Artigo de método

Dissecção e classificação do desenvolvimento ovariano em fêmeas selvagens

DOI:

10.3791/65644

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14 de julho de 2023

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1Institute of Plant Protection, Shandong Academy of Agricultural Sciences

Neste artigo

Resumo

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O protocolo demonstra um método de dissecação simples e fácil, adequado para fêmeas de insetos migratórios selvagens capturadas com armadilhas de holofotes. Esta técnica pode esclarecer significativamente a mesma espécie comparando ambos os tecidos reprodutivos, ou seja, o saco de acasalamento e o desenvolvimento ovariano de fêmeas de insetos selvagens.

Resumo

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As pragas de insetos migratórios representam sérios desafios para a produção e segurança alimentar em todo o mundo. As pragas migratórias podem ser monitoradas e capturadas por meio de armadilhas para holofotes. Uma das técnicas mais importantes para a previsão de pragas migratórias é a identificação das espécies migratórias. No entanto, na maioria dos casos, é difícil obter a informação apenas pela aparência. Portanto, o uso do conhecimento adquirido pela análise sistemática do sistema reprodutor feminino pode ajudar a entender a morfologia anatômica combinada do saco reprodutivo ovariano e a graduação do desenvolvimento ovariano de insetos migratórios selvagens capturados com armadilhas de holofotes. Para demonstrar a aplicabilidade deste método, o estado de desenvolvimento ovariano e os estágios de desenvolvimento dos grãos de ovo foram avaliados diretamente em Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura e Spodoptera exigua para a anatomia ovariana, e os sacos reprodutivos ovarianos foram estudados em Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae e Spodoptera exigua, para explorar suas relações. Este trabalho mostra o método de dissecção específico para prever insetos migratórios selvagens, comparando o sistema reprodutivo único de diferentes insetos migratórios. Em seguida, ambos os tecidos, ou seja, o ovário e os sacos de acasalamento, foram investigados mais detalhadamente. Este método ajuda a prever a dinâmica e o desenvolvimento estrutural dos sistemas reprodutivos em fêmeas de insetos migratórios selvagens.

Introdução

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A migração de insetos desempenha um papel vital na dinâmica populacional da distribuição global de insetos para insetos como Helicoverpa armigera - a lagarta-do-algodoeiro, Mythimna separada - lagarta-do-cartucho oriental, Spodoptera litura - lagarta-do-taro, Spodoptera exigua - lagarta-do-cartucho da beterraba, que têm sido relatados como pragas graves na China 1,2,3,4 . As longas distâncias percorridas, os movimentos sazonais, a alta fecundidade das pragas migratórias e os fatores ecológicos têm trazido grandes dificuldades na previsão, previsão e controle dessas pragas5. O monitoramento da migração de pragas é necessário para revelar a adaptabilidade e as mudanças comportamentais que facilitam as pragas migratórias de acordo com as mudanças ou ciclos climáticos6. Para sustentar seu crescimento, reprodução e sobrevivência, os insetos adquiriram adaptabilidade sequencial durante a evolução; Essa série de vida adaptativa tem gerado muitas mudanças no sistema reprodutivo, como a estratégia migratória que leva ao controle do desenvolvimento ovariano no longo processo migratório.

O desenvolvimento ovariano é comum em pragas migratórias, o que afeta o crescimento de sua população7. Portanto, o desenvolvimento ovariano tem sido um tópico quente de pesquisa de pragas migratórias por um longo tempo. Uma série de estudos levou a vários indicadores de desenvolvimento ovariano e estratégias de classificação. Até o momento, vários métodos têm sido utilizados para analisar o desenvolvimento ovariano, por exemplo, Loxostege sticticalis - a traça do prado - desenvolvimento do ovário que inclui o estágio inicial de penas, o período inicial de desova, o período de desova e o final da oviposição8. Alguns pesquisadores dividem os níveis ovarianos com base no desenvolvimento da cor da gema em pragas migratórias de lepidópteros, como S. exigua - lagarta-do-cartucho da beterraba, Pseudaletia unipuncta - lagarta-do-cartucho verdadeira, e Cnaphalocrocis medinalis- pasta-folha do arroz, etc.9,10,11,12. Em estudos anteriores, os níveis de desenvolvimento ovariano para pragas, como a lagarta-do-algodoeiro e o rolo-do-arroz, foram divididos em cinco estágios: estádio de deposição da gema, estádio de maturação do grão do ovo, espera madura para o nascimento, período de pico da ovogênese e fase final da desova13,14. O desenvolvimento ovariano da broca-do-milho europeu foi dividido em seis estágios de desenvolvimento: estádio de deposição da gema, maturação dos ovos, disposição pré-ovos, fase de pico de desova e estágio final de desova15.

Além disso, insetos do mesmo gênero apresentam diferentes estágios de desenvolvimento, como os níveis de desenvolvimento ovariano de Spodoptera frugiperda - lagarta-do-cartucho - que cai em quatro níveis: estágio de deposição de gema, espera madura para o parto, pico de positividade da ovipositividade e estágio final de desova16. Por outro lado, o desenvolvimento ovariano em Spodoptera exigua - a mariposa da beterraba - apresenta cinco níveis: transparente, vitelogênese, maturação dos ovos, liberação de ovos e níveis de oviposição tardia17.

Estudos anteriores só podem classificar o desenvolvimento de níveis de desenvolvimento ovariano único a múltiplo usando a maturidade de cor da gema, oviposição e desenvolvimento do ovo, mas a classificação não pode ser feita com base na anatomia do sistema reprodutivo. O desenvolvimento de um ovário baseado na anatomia da morfogênese é uma área menos estudada. Aqui, o método de dissecção foi projetado para prever fêmeas migratórias na população usando dois tipos de tecido ovariano, para elaborar sua dinâmica reprodutiva com base na morfogênese anatômica do estágio de desenvolvimento ovariano e saco de acasalamento, fornecendo evidências diretas para distinguir fêmeas migratórias selvagens.

Alguns estudos constataram que espécies de insetos Noctuidae migratórios eram frequentemente capturadas por holofotes18. O ovário da maioria das espécies de insetos Noctuidae migratórios está nos estágios iniciais de desenvolvimento durante o estágio inicial da migração e o nível ovariano aumenta com o progresso migratório. Neste estudo, descreve-se o método de dissecção para graus de desenvolvimento ovariano, para estudar os dois tecidos reprodutivos de diferentes populações femininas-praga, capturadas por luz de busca. Este método não só avança a pesquisa para entender a dinâmica migratória, mas também facilidades na classificação de insetos, estudo de fisiologia de insetos, previsão de pragas e previsão de espécies de pragas femininas.

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Protocolo

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NOTA: Preste atenção às medidas de segurança antes de capturar insetos migratórios selvagens, sugere-se o uso de equipamentos de segurança (luvas, camisas de manga comprida e óculos). Além disso, desligue a armadilha quando não estiver em uso para evitar outros riscos de segurança e superaquecimento da luz. É importante seguir os protocolos de segurança antes da dissecção, como o uso de luvas, óculos e jaleco para evitar a exposição a fluidos corporais e produtos químicos.

1. Captura de insetos migrantes

  1. Comece este protocolo prendendo insetos usando a lâmpada do holofote. Neste protocolo, a fonte de inseto de teste é o distrito de Jiyang, cidade de Jinan, província de Shandong, China (36,977088° N, 116,982747° E).
  2. Use o corpo principal da lâmpada do holofote, que é feito de aço não enferrujado, a caixa, que é um corpo retangular, e o farol halógeno tipo GT75, com potência de 1000 W. Coloque o farol no meio como fonte de luz.
  3. Coloque um canal coletor de insetos em forma de funil dentro e no fundo da luz, coloque uma caixa para coleta de insetos com um diâmetro de 5 cm, seguida por um saco de rede de coleta de insetos de 60 ordens (0,5 m x 0,5 m), que é usado para coletar insetos presos pela luz. A projeção conhecida da luz está a cerca de 500 m acima do solo.
  4. Este protocolo enfatiza a dinâmica migratória de fêmeas selvagens e o desenvolvimento dos ovários; portanto, colete diferentes espécies de insetos (aqui a coleta foi feita de abril a agosto, durante 2021 a 2022). Evite coletar insetos de tamanho pequeno e feridos, selecione pragas grandes de tamanho semelhante para este experimento.

2. Preparação de insetos

  1. Transfira todos os insetos coletados do saco de rede (0,5 m) para a gaiola de rede (30 cm x 30 cm) e, em seguida, forneça uma placa de Petri contendo solução esterilizada de água de mel a 10% (a alimentação é opcional). Colocar a gaiola a 27 ± 2 °C, 65% ± 12% de humidade relativa, e manter no escuro durante 8-12 h.
  2. Selecione fêmeas selvagens que voaram dentro da gaiola no mesmo dia, transfira-as cuidadosamente para os tubos de frascos individuais e feche cada tubo com uma tampa de algodão. Evite o manuseio direto, que pode danificar ou ferir a praga devido à pressão excessiva.
    NOTA: Todas as fêmeas selvagens foram capturadas no período noturno e a dissecção foi realizada durante o dia. Assim, cada experimento foi realizado dentro de um dia.

3. Preparação para o método de paralisação de insetos (Figura 1)

  1. Coloque a praga fêmea selecionada individualmente em um tubo de frasco de mosca no meio e anestesiar a fêmea usando gás CO2 segurando a agulha da zarabatana para causar paralisia leve. Para confirmar se a praga está paralisada ou não, cutuque suavemente ou toque na praga usando uma escova macia. Nenhuma resposta a estímulos leves e imobilidade indica uma paralisia bem-sucedida.
    NOTA: A baixa temperatura (-20 °C) também pode ser usada como uma técnica alternativa para paralisar insetos.

4. Dissecção de insetos

  1. Colocar fêmea recém-paralisada na placa de Petri dissecante contendo etanol absoluto (10 mL). Para evitar a influência de pelos de escamas e pó de asas durante a dissecção, infiltre o inseto vivo ou paralisado com álcool absoluto e enxágue em água limpa.
  2. Separe as asas dorsais da junção do corpo do tórax e abdômen, utilizando dois pares de pinças.
  3. Transfira o abdome para uma nova placa de Petri descartável, contendo uma quantidade adequada de água (2-5 mm de profundidade), e descasque suavemente o exoesqueleto abdominal ao longo da linha ventral dorsal da boca pontiaguda até a cauda, usando pinça dissecante. Repita os mesmos passos do outro lado e, em seguida, coloque-o em água limpa para dispersar os tecidos intactos.
  4. Descasque cuidadosamente os tecidos gordurosos da epiderme usando pinças e puxe e solte suavemente os ovários.
  5. Use pinças dissecantes para remover suavemente partículas de gordura e outros órgãos ao redor dos ovários. Geralmente, os ovários da praga são principalmente dobrados para dentro em ambos os lados do abdômen, tente operar em um ambiente líquido enquanto desdobra os ovários, e lentamente descascar o saco de acasalamento do meio, e escolher as partículas de gordura ligadas às trompas ovarianas.
  6. Segure suavemente o ovário e o saco de acasalamento da extremidade posterior vertical e desdobre-o cuidadosamente para baixo. Para evitar danos durante o desdobramento, transfira o ovário para uma placa de Petri nova ou limpa contendo água. Segure a ponta do ovário e desdobre o ovário para dentro; Execute cuidadosamente esta etapa para evitar danos aos ovaríolos.

5. Análise de dados de anatomia dos tecidos ovarianos

  1. Nesta etapa avaliar o desenvolvimento dos ovos para cada inseto, seguindo a cor e o tamanho dos ovos, para julgar sua maturidade. Em seguida, julgue o grau ovariano de acordo com o desenvolvimento do óvulo.
    NOTA: A divisão dos vários níveis de desenvolvimento ovariano é dividida principalmente, seja antes da postura ou do desenvolvimento dos ovos com o nível de precipitação da gema. O desenvolvimento dos grãos de ovos dos insetos é dividido em estágios para maior clareza, tais como, estágio de ocorrência da gema, estágio de maturidade da gema e estágio de morte da gema. A maturidade do grão de ovo depende da plenitude, cor e tamanho do ovo para julgar sua maturação.
  2. Após a dissecção, certifique-se de separar os tecidos dos sacos de acasalamento fêmeas dos ovários intactos e observe a morfologia para distinguir a espécie, pois a anatomia da maioria dos sacos de acasalamento varia de espécie para espécie. Portanto, use sacos de acasalamento para distinguir entre as espécies.
  3. Nesta etapa, avalie a anatomia ovariana e analise a graduação do desenvolvimento ovariano. Divida os tecidos ovarianos em cinco graus (grau 1 a grau 5).
    1. Procure as seguintes alterações e estrutura para organizar o tecido: primeiro grau (1) é um estágio inicial de desenvolvimento (transparente leitoso), abdômen cheio, macio, corpo gorduroso fofo, cor clara, difícil de descascar. O segundo grau (2) é o estágio de deposição da gema e gradua os ovários separadamente, se necessário, após a observação do canal ovariano mais longo e espesso. O terceiro grau (3) tem menos corpos gordurosos e apenas alguns grânulos aderidos ao ovário. O quarto grau (4) parece menos elástico e fácil de quebrar, e alguns óvulos podem estar presentes no meio da tuba uterina. A quinta série (5) é de fácil identificação, com corpos menos ou nenhum corpo gorduroso, ovários atróficos e frágeis.
  4. Capture imagens usando uma câmera digital conforme a necessidade experimental.

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Resultados

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Desenvolvimento dos ovos
O protocolo acima foi aplicado para analisar o desenvolvimento dos óvulos no ovário. Para este propósito, em primeiro lugar, os ovos foram classificados geralmente em quatro estágios para distinguir o estágio inicial e maduro do desenvolvimento dos ovos entre todas as espécies, por exemplo, lagarta-do-cartucho, lagarta-do-cartucho e mariposa-da-beterraba. Aqui, o estágio inicial de penas (estágio branco leitoso transparente) foi observado. A Figura 2A

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Discussão

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Métodos de análise ovariana são rotineiramente utilizados na proteção de plantas, para elucidar o movimento de voo e população de insetos para previsão 19,20,21 e para elaborar as variações fisiológicas em insetos. Tem-se notado que a migração única e a rápida capacidade de dispersão de pragas agrícolas comuns, como a lagarta-do-cartucho, a lagarta-do-cartucho, a lagarta-do-taro e a traça-da-beterraba, dificultam a previsão de o...

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Divulgações

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Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

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Este estudo foi apoiado pelo grande projeto de inovação científica e tecnológica (2020CXGC010802).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Câmera digitalCanon (China) co., LTDEOS 800D
Conta-gotasQingdao jindian biochemical equipment co., LTD
Etanol absoluto (99,7%)Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD
Forceps  Vetus Tools co., LTDST-14
GT75 tipo farol de halogênio (1000 W)Shanghai Yadeng Industry co., LTD
Helicoverpa armigera, Mythimna separado, Spodoptera litura, Spodoptera exiguaJiyang distrito, cidade de Jinan, província de Shandong, China
Cilindro de medição, copo, frascoQingdao jindian biochemical equipment co., LTD
Saco de rede Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD0,5 m 
Gaiolas de rede Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD30 cm x 30 cm
placas de PetriQingdao jindian biochemical equipment co., LTD  60 mm de diâmetro

Referências

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  1. Wu, K. Monitoring and management strategy for Helicoverpa armigera resistance to Bt cotton in China. Journal of Invertebrate Pathology. 95 (3), 220-223 (2007).
  2. Jiang, X., Luo, L., Zhang, L., Sappington, T. W., Hu, Y. Regulation of Migration in Mythimna separata (Walker) in China: A Review Integrating Environmental, Physiological, Hormonal, Genetic, and Molecular Factors. Environmental Entomology. 40 (3), 516-533 (2011).
  3. Su, J., Lai, T., Li, J. Susceptibility of field populations of Spodoptera litura (Fabricius) (Lepidoptera: Noctuidae) in China to chlorantraniliprole and the activities of detoxification enzymes. Crop Protection. 42, 217-222 (2012).
  4. Che, W., Shi, T. Insecticide Resistance Status of Field Populations of Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae) From China. Journal of Economic Entomology. 106 (4), 1855-1862 (2013).
  5. Jiang, X., Luo, L. Regulation of Migration in Mythimna separata (Walker) in China: A Review Integrating Environmental, Physiological, Hormonal, Genetic, and Molecular Factors. Environmental Entomology. 40 (3), 516-533 (2011).
  6. Kiss, M., Nowinszky, L., Puskás, J. Examination of female proportion of light trapped turnip moth (Scotia segetum Schiff.). Acta Phytopathologica Et Entomologica Hungarica. 37, 251-256 (2002).
  7. Jiang, X. F., Luo, L. Z., Sappington, T. W. Relationship of flight and reproduction in beet armyworm, Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae), a migrant lacking the oogenesis-flight syndrome. Journal of insect physiology. 56 (11), 1631-1637 (2010).
  8. Sun, Y., Chen, R., Wang, S., Bao, X. Morphological observation on the development of female reproductive system in meadow moth Loxostege sticticalis L. Acta Entomologica Sinica. 34, 248-249 (1991).
  9. Fu, X., Feng, H., Liu, Z., Wu, K. Trans-regional migration of the beet armyworm, Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae), in North-East Asia. PLoS One. 12 (8), e0183582(2017).
  10. Cusson, M., McNeil, J. N., Tobe, S. S. In vitro biosynthesis of juvenile hormone by corpora allata of Pseudaletia unipuncta virgin females as a function of age, environmental conditions, calling behaviour and ovarian development. Journal of Insect Physiology. 36 (2), 139-146 (1990).
  11. Fu, X. W., et al. Seasonal migration of Cnaphalocrocis medinalis (Lepidoptera: Crambidae) over the Bohai Sea in northern China. Bulletin of entomological research. 104 (5), 601-609 (2014).
  12. Telfer, W. H. Egg formation in Lepidoptera. Journal of Insect Science. 9, 1-21 (2009).
  13. Wu, K., Guo, Y., Wu, Y. Ovarian development of adult females of cotton bollworm and its relation to migratory behavior around Bohai bay of China. Acta Ecologica Sinica. 22 (7), 1075-1078 (2002).
  14. Wada, T., Ogawa, Y., Nakasuga, T. Geographical difference in mated status and autumn migration in the rice leaf roller moth, Cnaphalocrocis medinalis. Entomologia Experimentalis et Applicata. 46 (2), 141-148 (1988).
  15. Xingquan, K., Calvin, D. D. Female European corn borer (Lepidoptera: Crambidae) ovarian developmental stages: Their association with oviposition and use in a classification system. Journal of economic entomology. 97 (3), 828-835 (2004).
  16. Ge, S., et al. Potential trade-offs between reproduction and migratory flight in Spodoptera frugiperda. Journal of insect physiology. 132, 104248(2021).
  17. Han, L. Z., Gu, H. N. Reproduction-Flight Relationship in the Beet Armyworm, Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae). Environmental Entomology. 37 (2), 374-381 (2008).
  18. Zhou, Y., et al. Long-term insect censuses capture progressive loss of ecosystem functioning in East Asia. Science Advances. 9 (5), eade9341(2023).
  19. Hu, G., Lim, K. S., Horvitz, N. Mass seasonal bioflows of high-flying insect migrants. Science. 354 (6319), 1584-1587 (2016).
  20. Hu, G., et al. Environmental drivers of annual population fluctuations in a trans-Saharan insect migrant. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (26), e2102762118(2021).
  21. Fu, X., Liu, Y., Li, C. Seasonal migration of Apolygus lucorum (Hemiptera: Miridae) over the Bohai Sea in northern China. Journal of Economic Entomology. 107 (4), 1399-1410 (2014).
  22. Fu, X., Liu, Y., Li, Y., Ali, A., Wu, K. Does Athetis lepigone Moth (Lepidoptera: Noctuidae) Take a Long-Distance Migration. Journal of Economic Entomology. 107 (3), 995-1002 (2014).
  23. Huang, J., et al. The Effect of Larval Diet on the Flight Capability of the Adult Moth (Athetis lepigone) (Möschler) (Lepidoptera: Noctuidae). Florida Entomologist. 105 (4), 287-294 (2023).
  24. Sun, X., Hu, C., Jia, H. Case study on the first immigration of fall armyworm, Spodoptera frugiperda invading into China. Journal of Integrative Agriculture. 20 (3), 664-672 (2021).
  25. Feng, H. Q., Wu, K. M., Cheng, D. F., Guo, Y. Y. Northward migration of Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) and other moths in early summer observed with radar in northern China. Journal of Economic Entomology. 97 (6), 1874-1883 (2004).
  26. Ge, S. S., et al. Flight activity promotes reproductive processes in the fall armyworm, Spodoptera frugiperda. Journal of Integrative Agriculture. 20 (3), 727-735 (2021).
  27. Guerra, P. A., Pollack, G. S. Flight behaviour attenuates the trade-off between flight capability and reproduction in a wing polymorphic cricket. Biology Letters. 5 (2), 229-231 (2009).
  28. He, W., Zhao, X., Ge, S., Wu, K. Food attractants for field population monitoring of Spodoptera exigua (Hübner). Crop Protection. 145, 105616(2021).
  29. He, L. M., et al. Adult nutrition affects reproduction and flight performance of the invasive fall armyworm, Spodoptera frugiperda in China. Journal of Integrative Agriculture. 20 (3), 715-726 (2021).
  30. Kongming, W., Yuyuan, G., Yan, W. Ovarian development of adult females of cotton bollworm and its relation to migratory behavior around Bohai Bay of China. Acta Ecologica Sinica. 22 (7), 1075-1078 (2002).
  31. Feng, H., Wu, X. Seasonal Migration of Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) Over the Bohai Sea. Journal of Economic Entomology. 102 (1), 95-104 (2009).
  32. Miao, J., Guo, P., Li, H. Low Barometric Pressure Enhances Tethered-Flight Performance and Reproductive of the Oriental Armyworm, Mythimna separata (Lepidoptera: Noctuidae). Journal of Economic Entomology. 114 (2), 620-626 (2021).
  33. Fu, X., Zhao, X. Seasonal Pattern of Spodoptera litura (Lepidoptera: Noctuidae) Migration Across the Bohai Strait in Northern China. Journal of Economic Entomology. 108 (2), 525-538 (2015).
  34. Rhainds, M., Kettela, E. G. Oviposition threshold for flight in an inter-reproductive migrant moth. Journal of Insect Behavior. 26 (6), 850-859 (2013).
  35. Showers, W. B. Migratory ecology of the black cutworm. Annual review of entomology. 42, 393-425 (1997).
  36. Zhang, Z., et al. Morphological differences of the reproductive system could be used to predict the optimum Grapholita molesta (Busck) control period. Scientific Reports. 7 (1), 8198(2017).
  37. Zheng, D. B., Hu, G., Yang, Ovarian development status and population characteristics of Sogatella furcifera (Horváth) and Nilaparvata lugens (Stål): implications for pest forecasting. Journal of Applied Entomology. 138 (1-2), 67-77 (2014).
  38. Wan, G. J., Jiang, S. L. Geomagnetic field absence reduces adult body weight of a migratory insect by disrupting feeding behavior and appetite regulation. Insect Science. 28 (1), 251-260 (2021).
  39. Laštůvka, Z. Climate change and its possible influence on the occurrence and importance of insect pests. Plant protection science. 45, S53-S62 (2009).
  40. Xu, R. B., Ge, S. S. Physiological and Environmental Influences on Wingbeat Frequency of Oriental Armyworm, Mythimna separata (Lepidoptera: Noctuidae). Environmental Entomology. 52 (1), 1-8 (2022).
  41. Jiang, X., Cai, B. Influences of temperature and humidity synthesize on flight capacity in the moth s of Oriental armyworm, Mythimna separata(Walker). Acta Ecologica Sinica. 23 (4), 738-743 (2003).
  42. Zhang, L., Luo, L., Jiang, X. Starvation influences allatotropin gene expression and juvenile hormone titer in the female adult oriental armyworm, Mythimna separata. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 68 (2), 63-70 (2008).

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