Method Article

"Avatar", um experimento de loop de trabalho ex vivo modificado usando tensão e ativação in vivo

DOI:

10.3791/65610

⸱

August 18th, 2023

 , 
1Northern Arizona University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este artigo detalha a metodologia para emular a produção de força muscular in vivo durante experimentos de loop de trabalho ex vivo usando um músculo "avatar" de um roedor de laboratório para avaliar as contribuições dos transientes de tensão e ativação para a resposta da força muscular.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os comportamentos de movimento são características emergentes de sistemas dinâmicos que resultam da produção de força muscular e da produção de trabalho. A interação entre os sistemas neural e mecânico ocorre em todos os níveis de organização biológica simultaneamente, desde o ajuste das propriedades musculares das pernas durante a corrida até a dinâmica dos membros interagindo com o solo. Compreender as condições sob as quais os animais mudam suas estratégias de controle neural para a mecânica muscular intrínseca ('preflexos') na hierarquia de controle permitiria que os modelos musculares predissessem a força muscular in vivo e trabalhassem com mais precisão. Para entender a mecânica muscular in vivo, é necessária a investigação ex vivo da força muscular e do trabalho sob condições de tensão e carga dinamicamente variáveis, semelhantes à locomoção in vivo. As trajetórias de deformação in vivo normalmente exibem mudanças abruptas (ou seja, transientes de deformação e velocidade) que surgem de interações entre ativação neural, cinemática musculoesquelética e cargas aplicadas pelo ambiente. O principal objetivo de nossa técnica de "avatar" é investigar como os músculos funcionam durante mudanças abruptas na taxa de tensão e carga, quando a contribuição das propriedades mecânicas intrínsecas para a produção de força muscular pode ser maior. Na técnica "avatar", a abordagem tradicional de loop de trabalho é modificada usando trajetórias de deformação medidas in vivo e sinais eletromiográficos (EMG) de animais durante movimentos dinâmicos para conduzir os músculos ex vivo através de vários ciclos de alongamento e encurtamento. Essa abordagem é semelhante à técnica de loop de trabalho, exceto que as trajetórias de deformação in vivo são dimensionadas adequadamente e impostas aos músculos de camundongos ex vivo conectados a um servo motor. Esta técnica permite: (1) emular padrões de deformação in vivo, ativação, frequência de passada e loop de trabalho; (2) variar esses padrões para corresponder às respostas de força in vivo com mais precisão; e (3) variar características específicas de tensão e / ou ativação em combinações controladas para testar hipóteses mecanicistas.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Animais em movimento alcançam feitos atléticos impressionantes de resistência, velocidade e agilidade em ambientes complexos. A locomoção animal é particularmente impressionante em contraste com as máquinas de engenharia humana - a estabilidade e a agilidade dos robôs, próteses e exoesqueletos com pernas atuais permanecem ruins em comparação com os animais. A locomoção com pernas em terreno natural requer controle preciso e ajustes rápidos para alterar a velocidade e manobrar características ambientais que atuam como perturbações inesperadas1,2,3,4. No entanto, entender a locomoção não estável é inerentemente desafiador porque a dinâmica depende de interações complexas entre o ambiente físico, a mecânica musculoesquelética e o controle sensório-motor1,2. A locomoção com pernas requer a resposta a perturbações inesperadas com processamento multimodal rápido de informações sensoriais e atuação coordenada de membros e articulações1,5. Em última análise, o movimento é possibilitado pelos músculos que produzem força por meio de propriedades mecânicas intrínsecas do sistema músculo-esquelético, bem como do controle neural1,5,6,7. Uma questão pendente da neuromecânica é como esses fatores interagem para produzir movimento coordenado em resposta a perturbações inesperadas. A técnica a seguir utiliza a resposta mecânica intrínseca do músculo à deformação usando trajetórias de deformação in vivo durante experimentos ex vivo controláveis com um músculo "avatar".

A técnica de loop de trabalho muscular forneceu uma estrutura importante para a compreensão da mecânica muscular intrínseca durante movimentos cíclicos8,9,10. A técnica tradicional de loop de trabalho conduz os músculos por meio de trajetórias de deformação predefinidas, tipicamente sinusoidais, usando frequências e padrões de ativação medidos durante experimentos in vivo2,8,9,11. O uso de trajetórias de comprimento sinusoidal pode estimar de forma realista o trabalho e a potência durante o voo12 e swimming2 em condições em que os animais não sofrem mudanças rápidas nas trajetórias de tensão devido à interação com o ambiente e a cinemática musculoesquelética. No entanto, as trajetórias de tensão muscular in vivo durante a locomoção com pernas surgem dinamicamente de interações entre ativação neural, cinemática musculoesquelética e cargas aplicadas pelo ambiente5,7,13,14. Uma técnica de loop de trabalho mais realista é necessária para emular cargas, trajetórias de tensão e produção de força que corresponda à dinâmica músculo-tendão in vivo e forneça informações sobre como a mecânica muscular intrínseca e o controle neural interagem para produzir movimentos coordenados diante de perturbações.

Aqui, apresentamos uma nova maneira de emular as forças musculares in vivo durante a locomoção em esteira usando um músculo "avatar" de um roedor de laboratório durante experimentos ex vivo controlados com trajetórias de tensão in vivo que representam cargas in vivo variáveis no tempo. O uso das trajetórias de deformação in vivo medidas de um músculo-alvo nos músculos de um animal de laboratório durante experimentos ex vivo controlados emulará as cargas experimentadas durante a locomoção. Nos experimentos descritos aqui, o músculo extensor longo dos dedos (EDL) de camundongo ex vivo é usado como um "avatar" para o músculo gastrocnêmio medial (MG) de rato in vivo durante caminhada, trote e galope em uma esteira13. Essa abordagem é semelhante à técnica de loop de trabalho, exceto que as trajetórias de deformação in vivo são dimensionadas adequadamente e impostas aos músculos de camundongos ex vivo conectados a um servo motor. Embora os músculos EDL de camundongos difiram em tamanho, tipo de fibra e arquitetura em comparação com o MG de rato, é possível controlar essas diferenças. A técnica do "avatar" permite: (1) emular padrões de tensão, ativação, frequência de passada e loop de trabalho in vivo; (2) variar esses padrões para corresponder às respostas de força in vivo com mais precisão; e (3) variar características específicas de tensão e / ou ativação em combinações controladas para testar hipóteses mecanicistas.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos os estudos em animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Northern Arizona University. Músculos extensores longos dos dedos (EDL) de camundongos selvagens machos e fêmeas (cepa B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), com idade entre 60 e 280 dias, foram usados para o presente estudo. Os animais foram obtidos de uma fonte comercial (ver Tabela de Materiais) e estabelecidos em uma colônia na Northern Arizona University.

1. Selecionando a trajetória da deformação in vivo e preparando-se para uso durante experimentos de loop de trabalho ex vivo

NOTA: Neste protocolo, medições prévias de locomoção dinâmica in vivo, fornecidas diretamente aos autores (Nicolai Konow, UMass Lowell, comunicação pessoal), foram usadas em experimentos ex vivo. Os dados originais foram coletados para Wakeling et al.15. Tempo, duração ou tensão, EMG/ativação e dados de força são necessários para replicar o protocolo.

  1. Segmente todo o estudo in vivo em passos individuais usando qualquer plataforma de programação (código MATLab fornecido no Arquivo de Codificação Suplementar 1).
    1. Plote as mudanças de duração versus tempo para todo o teste in vivo. Isso é usado para visualizar passadas individuais (postura para postura) e para avaliar a variabilidade entre passadas (Figura 1).
    2. Calcule a deformação para todo o ensaio (Comprimento (L)/Força isométrica máxima no comprimento ideal L0).
    3. Selecione um passo de toda a prova que seja representativo de todos os passos e que comece e termine em comprimentos semelhantes. Isso pode ser feito visualmente representando graficamente os comprimentos uns sobre os outros para comparar cada passada.
    4. Depois que uma passada representativa for selecionada, segmente os dados de deformação, EMG/ativação e força de todo o teste usando qualquer plataforma de programação (consulte o Arquivo de Codificação Suplementar 1 para os códigos usados em MATLab16).
    5. Se a frequência de amostragem for diferente para deformação, EMG/ativação ou força, interpole os pontos de dados para que todos sejam amostrados na mesma frequência.
      NOTA: Os pesquisadores podem determinar a frequência de captura com base nos intervalos de tempo entre cada ponto amostrado em todo o estudo. Se as variáveis forem capturadas na mesma frequência, os tempos de amostragem serão os mesmos.
  2. Calcule a frequência de passadas segmentadas.
    1. Calcule a frequência determinando a duração de uma passada segmentada em segundos e dividindo 1 (segundo) pela duração (1/duração = # passadas por segundo).
    2. Determine manualmente quantos pontos de dados devem ser adquiridos em experimentos ex vivo para corresponder à frequência.
    3. Calcule o tempo necessário para duas passadas. Repita as passadas pelo menos uma vez para estimar o erro de medição do músculo, que será necessário para a análise estatística subsequente.
  3. Determine a fase de estimulação em relação à entrada de tensão usando a atividade EMG medida para determinar o início e a duração da estimulação para os loops de trabalho ex vivo. Qualquer plataforma de programação pode ser usada (consulte o Arquivo de Codificação Suplementar 1 para o código usado neste estudo).
    1. Visualize o sinal EMG na mesma faixa do eixo x (tempo) que a mudança de deformação (Figura 1). Amplie o sinal EMG para ser visível; isso pode ser feito multiplicando o sinal EMG por um número arbitrário, redimensionando a deformação e a EMG para ficarem na mesma escala e/ou adicionando o sinal EMG à tensão.
      NOTA: Os autores redimensionaram a cepa e o EMG para estarem na mesma escala usando a função "redimensionar" no MATLab (consulte a Figura Suplementar 1).
    2. Encontrar onde a atividade EMG começa e termina, conforme indicado por uma mudança na intensidade de dois desvios padrão17,18.
      NOTA: Dependendo do animal e do músculo, o início da EMG pode ou não corresponder ao contato com os pés (Monica Daley, UC Irvine, comunicação pessoal) (consulte a seção Discussão).
    3. Calcule a porcentagem do ciclo de deformação (por exemplo, 40%) em que ocorre o início da ativação EMG e por quanto tempo a estimulação ocorrerá (por exemplo, 222 ms).
      NOTA: Os pesquisadores precisarão levar em conta um atraso de acoplamento excitação-contração (ECC) que difere entre o movimento in vivo e os loops de trabalho ex vivo e pode ser diferente para cada animal e músculo (por exemplo, o ECC in vivo é de 24,5 ms para MG de rato, o ECC ex vivo é ~ 5 ms para EDL de camundongo).
  4. Prepare entradas de deformação representativas para o programa do controlador de loop de trabalho. Qualquer programa que possa capturar a saída de força com entrada para tensão e estimulação pode ser usado para o programa controlador de loop de trabalho (consulte a seção Discussão).
    1. Dê o passo selecionado e interpole para o número apropriado de pontos necessários para que o passo seja capturado na frequência in vivo por dois ciclos (consulte a etapa 1.2).
    2. Redimensione a passada para iniciar e parar em "tensão zero" (por exemplo, L0 ou 95% L0) após o alongamento por uma excursão de comprimento pré-determinada (consulte a etapa 3.3).
    3. "Escala" passada selecionada, se necessário, para usar como entrada para mudanças de deformação no EDL do camundongo (consulte a seção Discussão). Para escalar, selecione uma excursão de comprimento para a qual o EDL do camundongo possa ser esticado sem danos (por exemplo, normalmente esticamos o EDL do camundongo em 10% L0, independentemente da espécie in vivo). Isso pode precisar ser alterado com base nos resultados preliminares (consulte a etapa 3.3).

figure-protocol-1
Figura 1: Duração ao longo do tempo de todo o ensaio in vivo. Comprimento (mm) plotado em relação ao tempo de MG de rato. As passadas são demarcadas por círculos, do menor comprimento ao menor comprimento, considerado passada única. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

2. Avaliação da força isométrica máxima do músculo de camundongo ex vivo

  1. Montagem de equipamentos e cirurgia.
    NOTA: Consulte a seção Discussão para obter uma explicação do equipamento necessário para o loop de trabalho ex vivo.
    1. Prepare um banho de órgão tecidual inserindo a válvula de agulha do oxitubo no banho de tecido da camisa de água (consulte a Tabela de Materiais). Conecte o oxitubo a um cilindro de gás com 95% 02-5% CO2. Deixe 20 psi encher o banho de tecido da camisa de água.
    2. Prepare a área de cirurgia passando um oxitubo adicional da linha de gás para um prato de cristalização cheio de solução de Krebs-Henseleit (etapa 2.1.3) próximo à área de cirurgia. Isso será usado para manter os músculos arejados e hidratados durante e após as cirurgias.
      NOTA: Os músculos também podem ser armazenados nesta solução aerada por até 4 h, se mais de um músculo for retirado do camundongo por vez.
    3. Preparar 1 l de solução de Krebs-Henseleit contendo (em mmol l-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); KH2PO4 (1,18); CaCl2 (2,54); e glicose (10,0) à temperatura ambiente e pH a 7,4 usando HCl e NaOH (ver Tabela de Materiais). Ao manusear HCl e NaOH, use o EPI adequado de óculos e luvas.
    4. Encha o banho com solução de Krebs-Henseleit à temperatura ambiente e pH 7,4. Mergulhe o músculo e o gancho completamente na solução.
    5. Ligue todos os equipamentos; sistema de alavanca muscular de modo duplo, estimulador e interface de sinal (placa DAQ) (consulte a Tabela de Materiais).
  2. Dissecção do músculo EDL.
    1. Anestesifique profundamente o camundongo e, em seguida, realize a eutanásia por luxação cervical. Coloque o mouse em uma posição reclinada lateral direita ou esquerda com o membro posterior superior esticado e os dedos dos pés tocando a placa de dissecação. Remova o pelo do tornozelo até acima da articulação do joelho.
    2. Cubra a pele com uma pinça e corte da articulação do tornozelo até a área do quadril. Uma vez que o músculo tenha sido exposto, corte ao redor do tornozelo como uma "bainha" de calça. Puxe a pele para cima para expor os músculos das pernas com mais clareza.
    3. Localize a linha da fáscia que separa o tibial anterior (TA) e o gastrocnêmio, separe usando uma tesoura de dissecção para expor os tendões do joelho. Coloque uma tesoura de dissecção entre os dois tendões expostos do joelho. A tesoura vai "pegar" em um bolso logo abaixo dos tendões expostos do joelho. Disseque sem corte um "bolso" enquanto puxa a tesoura para longe da perna até que a tesoura alcance o tornozelo para expor o EDL.
    4. Usando um nó de laço pré-amarrado na sutura cirúrgica de seda tamanho 4-0 (consulte a Tabela de Materiais), amarre uma extremidade da sutura sob o tendão mais próximo do joelho. Dê um nó quadrado duplo acima da junção músculo-tendão proximal sem colocá-lo no músculo ou incluir o tendão. Corte acima do nó. Puxe suavemente o laço amarrado ao tendão e o EDL emergirá do "bolso".
    5. Prenda o laço na área de dissecação para criar tensão no EDL. Dê um nó quadrado duplo usando outro nó pré-amarrado na junção músculo-tendão distal sem colocá-lo no músculo ou incluir o tendão. Corte o nó no lado mais próximo da perna para remover todo o EDL do mouse. Corte a sutura extra dos nós quadrados duplos nos lados proximal e distal do músculo e coloque o músculo no banho aerado na área de cirurgia.
      NOTA: Certifique-se de observar qual lado é proximal e/ou distal se colocar o músculo em um banho aerado.
    6. Para colocar no equipamento da alavanca do servomotor, conecte o EDL verticalmente entre os eletrodos de platina suspensos. Prenda o nó de laço distal ao gancho estacionário e prenda o nó de laço proximal ao gancho preso ao braço do servomotor. Levantar o banho de tecido para submergir o músculo na solução aerada de Krebs-Henseleit.
      NOTA: A aeração não deve perturbar o músculo quando ele está submerso. Se isso acontecer, abaixe a pressão do gás. Deixe o músculo se equilibrar por 10 minutos antes de iniciar a estimulação.
  3. Meça a força isométrica máxima do músculo EDL.
    NOTA: Consulte a Tabela 1 para obter o protocolo sobre como medir a força isométrica máxima usando contração e tétano. Veja a Figura Suplementar 1 para uma ilustração do programa usado pelos autores.
    1. Estimule o músculo com uma contração supramáxima para garantir que o músculo não tenha sido danificado durante a cirurgia (80 V, 1 pps, 1ms; Tabela 1; ver Figura Suplementar 2). Se nenhum dano ocorrer, use o botão de comprimento no sistema de alavanca muscular para encontrar um comprimento muscular usando estimulação de contração na qual a tensão ativa é ~ 1V / 0.1271 N com menos de ~ 0.1V / 0.01271N tensão passiva.
    2. Registre o comprimento inicial do músculo do nó de sutura ao nó de sutura em Volts e milímetros. Insira as medições na parte de calibração do programa para obter o comprimento inicial (consulte a Figura Suplementar 1).
    3. Encontre a força isométrica máxima de contração supramáxima no comprimento ideal (L0) do EDL (Tabela 1). Nenhum período de descanso é tecnicamente necessário, mas esperar 1 minuto entre as estimulações estabilizará a tensão passiva. Registre o comprimento (em Volts) no qual a contração supramáxima é máxima. Este é o comprimento ideal do músculo (L0) para contração.
    4. Meça o músculo com pinças neste comprimento. Meça o músculo do nó de sutura ao nó de sutura. Uma vez que L0 tenha sido encontrado, encurte o músculo de volta ao comprimento inicial (tensão ativa ~ 1V / 0,1271 N).
    5. Encontre a força isométrica máxima do tétano supramáximo do EDL (80 V, 180 pps, 500 ms; Tabela 1). Registre o comprimento (em Volts e milímetros) da força tetânica supramáxima em L0 e meça as fibras do nó de sutura a nó de sutura novamente com paquímetros.
      NOTA: Aumentar o comprimento do músculo em passos de 0.5 V/0.65 mm resultará em L0 mais preciso para contração e tétano.
    6. Encontre a força isométrica submáxima do EDL (45 V, 110 pps, 500ms; Tabela 1) em L0 antes e depois do experimento para garantir que a fadiga não ocorresse a partir do protocolo de estimulação. Uma diminuição de 10% na força é considerada um músculo "fatigado".
ExperimentoIntensidade da simulação (V)Frequência de pulso (pps / Hz)Duração da estimulação (ms)Comentários
1. "Aquecimento"8011Aumente ou diminua o comprimento em 0,50 V para encontrar a tensão passiva de 1 V
2. Contração muscular ideal do comprimento (L0)8011Aumente ou diminua o comprimento em 0,50 V para encontrar a tensão passiva de ~1 V
3. Comprimento ideal do músculo tétano (L0)80180500Descanso 3 min entre a mudança de comprimento em 0,50 V
4. L0 submáximo pré-experimento45110500No comprimento de L0
6. Experimentos de avatar45110Use ciclicamente alterações de comprimento representativas para EDL de camundongo
7. L0 submáximo pós-experimento45110500Retorne a L0 após o experimento e meça L0

Tabela 1: Protocolo de estimulação. Protocolo de estimulação para encontrar a contração supramáxima e submáxima e o comprimento ideal do tétano. O protocolo varia de acordo com a intensidade da estimulação, tempo e pulsos por segundo.

3. Completando a técnica de loop de trabalho "avatar" usando trajetórias de cepas in vivo selecionadas

  1. Configure o software necessário para concluir as técnicas de loop de trabalho "avatar" (consulte Tabela de Materiais).
    NOTA: É necessário um arquivo de entrada (.csv ou similar) que especifica o comprimento do músculo em cada passo de tempo (consulte a etapa 1.4). São necessárias entradas para a porcentagem do ciclo em que a estimulação começa e para a duração da estimulação (ver Figura 3 suplementar, por exemplo).
  2. Técnica completa de loop de trabalho "avatar".
    NOTA: Embora usemos um programa LabView personalizado, os pesquisadores podem usar qualquer programa que permita o controle das mudanças de comprimento no EDL do mouse em uma alavanca servomotora, controle do início (% ciclo) e duração (ms) da estimulação em horários especificados e medição da força muscular. Consulte a Figura Suplementar 3 para obter uma ilustração do programa que os autores usam.
    1. Carregue as alterações de deformação escalonadas com excursão de comprimento escalonado no programa a partir da etapa 1.4. Consulte as etapas 1.4, 3.3 e a seção Discussão para obter mais informações sobre "mudanças de deformação em escala".
    2. Ajustar o comprimento inicial do músculo, se necessário (ver secção 3.3). Insira o comprimento inicial em V e mm para calibrar os resultados (consulte a Figura 3 suplementar).
    3. Use o início e a duração da estimulação calculados na etapa 1.3.
    4. Execute o músculo através das mudanças de comprimento em escala com excursão de comprimento determinada por dois ciclos.
    5. Dados salvos. Se vários protocolos de estimulação forem coletados no mesmo músculo, aguarde 3 minutos entre cada estimulação.
    6. Estimule no comprimento ideal (L0) usando ativação submáxima para determinar se ocorreu fadiga. Se a força diminuir em mais de 10%, os músculos são considerados fatigados. Consulte a Tabela 1 para protocolos de estimulação.
    7. Retire o músculo do banho. Corte os nós do músculo e retire o excesso de solução do músculo. Pese o músculo. Determine a área de secção transversal fisiológica usando a fórmula padrão: massa muscular/(L0*1,06)19.
  3. Ajuste os parâmetros para a técnica de loop de trabalho "avatar" (consulte a seção Discussão).
    1. Determine o comprimento inicial e a excursão do comprimento combinando o aumento da tensão passiva ex vivo com o aumento da tensão passiva observado in vivo (Figura 2).
      NOTA: Este estudo usou o percentual L0 para dimensionar o comprimento inicial (mm) e a excursão (% L0; consulte a etapa 1.4 e a seção Discussão). Para combinar o aumento da tensão no EDL de camundongo ex vivo com o do MG de rato in vivo, os autores descobriram que o comprimento inicial em L0 produziu o melhor ajuste (Figura 2).
    2. Escolha três comprimentos iniciais (por exemplo, -5% L0, L 0 e +5% L0). Execute o loop de trabalho "avatar" em cada um desses comprimentos iniciais com uma excursão de comprimento especificada (por exemplo, 10% L0).
      NOTA: Nos presentes experimentos de "avatar" usando EDL de camundongo, foi usada uma excursão de comprimento de 10% L0.
    3. Repita com novos comprimentos iniciais e / ou excursão até que a taxa de aumento da tensão passiva ex vivo seja semelhante à taxa de aumento da tensão passiva in vivo (consulte Figura 2B).
    4. Dependendo dos tipos de fibras e da dinâmica de ativação dos músculos utilizados, aumente ou diminua a duração da estimulação para otimizar a correspondência entre a força ex vivo e in vivo. Assim, pode ser necessário alterar o início e / ou a duração da estimulação para melhor corresponder à produção de força in vivo durante os experimentos de "avatar".
    5. Para decidir se isso é necessário (consulte a seção Discussão), plote a força ao longo do tempo do "avatar" e do músculo in vivo (Figura 3) e calcule o coeficiente de determinação R2 elevando ao quadrado a correlação em escala entre a força muscular alvo e "avatar" (ver Resultados representativos).

figure-protocol-2
Figura 2: Aumento de tensão passiva correspondente. Loops de trabalho mostrando o aumento in vivo e ex vivo da tensão passiva (setas). Loop de trabalho em escala in vivo de MG de rato (preto) andando a 2,9 Hz (dados de Wakeling et al.15). Loops de trabalho em escala ex vivo de EDL de camundongo (verde) a 2,9 Hz. (A) O comprimento inicial do músculo EDL de camundongo é + 5% L0. (B) O comprimento inicial do músculo EDL do camundongo é L0. Observe que o aumento da tensão passiva ex vivo corresponde ao aumento da tensão in vivo em A, mas não em B. Linhas mais grossas indicam estimulação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-protocol-3
Figura 3: Otimizando a duração da estimulação do EDL de camundongo para corresponder à força in vivo do MG de rato (linha preta). A força gerada pelo EDL do camundongo usando a estimulação baseada em EMG (linha tracejada verde) diminui mais cedo do que a força in vivo, provavelmente devido à desativação mais rápida do EDL do camundongo em comparação com o MG do rato. Para otimizar o ajuste entre as forças in vivo e ex vivo, o EDL de camundongo foi estimulado por um período mais longo (linha verde sólida). Estimulação baseada em EMG R2 = 0,55, Estimulação otimizada R2 = 0,91. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O objetivo dos experimentos "avatar" é replicar a produção de força in vivo e a saída de trabalho o mais próximo possível durante os experimentos de loop de trabalho ex vivo. Este estudo optou por usar EDL de camundongo como um "avatar" para MG de rato porque EDL de camundongo e MG de rato são compostos principalmente de músculos de contração rápida < sup class = "xref" > 20, 21. Ambos os músculos são motores primários da articulação do tornozelo (dorsiflexor do...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Enquanto os organismos se movem perfeitamente pelas paisagens, as cargas e tensões subjacentes que os músculos experimentam variam drasticamente 1,6,23. Durante os experimentos de locomoção in vivo 1,24 e "avatar", os músculos são estimulados submaximamente sob condições cíclicas e não estáveis. As relações força-comprimento isométricas e força-velocidade isotôn...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos os autores reconhecem que não há conflito de interesses.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradecemos ao Dr. Nicolai Konow por fornecer os dados utilizados neste estudo. Financiado pela NSF IOS-2016049 e NSF DBI-2021832.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sutura de Seda Trançada Não Absorvível 4-0 Mersilk 734H
Cloreto de Cálcio Dihidratado (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  solução
Dextrose Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit  solução
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  solução
Ácido Hidlorídrico (HCl) Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  solução
LabView Data Collection Sulfato de Magnésio Lab-View
(MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  solução
Cloreto de potássio (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  solução
Fosfato de Potássio Monobásico (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  solução
S88 EstimuladorGramaM643H05Disponível para compra no Ebay
Série 300B Sistema de AlavancaAurora1200Ainclui banho de tecido de jaqueta de água
Bicarbonato de Sódio (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  solução
Cloreto de Sódio (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  solução
Hidróxido de Sódio (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  solução
Ratos Tipo SelvagemJackson LaboratórioB6C3Fe a/a Ttn mdm/J
de

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

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