Artigo de método

Eletromiografia de fibra única estimulada (SFEMG) para avaliação da transmissão da junção neuromuscular em modelos de roedores

2.4K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/66452

⸱

8 de março de 2024

 ,  , 
1NextGen Precision Health, University of Missouri, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Missouri, 3Department of Neurology, University of Missouri, 4Department of Medical Pharmacology and Physiology, University of Missouri

Neste artigo

Resumo

Neste estudo, demonstramos um protocolo refinado de eletromiografia de fibra única (SFEMG) para permitir a medição in vivo da transmissão da junção neuromuscular (NMJ) em modelos de roedores. Uma abordagem passo a passo da técnica SFEMG é descrita para permitir a quantificação da variabilidade e falha da transmissão da JNM no músculo gastrocnêmio de ratos.

Resumo

Como a conexão final entre o sistema nervoso e o músculo, a transmissão na junção neuromuscular (JNM) é crucial para a função motora normal. A eletromiografia de fibra única (SFEMG) é uma técnica clinicamente relevante e sensível que mede as respostas do potencial de ação de uma única fibra muscular durante contrações voluntárias ou estímulos nervosos para avaliar a transmissão da JNM. A avaliação e quantificação da transmissão da JNM, envolve dois parâmetros: jitter e bloqueio. Jitter refere-se à variabilidade no tempo (latência) entre potenciais de ação consecutivos de fibra única (SFAPs). Bloqueio significa a falha da transmissão NMJ em iniciar uma resposta SFAP. Embora o SFEMG seja um teste bem estabelecido e sensível em ambientes clínicos, sua aplicação em pesquisas pré-clínicas tem sido relativamente rara. Este relatório descreve as etapas e critérios empregados na realização de SFEMG estimulado para quantificar o jitter e o bloqueio em modelos de roedores. Essa técnica pode ser usada em estudos pré-clínicos e clínicos para obter informações sobre a função da JNM no contexto da saúde, envelhecimento e doença.

Introdução

A eletromiografia de fibra única (SFEMG) foi inicialmente desenvolvida por Stålberg e Ekstedt na década de 1960 para identificar e analisar potenciais de ação de fibras musculares individuais, principalmente para estudar a fadiga muscular1. A SFEMG é a técnica clínica mais sensível para a avaliação da transmissão da junção neuromuscular (JNM)2. O SFEMG é conduzido pelo registro seletivo de potenciais de ação de fibra única (SFAPs)3. A transmissão da JNM pode ser comprometida devido a fatores como o envelhecimento4,5 e vários distúrbios neuromusculares, como miastenia gravis e esclerose lateral amiotrófica6. Além disso, condições como isquemia, flutuações de temperatura e uso de agentes bloqueadores neuromusculares podem resultar em deficiências na transmissão da JNM, manifestadas pelo aumento da variabilidade da transmissão da JNM2.

Existem duas abordagens para registrar o SFEMG: SFEMG estimulado e voluntário. O SFEMG voluntário envolve o registro de SFAPs de duas JNMs fornecidas pelo mesmo axônio motor usando um eletrodo de agulha concêntrico inserido no músculo que está sendo testado durante a ativação voluntária7. Assim, o SFEMG voluntário requer cooperação do sujeito e só pode avaliar unidades motoras de baixo limiar (aquelas ativadas durante contrações fracas)3. O SFEMG estimulado usa um par de eletrodos estimulantes para estimular os axônios motores durante o registro de SFAPs com um eletrodo de agulha SFEMG inserido no músculo que está sendo testado7.

Tanto no SFEMG voluntário quanto no estimulado, o jitter e o bloqueio são os dois parâmetros usados para avaliar e quantificar a transmissão daJNM8. O jitter descreve a variabilidade no tempo (latência) entre SFAPs consecutivos. Durante o SFEMG voluntário, o jitter é quantificado avaliando as diferenças de latência entre um par de SFAPs (fornecidos pelo mesmo axônio motor) durante 50 a 100 descargas consecutivas. Durante o SFEMG estimulado, o jitter é quantificado avaliando as diferenças de latência entre o tempo de estimulação e o início do SFAP durante 50 a 100 descargas consecutivas. O bloqueio indica falha da transmissão da JNM em desencadear uma resposta de SFAP e pode ser quantificado como a presença ou ausência de cada par de SFAPs durante o SFEMG voluntário ou para cada NMJ durante o SFEMG estimulado 2,7.

Embora seja um teste estabelecido e sensível no ambiente clínico, o SFEMG tem sido aplicado com pouca frequência em pesquisas pré-clínicas 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 . Neste relatório, descrevemos a abordagem para realizar e analisar registros de SFEMG em modelos pré-clínicos de roedores. Além disso, apresentamos dados representativos que destacam achados representativos sobre SFEMG que indicam comprometimento da transmissão da JNM após a administração de um agente bloqueador neuromuscular não despolarizante, o rocurônio.

Protocolo

Todos os protocolos foram aprovados e realizados de acordo com os regulamentos estabelecidos pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Missouri.

1. Preparação animal e administração anestésica

  1. Coloque equipamento de proteção individual adequado.
  2. Antes do procedimento, meça o peso do rato para determinar a dose apropriada para medicamentos baseados no peso e configurações do ventilador.
  3. Induza a anestesia com isoflurano inalatório a 3% a 5%. Uma vez estabelecido um nível adequado de anestesia, posicione o rato em decúbito ventral e mantenha a anestesia com isoflurano inalatório a 1%-3%.
  4. Verifique a adequação da profundidade da anestesia pressionando suavemente o coxim do membro posterior com uma pinça para observar a ausência de resposta de retirada.
  5. Mantenha a temperatura corporal a 37 °C.
  6. Aplique pomada à base de petróleo aprovada pelo veterinário nos olhos para evitar o ressecamento. Monitore a profundidade da anestesia observando a frequência respiratória e avaliando as respostas de retirada ao aplicar pressão na almofada do pé usando uma pinça.
  7. Raspe o membro posterior para ser avaliado usando uma tesoura. Após a depilação adequada, com fita adesiva, posicione o membro a ser estudado com o tornozelo fixado em aproximadamente 90° de dorsiflexão, o joelho em extensão e o quadril em abdução.
  8. Monitore continuamente a respiração e a frequência cardíaca do rato durante todo o experimento.
    NOTA: Um aumento na frequência cardíaca é comumente usado como um indicador de profundidade anestésica inadequada.
  9. Administre isoflurano para eutanasiar o rato, com uma dose de 5% ou mais, até que a respiração tenha cessado por pelo menos 3 min. Confirme a eutanásia por decapitação.

2. Colocação e configuração do eletrodo

NOTA: A transmissão do nervo ciático e do músculo gastrocnêmio pela JNM é avaliada usando o sistema de eletromiografia (EMG). Consulte a Tabela de Materiais.

  1. Insira um par de agulhas monopolares isoladas de 28 G para estimular o nervo ciático com o cátodo na região do membro posterior proximal, enquanto o ânodo está mais proximal dentro do tecido subcutâneo que se sobrepõe ao sacro.
  2. Certifique-se de que os eletrodos estimulantes não sejam colocados imediatamente próximos ao nervo ciático ou excessivamente profundos para evitar danos diretos ao nervo ciático ou outras estruturas adjacentes.
  3. Coloque um eletrodo de aterramento descartável no membro posterior ou cauda contralateral.
  4. Coloque cuidadosamente um eletrodo de agulha de calibre 27 e 25 mm projetado especificamente para EMG de fibra única, com uma superfície de gravação feita de material de platina-irídio no músculo gastrocnêmio direito. Certifique-se de que os eletrodos SFEMG sejam autoclavados antes de cada uso para manter a esterilidade.
  5. Insira o eletrodo de agulha SFEMG em paralelo com as fibras musculares do gastrocnêmio para capturar potenciais de ação de fibra única (SFAPs).
  6. Evite danos musculares ao inserir e manobrar a agulha SFEMG dentro do músculo.

3. Procedimento de eletromiografia de fibra única estimulada (SFEMG)

  1. Aplique estimulação de corrente constante no nervo ciático direito na frequência de 10 Hz usando uma faixa de intensidade de 0,3-10 mA e uma duração de pulso de 0,1 ms.
  2. Defina as configurações do filtro em um filtro de baixa frequência de 1 kHz e filtro de alta frequência de 10 kHz. Ajuste o ganho de 200 μV a 1000 μV por divisão para facilitar a visualização de potenciais. Defina a velocidade de varredura em 500 μs por divisão.
  3. Ajuste a intensidade do estímulo para acionar e isolar SFAPs para registro e análise subsequente.
    1. Para identificar e analisar uma resposta como um SFAP, certifique-se de que os critérios específicos mencionados abaixo sejam atendidos: Certifique-se de que o tempo de subida do pico da linha de base para a fase negativa seja inferior a 500 μs, a amplitude mínima (pico da linha de base para negativo) seja de pelo menos 200 μV e a resposta exiba consistentemente um comportamento de tudo ou nada (tamanho e forma estáveis entre as respostas).
      NOTA: É essencial que as respostas recorrentes exibam fases ascendentes consistentes, sem entalhes ou pontos de inflexão. Observe que o último critério é crucial para distinguir um sinal de qualidade da soma de vários sinais.
  4. Calcule o jitter, ou variabilidade da latência do SFAP (tempo entre a estimulação e a fase ascendente do pico negativo do SFAP) entre descargas consecutivas, após pelo menos 50 estímulos (50-100 estímulos), e avalie e quantifique o bloqueio.
    NOTA: O bloqueio pode ser avaliado como a presença ou ausência em cada sinapse ou como a porcentagem de estímulos que não conseguem desencadear a geração de potencial de ação de uma única fibra. O jitter é calculado usando a seguinte equação7 (o jitter é normalmente calculado automaticamente por sistemas de eletromiografia clínica):
    Diagrama de fórmula de jitter MCD; método para calcular o jitter em microssegundos usando intervalos entre pulsos.
    MCD = Valor médio da diferença consecutiva
    IPI = Intervalo Interpotencial
  5. Repita o processo para respostas SFAP adicionais. Em média, avalie 10 sinapses de cada animal para calcular o jitter e, posteriormente, determine os valores médios por animal.
  6. Excluir SFAPs com jitter inferior a 4 μs das análises para evitar a inclusão de potenciais que possam ter sido evocados por estimulação muscular direta11.
  7. Ao registrar potenciais que exibem bloqueio intermitente, aumente a intensidade do estímulo para verificar se a falha do SFAP não é atribuível à estimulação submáxima.

Resultados

Para demonstrar aumento do jitter e bloqueio no contexto de falha de transmissão da JNM, o SFEMG estimulado foi realizado com e sem administração intravenosa de rocurônio. O rocurônio é um agente bloqueador neuromuscular de ação intermediária e não despolarizante amplamente utilizado em ambientes clínicos para induzir paralisia muscular durante cirurgias ou procedimentos médicos. Ele opera ligando-se competitivamente aos receptores nicotínicos de acetilcolina na NMJ19. Antes da administração de rocurônio, o rato adulto do tipo selvagem (Sprague Dawley) foi preparado e anestesiado conforme descrito na seção 1. Devido à paralisia induzida pelo rocurônio, o suporte ventilatório invasivo foi usado para obter dados representativos (contrastando com a abordagem típica para anestesia durante os registros do SFEMG descritos acima na seção 1). Um tubo endotraqueal foi colocado e a ventilação foi mantida a 60 respirações/min usando um modo controlado por pressão com pressão de 17 mmHg e pressão expiratória final positiva de 3 cm H2O enquanto fornecia 2%-3% de isoflurano. Uma vez que o suporte ventilatório e a anestesia foram alcançados, os potenciais de ação de fibra única foram registrados com e sem tratamento com rocurônio (bolus de 0,05 mg / kg de brometo de rocurônio intravenoso). A Figura 1 demonstra três registros representativos de potencial de ação de fibra única do mesmo NMJ em um rato adulto. A Figura 1A demonstra a morfologia típica de um potencial de ação de fibra única (após uma única estimulação) com um tempo de subida inferior a 500 μs da linha de base para o pico negativo e uma amplitude mínima (pico a pico) de pelo menos 200 μV. A Figura 1B demonstra características de aumento do jitter e bloqueio intermitente após a injeção de rocurônio. A Figura 1C demonstra a normalização do jitter e do bloqueio da mesma sinapse após a resolução do bloqueio NMJ. Para simplificar a visualização, a Figura 1B,C mostra apenas as respostas após 9 estímulos consecutivos. Além disso, para melhor compreensão, a Figura 2 mostra um exemplo adicional de três potenciais de ação de fibra única sobrepostos observados após 10 estímulos consecutivos, revelando jitter e bloqueio elevados.

Para quantificar o impacto do rocurônio na transmissão da JNM usando SFEMG estimulado, foram feitos registros de 5 JNMs sem qualquer tratamento e de 5 JNMs após a administração do rocurônio e foram analisados quanto a jitter e bloqueio (Figura 3). Após o rocurônio, o jitter (Figura 3A) e o bloqueio (Figura 3B) aumentaram significativamente.

Gráficos de potencial de ação de fibra única mostrando tendências de latência e amplitude; Resultados da análise de jitter.
Figura 1: Três registros representativos de eletromiografia de fibra única da mesma junção neuromuscular (NMJ). (A) Exemplo de um potencial de ação de fibra única após uma estimulação nervosa única mostrando critérios de amplitude (amplitude de pico negativo a basal de pelo menos 200 μV) e tempo de subida (linha de base a pico negativo inferior a 500 μs) critérios para aceitação como potencial de fibra única. (B) Exemplo de potenciais de ação de fibra única sobrepostos após 9 estímulos consecutivos mostrando aumento do jitter e bloqueio, indicando transmissão prejudicada de NMJ após administração de rocurônio (jitter: 68,35 μs). (C) Exemplo de potenciais de ação de fibra única sobrepostos após 9 estímulos consecutivos mostrando jitter reduzido e sem bloqueio, indicando normalização da transmissão da JNM após a resolução do tratamento com rocurônio (jitter: 21,7 μs). Traços representativos de SFEMG revelam potenciais de ação de fibra muscular única registrados em uma sinapse saudável sem bloqueio e jitter normal em visão sobreposta. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Gráfico de amplitude do potencial de ação de fibra única; latência vs amplitude; evento de estimulação bloqueado.
Figura 2: Três potenciais de ação de fibra única (SFAPs) sobrepostos registrados após estímulos consecutivos durante a administração de rocurônio. Três potenciais de ação de fibra única (SFAPs) sobrepostos foram registrados após 10 estímulos consecutivos durante a administração de rocurônio, indicando aumento do jitter e bloqueio. Os valores de jitter para A, B e C foram 24,3 μs, 46,9 μs e 88,7 μs, respectivamente. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

jitter NMJ e gráficos de barras de bloqueio de transmissão; atraso médio, porcentagem de estimulação; dados de pesquisa.
Figura 3: Avaliação eletromiográfica de fibra única da transmissão da junção neuromuscular (JNM) após tratamento com um agente bloqueador da JNM não despolarizante. (A) Durante a administração de rocurônio (0,05 mg / kg), o SFEMG mostrou aumento da variabilidade da transmissão (jitter) versus condição saudável (não tratado: 12,9 μs, IC 95% [7,2-16,9 μs] versus rocurônio: 40,70 μs, IC 95% [34,7-70,7 μs]) (teste de Mann Whitney: p = 0,0079). (B) A porcentagem de estímulos com bloqueio da JNM de cada sinapse no SFEMG foi aumentada em relação à condição saudável (não tratada: 0%, IC 95% [0-0%] versus rocurônio: 31%, IC 95% [14,0-59,0%]) (teste de Mann Whitney: p = 0,0079). Todas as medidas (jitter e porcentagens de estímulos com bloqueio da JNM) foram obtidas de um único rato, n = 5 sinapses não tratadas e n = 5 sinapses após o tratamento com rocurônio. Dados apresentados como mediana ± intervalo de confiança de 95%. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

O SFEMG é comumente usado para testes diagnósticos em pacientes com suspeita de formas autoimunes, adquiridas e genéticas da doença da JNM. O SFEMG é considerado o exame mais sensível para o diagnóstico do distúrbio da JNM, miastenia gravis20,21. A estimulação nervosa repetitiva (RNS) é outro método mais comumente usado em testes diagnósticos clínicos e envolve a estimulação de um nervo periférico com uma sequência de estímulos e a quantificação da resposta do potencial de ação muscular composto somado do músculo inervado 5,22. O RNS tem demonstrado consistentemente ter sensibilidade significativamente menor em comparação com o SFEMG23,24. A vantagem do SFEMG reside na capacidade de avaliar seletivamente as fibras musculares individuais e quantificar não apenas a falha na transmissão da JNM (bloqueio), mas também a variabilidade (jitter)2,25,26. Embora seja um teste estabelecido e sensível no ambiente clínico, o SFEMG tem sido aplicado com pouca frequência em pesquisas pré-clínicas 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16 . Modelos animais de doenças neuromusculares desempenham um papel fundamental na determinação dos mecanismos subjacentes das doenças humanas e no desenvolvimento de intervenções terapêuticas. A capacidade de aplicar medidas de resultados e biomarcadores, como SFEMG, em diferentes espécies pode agilizar e agilizar a transição de descobertas pré-clínicas promissoras para estudos clínicos em humanos27. Por exemplo, um estudo multicêntrico no Japão concentrou-se no estabelecimento de valores de referência para SFEMG usando agulhas concêntricas em seres humanos saudáveis. O estudo indicou que os valores de corte recomendados para DLM individual foram de 58,8 μs para SFEMG estimulado no músculo extensor comum dos dedos (EDC)28. Vale ressaltar que o músculo gastrocnêmio não é comumente submetido ao SFEMG, sendo o EDC o músculo mais próximo estudado nesse contexto. Consequentemente, observou-se que os valores de jitter que obtivemos de ratos foram menores do que os relatados em estudos clínicos. Essas discrepâncias sugerem que a distribuição do fator de segurança varia dependendo do músculo e da espécie em consideração.

Neste relatório, apresentamos uma abordagem passo a passo para a aplicação de SFEMG estimulado em roedores, incluindo etapas para preparação animal, colocação de eletrodos, registro do potencial de ação de fibra única e análises. Além disso, apresentamos dados representativos em um modelo induzido de falha de NMJ (administração de rocurônio) para ajudar a demonstrar claramente os conceitos de aumento de jitter e bloqueio, bem como o conceito de tudo ou nada de um único potencial de ação de fibra no registro SFEMG. Anteriormente, em um estudo experimental, um rato sem o agente bloqueador mostrou uma pequena alteração no MCD (cerca de 10 μs) sem bloqueio nos primeiros 3000 s. Em contraste, um rato injetado com 0,08 mg/Kg de vecurônio exibiu aumento do jitter após 200 s, levando ao bloqueio em torno de 500 s, com um MCD inicial de cerca de 50 μs, consistente com nossos resultados17. Estabelecer a dosagem correta de rocurônio nos ratos foi essencial para atingir o nível desejado de bloqueio neuromuscular e, ao mesmo tempo, mitigar possíveis complicações. Enquanto vários estudos empregaram dosagens variando de 0,1 mg/kg a 5 mg/kg para induzir paralisia muscular 17,29,30, optamos por uma dosagem de 0,05 mg/kg. Essa escolha se alinha com o reconhecimento de que o comprometimento da JNM se inicia antes do início da paralisia muscular.

A aquisição de respostas de potencial de ação de fibra única usando SFEMG envolve várias etapas cruciais. Notavelmente, a obtenção de registros seletivos requer prática para realizar várias tarefas simultaneamente, incluindo a estimulação nervosa adequada enquanto adquire respostas adequadas. Durante as gravações, o eletrodo de gravação SFEMG é cuidadosamente inserido e ajustado com movimentos pequenos e constantes para minimizar o trauma muscular e melhorar o rendimento. Uma vez identificado um potencial de ação, pequenos ajustes na estimulação e no registro da posição do eletrodo devem ser feitos para otimizar a amplitude e a "nitidez" do potencial de ação de uma única fibra (curto tempo de subida). Uma vez identificado um potencial e otimizado a amplitude e o tempo de subida, os movimentos dos eletrodos devem ser minimizados para garantir a estabilidade das respostas de tudo ou nada. O posicionamento estável dos eletrodos é crucial, pois mesmo pequenas mudanças na posição da agulha de registro podem resultar em flutuações nas características do potencial de ação, incluindo forma, amplitude e latência. É importante garantir que os potenciais de ação sejam estáveis e estejam em conformidade com a aparência de tudo ou nada. A variabilidade das respostas pode estar relacionada ao movimento do eletrodo ou à sobreposição de múltiplos potenciais de ação de fibra única de diferentes NMJs. Juntos, esses fatores desempenham papéis fundamentais na obtenção de reprodutibilidade e medição estável do potencial de ação 2,26. Além disso, a exclusão dos SFAP com jitter inferior a 4 μs das análises é uma abordagem prudente para garantir a fiabilidade dos resultados. Esse critério rigoroso ajuda a evitar a inclusão de potenciais que poderiam ser artefatos induzidos por estimulação muscular direta, aumentando assim a precisão da avaliação11. Outro fator importante nos estudos de jitter de estimulação é a estimulação subliminar, particularmente em condições patológicas, onde muitos picos aparentemente aumentaram o jitter. É essencial confiar no operador para garantir que a intensidade do estímulo exceda o limite para todos esses picos, pois essa determinação não pode ser feita retrospectivamente31.

A técnica SFEMG estimulada descrita neste manuscrito utiliza um eletrodo SFEMG especializado em vez de um eletrodo de agulha de eletromiografia concêntrica padrão. Nosso eletrodo SFEMG apresenta uma superfície de registro de 0,0005 mm2, em contraste com a superfície de registro de aproximadamente 0,019 mm2 de um eletrodo de agulha de eletromiografia concêntrica de tamanho pediátrico padrão. Essa distinção é crucial, pois eletrodos de agulha concêntricos maiores, com menos seletividade devido às suas superfícies de registro maiores, podem ser adequados para SFEMG voluntário para capturar pares de potencial de ação aparentes de fibra única. No entanto, na estimulação SFEMG, onde vários axônios ou unidades motoras são frequentemente estimulados simultaneamente, o emprego de eletrodos de agulha concêntricos maiores torna-se mais desafiador7.

Algumas limitações devem ser consideradas. Também é importante ressaltar que o SFEMG não pode determinar o mecanismo subjacente a um defeito na transmissão neuromuscular, como pode ser alcançado com registros intracelulares realizados ex vivo27. Outra consideração essencial em relação ao SFEMG é sua limitação no registro seletivo de tipos específicos de fibras musculares. Consequentemente, os registros do SFEMG provavelmente representam uma mistura variável de diferentes tipos de fibras musculares5.

Divulgações

W. David Arnold recebeu financiamento de pesquisa da NMD Pharma e da Avidity Biosciences e é consultor da NMD Pharma, Avidity Biosciences, Dyne Therapeutics, Novartis, Design Therapeutics e Catalyst Pharmaceuticals.

Agradecimentos

Os autores gostariam de agradecer ao Dr. Martin Brandhøj Skov, da NMD Pharma, por seus valiosos conselhos sobre a dosagem de rocurônio, e a Arash Karimi, do Departamento de Engenharia Biomédica da Stony Brook University, por sua assistência nos cálculos. Este estudo foi apoiado em parte por financiamento do NIH para a WDA (R01AG067758 e R01AG078129).

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
  Eletrodo de agulha de fibra única reutilizável de 27 GTechnomed202860-000eletrodo de gravação de fibra única
Seringa de vidro de 2 mLScientific CorporationSOMNO-2ML
Cabo destacávelTechnomed202845-0000para conectar o eletrodo do gravador à máquina de eletrodiagnóstico
Eletrodo de disco descartável de 2" x 2" com leadsCadwell302290-000eletrodo de aterramento
agulhas monopolares descartáveis 28 GTechnomed202270-000eletrodos estimuladores de cátodo e ânodo
Cabo de agulha EMG (caixa de comutação Amp/stim)Cadwell190266-200para conectar eletrodos monopolares ao estimulador eletrodiagnóstico
Helping Hands clipe jacaré com base de ferroRadio Shack64-079Mantendo a colocação do eletrodo de gravação 
Isoflurano (frasco de 250 mL)Seringa
Covidien81412012utilizado para aplicação de gel de eletrodo
Sistema de Monitoramento Fisiológico PhysioSuite com Aquecimento Homeotérmico RightTempKent Scientific CorporationPS-RTInclui almofada de aquecimento infravermelho, sonda retal e sonda de temperatura da almofada
Aparador Pro Pet Kit de tosaOster078577-010-003tosquiadeiras para depilação
Tubos endotraqueais de rato (16 G)Kent Scientific Corporation
Brometo de rocorônioSigmaPHR2397-500MGbloqueador neuromuscular
Sierra Summit EMG systemCadwell Industries, Inc., Kennewick, WANAsistema de eletrodiagnóstico portátil
SomnoSuite Low-Flow Sistema de Anestesia DigitalKent Scientific CorporationSOMNOInclui adaptador anti-derramamento e anti-vapor na parte superior da garrafa; Tubulação do adaptador de Y; filtro de limpeza de carvão
Pomada oftálmica à base de petróleo veterinárioPuralube26870aplicado durante a anestesia para evitar lesões na córnea
Kent de irrigação de ponta curva monoject Piramal Healthcare NA agente

Referências

  1. Stalberg, E. Propagation velocity in human muscle fibers in situ. Acta Physiol Scand Suppl. 287, 1-112 (1966).
  2. Stålberg, E., Trontelj, J. V. The study of normal and abnormal neuromuscular transmission with single fibre electromyography. J Neurosci Methods. 74 (2), 145-154 (1997).
  3. Sanders, D. B., et al. Guidelines for single fiber EMG. Clin Neurophysiol. 130 (8), 1417-1439 (2019).
  4. Chugh, D., et al. Neuromuscular junction transmission failure is a late phenotype in aging mice. Neurobiol Aging. 86, 182-190 (2020).
  5. Padilla, C. J., et al. Profiling age-related muscle weakness and wasting: Neuromuscular junction transmission as a driver of age-related physical decline. GeroScience. 43 (3), 1265-1281 (2021).
  6. Selvan, V. A. Single-fiber EMG: A review. Ann Indian Acad Neurol. 14 (1), 64-67 (2011).
  7. Sanders, D. B., Kouyoumdjian, J. A., Stålberg, E. V. Single fiber electromyography and measuring jitter with concentric needle electrodes. Muscle Nerve. 66 (2), 118-130 (2022).
  8. Juel, V. C. Single fiber electromyography. Handb Clin Neurol. 160, 303-310 (2019).
  9. Chung, T., et al. Evidence for dying-back axonal degeneration in age-associated skeletal muscle decline. Muscle Nerve. 55 (6), 894-901 (2017).
  10. Iyer, C. C., et al. Follistatin-induced muscle hypertrophy in aged mice improves neuromuscular junction innervation and function. Neurobiol Aging. 104, 32-41 (2021).
  11. Meekins, G. D., Carter, G. T., Emery, M. J., Weiss, M. D. Axonal degeneration in the trembler-j mouse demonstrated by stimulated single-fiber electromyography. Muscle Nerve. 36 (1), 81-86 (2007).
  12. Gooch, C. L., Mosier, D. R. Stimulated single fiber electromyography in the mouse: Techniques and normative data. Muscle Nerve. 24 (7), 941-945 (2001).
  13. Chung, T., Tian, Y., Walston, J., Hoke, A. Increased single-fiber jitter level is associated with reduction in motor function with aging. Am J Phys Med Rehabil. 97 (8), 551-556 (2018).
  14. Sokolow, S., et al. Impaired neuromuscular transmission and skeletal muscle fiber necrosis in mice lacking na/ca exchanger 3. J Clin Investig. 113 (2), 265-273 (2004).
  15. Añor, S., et al. Evaluation of jitter by stimulated single-fiber electromyography in normal dogs. J Vet Intern Med. 17 (4), 545-550 (2003).
  16. Mizrachi, T., et al. NMO-IgG and AQP4 peptide can induce aggravation of eamg and immune-mediated muscle weakness. J Immunol Res. 2018, 5389282(2018).
  17. Lin, T. S., Cheng, T. J. Stimulated single-fiber electromyography in the rat. Muscle Nerve. 21 (4), 482-489 (1998).
  18. Finley, D. B., Wang, X., Graff, J. E., Herr, D. W. Single fiber electromyographic jitter and detection of acute changes in neuromuscular function in young and adult rats. J Pharmacol Toxicol Methods. 59 (2), 108-119 (2009).
  19. Khan, Z. H., Hajipour, A., Zebardast, J., Alomairi, S. R. Muscle relaxants in anesthesia practice: A narrative review. Arch Anesthesiol Crit Care. 4 (4), 547-552 (2018).
  20. Padua, L., Caliandro, P., Stålberg, E. A novel approach to the measurement of motor conduction velocity using a single fibre emg electrode. Clin Neurophysiol. 118 (9), 1985-1990 (2007).
  21. Khoo, A., Hay Mar, H., Borghi, M. V., Catania, S. Electrophysiologic evaluation of myasthenia gravis and its mimics: Real-world experience with single-fiber electromyography. Hosp Pract. 50 (5), 373-378 (2022).
  22. Nannan, G., et al. A role of lamin a/c in preventing neuromuscular junction decline in mice. J Neurosci. 40 (38), 7203(2020).
  23. Alley, D. E., et al. Grip strength cutpoints for the identification of clinically relevant weakness. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (5), 559-566 (2014).
  24. Juel, V. C. Clinical Neurophysiology of Neuromuscular Junction Disease. Handbook of Clinical Neurology. 161, Elsevier. 291-303 (2019).
  25. Rich, M. M. The control of neuromuscular transmission in health and disease. Neuroscientist. 12 (2), 134-142 (2006).
  26. Juel, V. C. Evaluation of neuromuscular junction disorders in the electromyography laboratory. Neurol Clin. 30 (2), 621-639 (2012).
  27. Arnold, W. D., Clark, B. C. Neuromuscular junction transmission failure in aging and sarcopenia: The nexus of the neurological and muscular systems. Ageing Res Rev. 89, 101966(2023).
  28. Kokubun, N. Reference values for concentric needle single fiber EMG. Rinsho Shinkeigaku. 52 (11), 1246-1248 (2012).
  29. Testelmans, D., et al. Rocuronium exacerbates mechanical ventilation-induced diaphragm dysfunction in rats. Crit Care Med. 34 (12), 3018-3023 (2006).
  30. Suzuki, K., et al. Intravenous infusion of rocuronium bromide prolongs emergence from propofol anesthesia in rats. PLoS One. 16 (2), e0246858(2021).
  31. Stålberg, E., et al. Reference values for jitter recorded by concentric needle electrodes in healthy controls: A multicenter study. Muscle Nerve. 53 (3), 351-362 (2016).

Reimpressões e permissões

Etiquetas

EMG de Fibra nicaTransmiss o da UNJMedi o de JitterAvalia o de BloqueioPotenciais de A o de Fibras MuscularesEletromiografia Pr cl nicaModelos de Doen as NeuromuscularesFisiologia Neuromuscular Translacional
Eletromiografia de fibra única estimulada (SFEMG) para avaliação da transmissão da junção neuromuscular em modelos de roedores
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.