskningen ble støttet av Det europeiske forskningsrådet (ERC; consolidator Grant No. 772752).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 100 kDa MWCO Amicon filters, 0.5 mL | Merck | UFC5100BK | |
| 10x TAE buffer (0.4 M Tris, 0.2 M acetic acid, 0.01 M EDTA) | SIGMA Aldrich | T9650 | |
| 60 nm goldspheres, bare (citrate) | NanoComposix | AUCN60 | |
| ACCESS-NC-A AFM probes | SCHAEFER-TEC | ||
| Agarose powder | SIGMA Aldrich | 9012-36-6 | |
| AuNP DNA coating strands | IDT | ||
| AuNP DNA coating strands (TAMRA) | SIGMA Aldrich | ||
| Glycerol | SIGMA Aldrich | 56-81-5 | |
| Heraeus Fresco 17 centrifuge | Thermo Fisher Scientific | ||
| HORIBA OmegaScope with a LabRAM HR evolution | HORIBA | ||
| Magnesium chloride | SIGMA Aldrich | 7786-30-3 | |
| Nanofork DNA bridge strand (TAMRA) | Metabion | ||
| Nanofork DNA staple strands | SIGMA Aldrich | ||
| ParafilmM | Carl Roth | CNP8.1 | |
| Primus 25 Thermocycler | Peqlab/VWR | ||
| Silicon wafer | Siegert wafer | BW14076 | |
| Single-stranded scaffold DNA, type p7249 (M13mp18) | Tilibit nanosystems | ||
| TCEP solution | SIGMA Aldrich | 51805-45-9 |
References
- Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Placement of single proteins within the SERS hot spots of self-assembled silver nanolenses. Angewandte Chemie. 57 (25), 7444-7447 (2018).
- Dey, S., et al.
- Tasciotti, E. Smart cancer therapy with DNA origami. Nature Biotechnology. 36 (3), 234-235 (2018).
- Ijäs, H., et al. Unraveling the interaction between doxorubicin and DNA origami nanostructures for customizable chemotherapeutic drug release. Nucleic Acids Research. 49 (6), 3048-3062 (2021).
- Wang, S., et al.
- Kabusure, K. M., et al. Optical characterization of DNA origami-shaped silver nanoparticles created through biotemplated lithography. Nanoscale. 14 (27), 9648-9654 (2022).
- Kershner, R. J., et al. Placement and orientation of individual DNA shapes on lithographically patterned surfaces. Nature Nanotechnology. 4 (9), 557-561 (2009).
- Dutta, A., et al. Molecular states and spin crossover of hemin studied by DNA origami enabled single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Nanoscale. 14 (44), 16467-16478 (2022).
- Langer, J., et al. Present and future of surface-enhanced Raman scattering. ACS Nano. 14 (1), 28-117 (2020).
- Jones, R. R., Hooper, D. C., Zhang, L., Wolverson, D., Valev, V. K. Raman techniques: fundamentals and frontiers. Nanoscale Research Letters. 14 (1), 231 (2019).
- Blackie, E. J., Le Ru, E. C., Etchegoin, P. G. Single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy of nonresonant molecules. Journal of the American Chemical Society. 131 (40), 14466-14472 (2009).
- Sepúlveda, B., Angelomé, P. C., Lechuga, L. M., Liz-Marzán, L. M.
- Kelly, K. L., Coronado, E., Zhao, L. L., Schatz, G. C. The optical properties of metal nanoparticles: The influence of size, shape, and dielectric environment. The Journal of Physical Chemistry B. 107 (3), 668-677 (2003).
- Funston, A. M., Novo, C., Davis, T. J., Mulvaney, P. Plasmon coupling of gold nanorods at short distances and in different geometries. Nano Letters. 9 (4), 1651-1658 (2009).
- Niu, R., et al. DNA origami-based nanoprinting for the assembly of plasmonic nanostructures with single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 60 (21), 11695-11701 (2021).
- Fang, W., et al. Quantizing single-molecule surface-enhanced Raman scattering with DNA origami metamolecules. Science Advances. 5 (9), (2019).
- Zhan, P., et al. DNA origami directed assembly of gold bowtie nanoantennas for single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 57 (11), 2846-2850 (2018).
- Choi, H. K., et al. Single-molecule surface-enhanced Raman scattering as a probe of single-molecule surface reactions: promises and current challenges. Accounts of Chemical Research. 52 (11), 3008-3017 (2019).
- Liu, N., Liedl, T.
- Acuna, G. P., et al. Fluorescence enhancement at docking sites of DNA-directed self-assembled nanoantennas. Science. 338 (6106), 506-510 (2012).
- Shen, B., Kostiainen, M. A., Linko, V. DNA origami nanophotonics and plasmonics at interfaces. Langmuir. 34 (49), 14911-14920 (2018).
- Tapio, K., et al. A versatile DNA origami-based plasmonic nanoantenna for label-free single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy. ACS Nano. 15 (4), 7065-7077 (2021).
- Liu, B., Liu, J. Freezing-driven DNA adsorption on gold nanoparticles: tolerating extremely low salt concentration but requiring high DNA concentration. Langmuir. 35 (19), 6476-6482 (2019).
- Aliano, A., et al.
- Recording Raman spectral images and profiles. Horiba Scientific. , Available from: https://www.horiba.com/int/scientific/technologies/raman-imaging-and-spcetroscopy/recording-spectral-images-and=profiles/ (2023).
- Raman Images Explained. Renishaw. , Available from: https://www.renishaw.com/en/raman-images-explained-25810 (2023).
- Kogikoski, S., Tapio, K., von Zander, R. E., Saalfrank, P., Bald, I. Raman enhancement of nanoparticle dimers self-assembled using DNA origami nanotriangles. Molecules. 26 (6), 1684 (2021).
- Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Amorphous carbon generation as a photocatalytic reaction on DNA-assembled gold and silver nanostructures. Molecules. 24 (12), 2324 (2019).
