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Artigo de método

Carga Cardíaca usando Pressurização Passiva do Átrio Esquerdo e Pós-Carga Passiva para Avaliação do Enxerto

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DOI:

10.3791/66624

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2 de agosto de 2024

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1Division of Cardiac Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Center for Engineering in Medicine and Surgery, Massachusetts General Hospital and Harvard Medical School, Shriners Children's Boston, 3VentriFlo Inc

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

O protocolo descreve um sistema de perfusão cardíaca ex vivo suíno no qual a carga direta do ventrículo esquerdo pode servir como uma técnica de avaliação da saúde do enxerto e, ao mesmo tempo, fornecer uma avaliação holística da função do enxerto. Uma discussão sobre o design do sistema e possíveis métricas de avaliação também é fornecida.

Resumo

A perfusão por máquina ex vivo ou perfusão por máquina normotérmica é um método de preservação que ganhou grande importância no campo do transplante. Apesar da imensa oportunidade de avaliação devido ao estado de batimento cardíaco, a prática clínica atual depende de tendências metabólicas limitadas para avaliação do enxerto. As medidas hemodinâmicas obtidas a partir da carga ventricular esquerda têm atraído atenção significativa no campo devido ao seu potencial como parâmetros objetivos de avaliação. Com efeito, este protocolo fornece uma maneira fácil e eficaz de incorporar recursos de carga aos sistemas de perfusão Langendorff estabelecidos por meio da simples adição de um reservatório extra. Além disso, demonstra a viabilidade de empregar pressurização passiva do átrio esquerdo para carga, uma abordagem que, até onde sabemos, não foi demonstrada anteriormente. Essa abordagem é complementada por uma pós-carga passiva de base de Windkessel, que atua como uma câmara de complacência para maximizar a perfusão miocárdica durante a diástole. Por fim, destaca a capacidade de capturar métricas funcionais durante a carga cardíaca, incluindo pressão de pulso do ventrículo esquerdo, contratilidade e relaxamento, para descobrir deficiências na função do enxerto cardíaco após longos períodos de preservação (˃6 h).

Introdução

O transplante cardíaco ortotópico é o atual padrão-ouro de tratamento para insuficiência cardíaca terminal1. Infelizmente, o campo é significativamente limitado por uma grave crise de escassez de doadores, resultando em apenas 2.000 transplantes de coração sendo realizados a cada ano, quando mais de 20.000 pessoas se beneficiariam do procedimento que salva vidas2. Espera-se que essa escassez de órgãos piore, pois a prevalência de insuficiência cardíaca somente nos Estados Unidos deve ultrapassar 8 milhões de indivíduos até 20303. O aumento constante dos tempos de sobrevida em lista de espera - como resultado da melhoria do manejo médico, avanços no suporte circulatório mecânico e alterações na política de alocação da UNOS - resultou em um aumento adicional no número de pacientes que precisam de transplante em um determinado momento 4,5.

A perfusão por máquina ex vivo ou perfusão normotérmica por máquina (NMP) é uma modalidade de preservação que facilitou a expansão do pool de suprimentos, permitindo o uso de órgãos doados após a morte circulatória (DCD), ao mesmo tempo em que alcançou alguma extensão dos tempos de preservação 5,6,7,8. Ao contrário do armazenamento refrigerado estático, o atual padrão-ouro para preservação, o NMP mantém os órgãos em um estado metabolicamente ativo, o que cria a oportunidade de monitoramento em tempo real e avaliação do enxerto, tornando-se o método padrão de preservação para enxertos DCD 8,9. No entanto, os dispositivos NMP atualmente usados clinicamente estão restritos ao modo de perfusão de Langendorff, que carece de métricas quantitativas para prever os resultados do transplante e é incapaz de capturar parâmetros funcionais6. Por exemplo, o acúmulo de lactato durante a perfusão de Langendorff tem sido denotado como o melhor preditor metabólico dos resultados pós-transplante e é atualmente usado no ambiente clínico como um proxy para a saúde do enxerto cardíaco10. No entanto, mesmo sendo o melhor biomarcador de avaliação, ele não consegue antecipar de forma confiável a necessidade de suporte circulatório mecânico pós-transplante11,12. Da mesma forma, as capacidades preditivas dos parâmetros hemodinâmicos comumente utilizados (ou seja, pressão aórtica e fluxo sanguíneo coronariano) são amplamente limitadas pela natureza retrógrada das configurações atuais clinicamente usadas para perfusão da máquina cardíaca9.

O desenvolvimento de protocolos de avaliação para determinação exata e precisa da saúde do enxerto cardíaco durante o NMP teria um impacto imenso no campo, além de melhorar os resultados pós-transplante. Ferramentas preditivas objetivas permitiriam a avaliação confiável e a provável utilização de órgãos de critérios marginais ou estendidos (ou seja, tempos prolongados de isquemia quente (> 30 min) e fria (> 6 h), aumento da idade do doador (> 55), outras comorbidades, etc.) de doadores com DCD e morte encefálica (DBD) que atualmente são rejeitados para transplante devido aos rigorosos critérios de seleção13. Ao permitir o uso de corações marginais, o NMP poderia facilitar um aumento no suprimento de órgãos, pois estima-se que o transplante bem-sucedido de metade dos corações que atualmente não são utilizados seria suficiente para eliminar a lista de espera do coração dentro de 2-3 anos14. As medidas hemodinâmicas obtidas a partir da carga ventricular esquerda durante o NMP têm atraído atenção significativa no campo devido ao seu potencial como parâmetros objetivos de avaliação. Estudos anteriores demonstraram que esses parâmetros, como pressão de pulso do ventrículo esquerdo, contratilidade e relaxamento, são mais indicativos da função do enxerto cardíaco do que as tendências metabólicas 15,16,17.

Com efeito, esforços têm sido dedicados ao desenvolvimento e identificação de métodos de carregamento ideais para maximizar a precisão da avaliação. Por meio desses esforços, outros grupos identificaram o modo mais relevante de perfusão aórtica durante a carga, por meio do qual uma correlação mais forte entre os parâmetros hemodinâmicos e a função pós-transplante foi observada ao implementar uma pós-carga passiva (ou seja, sem perfusão retrógrada para a aorta durante a carga) quando comparada com a pós-carga suportada por bomba (ou seja, perfusão retrógrada para a aorta durante a carga)18. Isso indica que a perfusão coronariana assistida provavelmente mascara deficiências funcionais. Estudos anteriores incorporaram com sucesso pós-cargas passivas em configurações de perfusão, implementando sistemas que imitam o efeito Windkessel18 , 19 , 20 . O efeito Windkessel ajuda a amortecer a flutuação da pressão arterial, mantendo o fluxo sanguíneo contínuo para os tecidos e melhorando a perfusão coronária. Este protocolo atinge a pós-carga passiva baseada em Windkessel usando uma bolsa intravenosa (IV) modificada fechada em duas placas com mola, onde a perfusão coronariana depende exclusivamente da ejeção do coração (patente pendente).

O uso de pressurização passiva do átrio esquerdo (AE) (ou seja, pressurização dependente da gravidade) durante a carga, embora seja prática comum em perfusões cardíacas de pequenos animais, raramente é utilizado na carga de corações grandes 21,22,23. Em vez disso, a grande maioria dos métodos relatados na literatura depende de bombas secundárias para pressurização do AL 18,24,25,26,27,28. A pressurização do AL através de um reservatório dependente da gravidade, em vez de por bomba, simplifica significativamente a implementação de protocolos de carregamento. O uso da gravidade fornece uma fonte de pressão fixa e constante, o que diminui muito a necessidade de sistemas de controle complicados para alcançar e manter a pressurização adequada do LA. Além disso, por meio dessa abordagem de pressurização, a necessidade de uma bomba secundária é eliminada, facilitando a incorporação de recursos de carga nas configurações atuais de Langerdoff, pois apenas um reservatório extra é necessário. A integração de recursos de carga em sistemas de perfusão de máquina clinicamente utilizados ampliaria a aplicação de dispositivos de NMP cardíaco, facilitando a avaliação detalhada dos enxertos cardíacos durante o período de preservação. Com efeito, maximizar a utilidade de um sistema que representa um compromisso financeiro significativo para o atendimento ao paciente devido ao transporte e utilização do dispositivo29.

Este protocolo demonstra a viabilidade de empregar tanto a pós-carga passiva quanto a pressurização passiva do AE durante a carga ventricular esquerda. Por meio da validação da pós-carga passiva/pressurização do AL como método de carregamento, este protocolo também fornece uma maneira fácil e eficaz de incorporar recursos de carregamento em sistemas de perfusão Langendorff estabelecidos. É importante ressaltar que destaca a capacidade da avaliação funcional de descobrir diferenças entre corações viáveis e defeituosos após longos períodos de preservação (˃6 h).

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Protocolo

Este estudo foi conduzido de acordo com o Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC), o Hospital Geral de Massachusetts e as diretrizes de animais de Jove. Corações (170 - 250 g) foram colhidos de porcos Yorkshire (30 - 35 kg, idade 3-4 meses, sexo misto) usando um modelo de doação após morte encefálica e perfundidos retrógradamente (Langendorff) por 6 h antes do carregamento. Todos os enxertos foram expostos a um tempo de isquemia fria de aproximadamente 1h durante a instrumentação.

1. Projeto do sistema

  1. Verifique se o sistema é composto por uma câmara de órgão (11.046 polegadas x 7.595 polegadas x 3.095 polegadas), dois reservatórios (4 L e 1 L), um oxigenador de camisa dupla e uma bolsa Windkessel (WB). Verifique se ambos os reservatórios contêm um antiespumante embutido, que elimina a formação de espuma.
  2. Verifique se os componentes estão firmemente conectados com tubos de silicone, com o reservatório menor, o WB e a câmara do órgão em duas configurações diferentes (Figura 1A), dependendo da modalidade de perfusão (ou seja, Langendorff versus carga).
    1. Conecte a base da câmara do órgão ao topo do grande reservatório (venoso) usando um tubo de 3/8 de polegada. Coloque o grande reservatório abaixo da câmara do órgão para permitir que a gravidade circule o perfusato da câmara para o reservatório.
    2. Conecte a parte inferior do reservatório grande à porta de entrada do cabeçote da bomba usando uma tubulação de 3/8 de polegada.
    3. Conecte a porta de saída do cabeçote da bomba a um tubo de 3/8 de polegada equipado com um redutor de 3/8 de polegada a 1/4 de polegada e tubulação de 1/4 de polegada na outra extremidade. Conecte o 1/4 de polegada à porta de entrada do oxigenador.
    4. Encaixe a porta de saída do oxigenador com um tubo de 1/4 de polegada com um conector Y na extremidade. Encaixe ambas as extremidades do conector Y com tubo de 1/4 de polegada.
    5. Sequência 1 - Padrão de fluxo de perfusato durante a perfusão de Langendorff (linha tracejada azul na Figura 1A)
      1. Encaixe a primeira extremidade do conector Y com um expansor de 1/4 de polegada a 3/8 de polegada com uma conexão luer incorporada. Conecte a tubulação de 3/8 de polegada à primeira porta na parte inferior do WB. Conecte uma válvula luer de três vias à conexão luer no expansor e utilize-a para administração de gotejamento de adenosina.
    6. Sequência 2 - Padrão de fluxo de perfusato durante a perfusão carregada (linha tracejada laranja na Figura 1A)
      1. Conecte a segunda extremidade do conector Y à parte superior do reservatório menor (de carregamento). Conecte um grampo Hoffman à tubulação e use-o para controle de enchimento do reservatório.
      2. Coloque uma linha de transbordamento do topo do reservatório de carregamento para o reservatório maior.
      3. Encaixe a parte inferior do reservatório de carregamento com um tubo de 1/4 de polegada e conecte a uma porta na base da câmara do órgão. Adicione uma válvula luer de três vias na metade do comprimento da tubulação para entrega de adenosina e uma válvula unidirecional logo antes de atingir a câmara do órgão.
      4. Conecte a outra extremidade da porta da câmara do órgão a uma cânula de ângulo reto.
    7. Coloque a bolsa Windkessel (WB) diretamente acima da câmara do órgão. Encaixe a segunda porta de transbordamento na parte inferior do WB com uma tubulação de 3/8 de polegada e conecte a qualquer porta de entrada do reservatório venoso. Conecte um Hoffman clamp e feche-o completamente para parar o fluido através desta porta durante Langendorff e ajuste durante o modo carregado para modular as pressões aórticas.
    8. Conecte uma válvula luer de três vias à porta de transbordamento na parte superior do WB e use um tubo de 1/4 de polegada para conectar o WB a qualquer porta de entrada no reservatório venoso. Conecte um Hoffman clamp ao tubo de 1/4 de polegada. Mantenha a pinça completamente fechada durante a perfusão de Langendorff e ajuste durante o modo de carga para modular as pressões aórticas.
    9. Conecte a terceira porta de saída no WB à porta aórtica na câmara do órgão através do tubo de 3/8 de polegada, com uma interrupção nos 3/4 inferiores do comprimento para uma sonda de temperatura.

2. Preparação do sistema de perfuso

  1. Prepare um perfusato de base composto por 0,96% de tampão Krebs-Henseleit, 9,915 mM de dextrano, 25 mM de bicarbonato de sódio, 1,054 mM de albumina de soro bovino, 1% de estreptococos de caneta, 0,13% de insulina, 0,02% de hidrocortisona, 0,5% de heparina e 2,75 mM de cloreto de cálcio. Aumente o volume para 4 L com água destilada.
  2. Configuração do sistema de perfusão
    1. Enxágue todos os tubos, componentes do sistema e reservatórios com água destilada e reconecte na sequência correta (Figura 1A).
    2. Coloque o saco Windkessel entre duas placas de acrílico e aperte-o com a configuração de mola de parafuso (Figura Suplementar 1).
    3. Conecte uma válvula luer de três vias à conexão luer da porta aórtica e da porta atrial da câmara do órgão (Figura 1B). Conecte dois sensores de pressão à caixa do órgão, um na válvula conectada à porta aórtica na parte superior da câmara do órgão e outro na válvula conectada à porta atrial na parte inferior da câmara do órgão.
    4. Calibre os sensores de pressão abrindo-os ao ar (pressão de 0 mmHg) e ajustando esta leitura para 0 no dispositivo de gravação.
    5. Conecte dois sensores de fluxo à tubulação do sistema. Conecte o sensor de medição do fluxo aórtico ao tubo de 3/8 de polegada que conecta o WB à porta aórtica. Conecte o sensor de medição do fluxo atrial à tubulação que conecta o reservatório de carga à porta atrial.
    6. Conecte uma sonda de temperatura à tubulação de 3/8 de polegada que conecta o WB à porta aórtica. Conecte um tubo de desaeração à terceira porta da válvula conectada à porta aórtica e mantenha-a aberta o tempo todo. Conecte a outra extremidade da linha a qualquer entrada do reservatório venoso.
    7. Conecte o trocador de calor ao oxigenador e ajuste-o para 38 °C. Conecte a linha de oxigênio 100% à porta de entrada de gás no oxigenador. Ligue o oxigênio a 0,5 L/min.
  3. Preparação do sistema
    1. Adicione 2 L de perfusato ao sistema usando a câmara do órgão. Ligue a bomba pulsátil e deixe o perfusato circular (pulando o reservatório de carga) até que o perfusato seja oxigenado a um pO2 mínimo de 400 mmHg e a temperatura atinja ~ 35 °C.
    2. Deixe o perfusato circular e encha todos os componentes do sistema para remover o ar. Massageie os tubos que contêm quaisquer bolhas de ar remanescentes para removê-los. Em seguida, remova qualquer ar preso na porta aórtica aumentando a pressão, ocluindo parcialmente o fluxo de saída de fluido e aumentando a taxa de fluxo da bomba. Este aumento na pressão forçará qualquer ar através do tubo de purga/desaeração.
    3. Deixar o perfusato circular até atingir a temperatura desejada (37 °C, monitorizado continuamente através de uma sonda de temperatura), realizar uma avaliação inicial dos parâmetros bioquímicos para garantir a concentração correta do ião (Quadro 1) e a oxigenação adequada.
      NOTA: Leia os níveis de íons e pH após a solução ter atingido a temperatura (37 ° C) e ter sido devidamente oxigenada.

3. Aquisição de enxerto cardíaco

  1. Sedar os animais com injeção intramuscular de atropina (0,04 mg/kg), telazol (4,4 mg/kg) e xilazina (2,2 mg/kg).
  2. Uma vez sedados, transfira os animais para a sala de cirurgia e obtenha acesso venoso usando uma linha IV colocada em cada orelha.
  3. Administre um bolus de Propofol (0,16-0,33 mg / kg) através da linha IV e teste estímulos nocivos 3 minutos após a injeção. Se não houver reflexos, intubar o animal e manter a anestesia por meio de inalação contínua de isoflurano (3%-5%) e fentanil intravenoso (5-20 μg/kg/h) conforme necessário.
  4. Uma vez intubado, coloque um manguito de pressão em qualquer um dos membros anteriores e conecte um sensor de eletrocardiograma no ápice do lábio inferior para monitoramento da saturação de oxigênio.
  5. Inicie um gotejamento de solução salina e administre-o através da linha IV da orelha. Coloque uma cortina cirúrgica sobre o aspecto ventral do animal.
  6. Administre um bolus de citrato de fentanilo (5 μg/kg) por via intravenosa em preparação para a esternotomia.
  7. Faça uma incisão vertical entre a incisura esternal e o xifóide com um bisturi de 10 lâminas (~25 cm). Após a incisão, utilize um eletrocautério para dividir a gordura subcutânea e a fáscia até atingir o esterno.
  8. Uma vez exposto, separe o pericárdio aderente do esterno usando dissecção romba do dedo na face caudal do esterno. Para fazer isso, coloque o dedo na face dorsal do esterno e separe qualquer tecido aderente entre o esterno e as vísceras.
  9. Insira um cinzel na face caudal do esterno. Ao aplicar força em direção ao céu no cinzel, use um martelo para avançar o cinzel através do osso esternal.
  10. Após a esternotomia mediana estar completa, determinada pela separação completa do esterno (da fúbide à fúrcula), coloque um afastador esternal e abra-o até a exposição total.
  11. Incisar o pericárdio cranialmente com tesoura de Metzenbaum até que a aorta e a artéria pulmonar estejam visíveis.
  12. Coloque duas suturas de cordão de bolsa (4-0 Prolene) na aorta e prenda com uma armadilha de torniquete. Tome cuidado para que as suturas passem pela camada média da aorta, mas não pelo lúmen. As suturas superficiais não conseguirão manter a cânula da raiz da aorta no lugar, e as suturas profundas farão com que a aorta sangre.
  13. Administre um bolus de heparina (100 U/kg) através da orelha IV e deixe circular por 3 min.
  14. Insira uma cânula de raiz aórtica 9F perpendicular à aorta entre as suturas do cordão da bolsa e prenda apertando suavemente a armadilha do torniquete. Certifique-se de que não haja vazamento ao redor do local da canulação. Permita que a linha de cardioplegia da cânula da raiz da aorta seja desaerada, deixando o sangue fluir da aorta.
  15. Conecte uma bolsa de solução cardioplégica à conexão luer lock. Pressurize a bolsa de cardioplegia usando uma bolsa de pressão para resultar em 80 mmHg durante a lavagem. Conecte uma bomba peristáltica à segunda linha da cânula da raiz da aorta e use-a para extrair 1 L de sangue diretamente da aorta.
  16. Separe os glóbulos vermelhos usando um dispositivo de recuperação de sangue (os glóbulos vermelhos são centrifugados e lavados com solução salina). Adicione glóbulos vermelhos ao sistema de perfusão depois de atingir a temperatura desejada.
  17. Uma vez que sangue suficiente seja coletado, utilize uma cruz transtorácica para pinçar a aorta e abrir a linha de cardioplegia para lavar o órgão.
  18. Imediatamente após o pinçamento cruzado e o início do flush, ventile o coração por meio de uma incisão de 5 cm no apêndice atrial esquerdo e cortando completamente a veia cava inferior. Adicione gelo à cavidade torácica neste momento para ajudar a reduzir a temperatura do órgão.
  19. Após a ventilação bem-sucedida, grave ou amarre a veia cava superior para impedir que o sangue quente da cabeça chegue ao coração resfriado.
  20. Uma vez que o coração tenha sido lavado com 1 L de solução de cardioplegia, divida os grandes vasos, incluindo a aorta, a artéria pulmonar principal, as veias cavas superior e inferior e as veias pulmonares bilaterais. Isso completa o explante cardíaco. Remova o coração da cavidade.
    NOTA: Mantenha o máximo de comprimento possível dos grandes vasos presos ao enxerto. Corte as veias pulmonares o mais próximo possível dos pulmões.
  21. Enrole o órgão em uma esponja de laparotomia e coloque-o no gelo.

4. Preparo do enxerto

  1. Corte os ramos do arco aórtico para criar um trato de saída. Insira a cânula aórtica através deste trajeto e prenda com uma braçadeira e sutura de seda 4-0 (Figura 2).
  2. Coloque um fio de estimulação bipolar na parede posterior do ventrículo direito. Corte as veias pulmonares para formar uma única via de entrada no átrio esquerdo.
  3. Crie duas suturas de prolina 4-0 com corda de bolsa através do perímetro do trato do átrio esquerdo. Prenda as suturas com laço de torniquete e deixe desamarrado até o carregamento.
  4. Fechar o apêndice do átrio esquerdo com sutura simples contínua (Prolene 4-0). Registre o peso inicial do coração.

5. Renascimento do enxerto cardíaco

  1. Prenda o tubo de 3/8 de polegada logo antes da porta aórtica para interromper o fluxo de perfusato. Posicione o coração com a parede posterior voltada para o operador. Incline a câmara do órgão em aproximadamente 20°.
    NOTA: Esta posição da perfusão do enxerto é escolhida para aumentar a drenagem passiva e é consistente com dados publicados anteriormente que demonstram melhora significativa na função em comparação com a suspensão26.
  2. Coloque a cânula aórtica em um ângulo de 90° a partir da porta aórtica e solte a linha aórtica lentamente. Desar a cânula aórtica pelo fluxo progressivo de perfusato para dentro dela.
  3. Diminua lentamente o ângulo na cânula aórtica até que esteja alinhado com a porta aórtica e totalmente conectado à linha aórtica.
  4. Uma vez totalmente conectado, massageie suavemente o coração intermitentemente para evitar distensão devido ao enchimento ventricular esquerdo. Durante este período, ventile o ventrículo esquerdo através do átrio esquerdo aberto.
  5. Concomitantemente, monitore as pressões aórticas e mantenha-as dentro da faixa aceitável (30 - 40 mmHg).
  6. Inicie a aquisição de dados e inicie o gotejamento de adenosina a uma taxa de 333 uL/min
    NOTA: A adenosina (2 mg/mL) é adicionada ao protocolo de perfusão para mimetizar as condições atuais de perfusão clínica. No entanto, é importante ressaltar que a vasodilatação associada pode exacerbar o edema indesejado de órgãos 30,31,32.
  7. Conecte os fios de estimulação à caixa de estimulação e defina-a para 60 bpm como estimulação de backup.
  8. Se houver fibrilação, desfibrile o coração usando pás com 30 J. Aplique quantos choques forem necessários até atingir as contrações rítmicas.
  9. Uma vez que um ritmo organizado esteja presente (ritmado ou intrínseco), interrompa a ventilação manual e coloque eletrodos de eletrodo de eletrocardiograma diretamente no coração usando agulhas de gancho.
  10. Aperte os parafusos na bolsa Windkessel até que a forma de onda exibida no sensor de pressão aórtica imite uma onda senoidal. Perfundir o coração na configuração de Langendorff por 6 h, conforme descrito anteriormente33.

6. Carga de enxerto cardíaco

  1. Conecte a cânula de ângulo reto à porta atrial da câmara do órgão. Uma vez conectado, clamp a cânula e deixe o fluido entrar no reservatório de carga, liberando o clamp Hoffman na linha entre o oxigenador e o reservatório de carga.
  2. Encha o reservatório de carga até que a pressão atinja 15 - 20 mmHg. Aumente a saída na bomba para manter a pressão aórtica e atrial.
  3. Insira metade da ponta de metal em ângulo reto no átrio esquerdo com a ponta apontando para o apêndice. Esta colocação promove de forma mais consistente a competência da válvula mitral.
  4. Insira o sensor de pressão dentro do ventrículo esquerdo para registrar a pressão do ventrículo esquerdo. Solte a pinça na cânula e deixe o átrio esquerdo encher.
  5. Uma vez desajeitado, use as suturas e armadilhas de torniquete colocadas anteriormente para fechar completamente a abertura do átrio esquerdo. Ajuste a cânula e as armadilhas conforme necessário para minimizar o vazamento de fluido.
  6. Depois de prender a cânula no átrio esquerdo, interrompa completamente a perfusão retrógrada para a aorta clampeando a linha do oxigenador ao WB.
  7. Mova o gotejamento de adenosina da linha que leva ao WB para a linha entre o reservatório de carga e a porta atrial.

7. Fim da perfusão

  1. Registre leituras bioquímicas, frequência cardíaca, fluxo aórtico/atrial e pressões a cada 30 minutos durante o experimento (10 h). Obtenha leituras bioquímicas da linha atrial para medição do fluxo de entrada e diretamente da artéria pulmonar para leituras de saída.
  2. No final da perfusão, pare a aquisição de dados, remova o coração e descarte-o.
  3. Mobilize as partes não fixas do sistema para uma pia grande, desmonte, enxágue e limpe com grandes quantidades de água.
  4. Quando nenhum resquício de sangue for visível nos componentes, remonte o sistema. Adicione grandes quantidades de água ao sistema através da câmara do órgão e cerca de 100 mL de detergente líquido alcalino para circular com a água.
  5. Depois que o detergente for bem misturado com a água, clamp as linhas do sistema para manter todos os reservatórios cheios com a solução de detergente.
  6. Desconecte o oxigenador do resto do sistema e enxágue mais uma vez com água para remover todo o sabão.
  7. Assim que o sabão for completamente removido, seque o oxigenador soprando ar através da entrada de fluido na taxa mais alta possível.

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Resultados

Corações de 4 porcos Yorkshire (30 - 35 kg) foram colhidos e preservados via Langendorff NMP por 6 h antes de 4 h de carregamento contínuo. Essa condição experimental foi escolhida por 6 h ser o tempo médio de preservação clínica (5,1 ± 0,7 h)34. Através da adição de 4 horas extras de carga contínua (total de 10 h ex vivo ), algum grau de insuficiência cardíaca era esperado, pois uma clara correlação entre o tempo de perfusão e o declínio da função miocárdica foi relatada anteriormente

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Discussão

A perfusão normotérmica é uma modalidade poderosa para preservação e avaliação de órgãos que tem impactado muito o campo do transplante cardíaco, expandindo o pool de doadores de corações adultos36. Essa expansão é o resultado da capacidade de utilizar atualmente um pequeno conjunto de corações anteriormente considerados inadequados para transplante. A perfusão normotérmica preserva os enxertos cardíacos em estado de batimento, oferecendo a oportunidade de avaliaç...

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Divulgações

DV é funcionário e fundador da VentriFlo, Inc., Pelham, NH, e possui pedidos de patentes relevantes para este estudo. Para obter mais informações, consulte https://ventriflo.com/patents/. A SNT tem pedidos de patentes relevantes para este estudo e atua no Conselho Consultivo Científico da Sylvatica Biotech Inc., uma empresa focada no desenvolvimento de tecnologia de preservação de órgãos. Todos os interesses conflitantes são administrados pelo MGH e pela Partners HealthCare de acordo com suas políticas de conflito de interesses. AR e AAO recebem financiamento de pesquisa da Paragonix Technologies Inc.

Agradecimentos

Agradecemos o financiamento ao SNT do Instituto Nacional de Saúde dos EUA (K99 / R00 HL1431149; R01HL157803; R01DK134590; R24OD034189), a National Science Foundation sob a concessão nº. EEC 1941543, o Claflin Distinguished Scholar Award em nome do Comitê Executivo de Pesquisa do MGH e o Polsky Family Award for Leaders in Surgery. Reconhecemos o financiamento de pesquisa para a AAO da Hassenfeld Family Foundation, do Comitê Executivo de Pesquisa do MGH e do Centro de Diversidade e Inclusão do MGH. Reconhecemos o financiamento de pesquisa para GO da Sarnoff Cardiovascular Research Foundation.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Torneira de 4 vias Smiths Medical 
4-0 Suturas de ProleneEthicon Sutura 5-0 8711
Fine Scientific Tools18020-50
Conector Aórtico VentriFLO Inc 
Cânula de raiz aórticaMedtronic Inc 10012
Albumina de Soro BovinoSigmaA7906
Cloreto de CálcioSigmaC7902
Cell Saver Medtronic Inc Cartuchos ATLG
Cell Saver Medtronic Inc ATLS00
DextranSigma31389
eletrodos epicárdicos de EKG VentriFLO Inc 
Suporte e suportes de equipamento personalizados VentriFLO Inc 
Marca-passo ExternoMedtronic Inc 5392
Falcon High Clarity 50mLSondas de Fluxo Fisher Scientific14-432-22
 TranSonic Sytems inc 1828
Heparina Sódio Injetável MedplusG-0409-2720-0409-2721
Oxigenador de fibra oca e Venoso  ReseviorMedtronic Inc BBP241Affinity Pixie, 1L
HTP 1500  Bomba de Terapia de CalorHTP6826619
InsulinaHumulin RMGH Farmácia
Sistema de Aquisição de Dados IworxIworxIX-RA-834
Krebs-Henseleit BufferSigmaK3753
Filtro de LeucócitosHaemoneticsSB1E
Organ ChamberVentriFLO Inc 
Fios de Estimulação Personalizados BiopolarMedtronic Inc 6495
Penicilina-EstreptomicinaThermoFisher Scientific15140122
Transmissores de Pressão IworxBP100
VentriFLO Inc 2100-0270
Tubulação de PVC Medtronic Inc 
Cânula de Ponta de Metal em Ângulo Reto 20FMedtronic Inc 67318
Bicarobonato de SódioSigma5761
Padrão PHD ULTRA CPHarvard Aparatus88-3015
7in Medtronic Inc 79006
Caixa de fluxo transônicoTranSonic Sytems Inc T402
Resistência VenosaMedtronic Inc CB841Affinity Fusion, 4L
WIndKessel BagVentriFLO Inc Adaptador Y feito sob medida
Medtronic Inc 10005
MX9341L feita sob medida PersonalizadoTubos cônicos Bomba Pulsátil HY10Z49R9 Kit de Torniquete

Referências

  1. Khush, K. K., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult heart transplantation report-2018; Focus Theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1155-1168 (2018).
  2. Colvin, M., et al. OPTN/SRTR 2018 Annual Data Report: Heart. Am J Transplant. 20, Suppl s1 340-426 (2020).
  3. Truby, L. K., Rogers, J. G. Advanced heart failure: Epidemiology, diagnosis, and therapeutic approaches. JACC Heart Fail. 8 (7), 523-536 (2020).
  4. Bakhtiyar, S. S., et al. Survival on the heart transplant waiting list. JAMA Cardiol. 5 (11), 1227-1235 (2020).
  5. Jou, S., et al. Heart transplantation: advances in expanding the donor pool and xenotransplantation. Nat Rev Cardiol. 21 (1), 25-36 (2023).
  6. Higuita, M. L., et al. Novel imaging technologies for accurate assessment of cardiac allograft performance. Curr Transplantat Rep. 10 (3), 100-109 (2023).
  7. Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics((R)) Organ Care System. Future Cardiol. 18 (1), 5-15 (2022).
  8. Bryner, B. S., Schroder, J. N., Milano, C. A. Heart transplant advances: Ex vivo organ-preservation systems. JTCVS Open. 8, 123-127 (2021).
  9. Pahuja, M., et al. Overview of the FDA's Circulatory System Devices Panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart-portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system. Am Heart J. 247, 90-99 (2022).
  10. Hamed, A., et al. 19: serum lactate is a highly sensitive and specific predictor of post cardiac transplant outcomes using the organ care system. J Heart Lung Transplant. 28 (2), 71(2009).
  11. Cernic, S., et al. Lactate during ex-situ heart perfusion does not predict the requirement for mechanical circulatory support following donation after circulatory death (DCD) heart transplants. J Heart Lung Transplant. 41 (9), 1294-1302 (2022).
  12. Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. J Heart Lung Transplant. 35 (12), 1443-1452 (2016).
  13. Sommer, W., et al. Hemodynamic and functional analysis of human DCD hearts undergoing Normothermic ex vivo perfusion. Thoracic Cardiovascular Surg. 66 (01), 268(2018).
  14. Lewis, J. K., et al. The Grand Challenges of Organ Banking: Proceedings from the first global summit on complex tissue cryopreservation. Cryobiology. 72 (2), 169-182 (2016).
  15. Ribeiro, R. V. P., et al. A pre-clinical porcine model of orthotopic heart transplantation. J Vis Exp. (146), e59197(2019).
  16. Ribeiro, R., et al. Contractility versus metabolic cardiac assessment during ex situ heart perfusion: a pre-clinical transplant study. J Heart Lung Transplant. 38 (4), S240(2019).
  17. Ribeiro, R. V. P., et al. Comparing donor heart assessment strategies during ex situ heart perfusion to better estimate posttransplant cardiac function. Transplantation. 104 (9), 1890-1898 (2020).
  18. Gellner, B., et al. The implementation of physiological afterload during ex situ heart perfusion augments prediction of posttransplant function. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 318 (1), H25-H33 (2020).
  19. Kung, E. O., Taylor, C. A. Development of a physical Windkessel module to re-create in vivo vascular flow impedance for in vitro experiments. Cardiovasc Eng Technol. 2 (1), 2-14 (2011).
  20. Pigot, H., et al. A novel nonlinear afterload for ex vivo heart evaluation: Porcine experimental results. Artif Organs. 46 (9), 1794-1803 (2022).
  21. Hill, A. J., et al. In vitro studies of human hearts. Ann Thorac Surg. 79 (1), 168-177 (2005).
  22. Saito, S., et al. Mitral valve motion assessed by high-speed video camera in isolated swine heart. Eur J Cardiothorac Surg. 30 (4), 584-591 (2006).
  23. Rosenstrauch, D., et al. Ex vivo resuscitation of adult pig hearts. Tex Heart Inst J. 30 (2), 121-127 (2003).
  24. Hatami, S., et al. Normothermic ex situ heart perfusion in working mode: Assessment of cardiac function and metabolism. J Vis Exp. (143), e58430(2019).
  25. Xin, L., et al. A new multi-mode perfusion system for ex vivo heart perfusion study. J Med Syst. 42 (2), 25(2017).
  26. Hatami, S., et al. The position of the heart during normothermic ex situ heart perfusion is an important factor in preservation and recovery of myocardial function. ASAIO J. 67 (11), 1222-1231 (2021).
  27. Abicht, J. M., et al. Large-animal biventricular working heart perfusion system with low priming volume-comparison between in vivo and ex vivo cardiac function. Thorac Cardiovasc Surg. 66 (1), 71-82 (2018).
  28. Schechter, M. A., et al. An isolated working heart system for large animal models. J Vis Exp. (88), e51671(2014).
  29. Alamouti-Fard, E., et al. Normothermic regional perfusion is an emerging cost-effective alternative in donation after circulatory death (DCD) in heart transplantation. Cureus. 14 (6), e26437(2022).
  30. TransMedics, Inc. TransMedics Organ Care System OCS Heart User Guide. , (2021).
  31. Messerli, F. H. Vasodilatory edema: a common side effect of antihypertensive therapy. Curr Cardiol Rep. 4 (6), 479-482 (2002).
  32. Headrick, J. P., et al. Adenosine and its receptors in the heart: regulation, retaliation and adaptation. Biochim Biophys Acta. 1808 (5), 1413-1428 (2011).
  33. Watanabe, M., Okada, T. Langendorff perfusion method as an ex vivo model to evaluate heart function in rats. Methods Mol Biol. 1816, 107-116 (2018).
  34. Isath, A., et al. Ex vivo heart perfusion for cardiac transplantation allowing for prolonged perfusion time and extension of distance traveled for procurement of donor hearts: An initial experience in the United States. Transplant Direct. 9 (3), e1455(2023).
  35. Hatami, S., et al. Myocardial functional decline during prolonged ex situ heart perfusion. Ann Thorac Surg. 108 (2), 499-507 (2019).
  36. Villanueva, J. E., et al. Expanding donor heart utilization through machine perfusion technologies. Curr Transplantat Rep. 9 (4), 219-226 (2022).
  37. Niederberger, P., et al. Heart transplantation with donation after circulatory death: what have we learned from preclinical studies. Circulation: Heart Failure. 12 (4), e005517(2019).
  38. Hassan, O. K. A., Higgins, A. R. The role of multimodality imaging in patients with heart failure with reduced and preserved ejection fraction. Curr Opin Cardiol. 37 (3), 285-293 (2022).
  39. Sandefur, C. C., Jialal, I. Atrial Natriuretic Peptide. StatPearls Publishing. , Treasure Island, FL. (2024).
  40. Buttner, P., et al. Role of NT-proANP and NT-proBNP in patients with atrial fibrillation: Association with atrial fibrillation progression phenotypes. Heart Rhythm. 15 (8), 1132-1137 (2018).
  41. Kohl, P., Hunter, P., Noble, D. Stretch-induced changes in heart rate and rhythm: clinical observations, experiments and mathematical models. Prog Biophys Mol Biol. 71 (1), 91-138 (1999).
  42. Safar, M. E., Lévy, B. I. Resistance vessels in hypertension. Comp Hypertension. , 145-150 (2007).
  43. Belz, G. G. Elastic properties and Windkessel function of the human aorta. Cardiovasc Drugs Ther. 9 (1), 73-83 (1995).
  44. Heward, S. J., Widrich, J. Coronary perfusion pressure. StatPearls Publishing. , Treasure Island, FL. (2019).
  45. Conway, J. Clinical assessment of cardiac output. Eur Heart J. 11, Suppl I 148-150 (1990).
  46. Stonko, D. P., et al. A technical and data analytic approach to pressure-volume loops over numerous cardiac cycles. JVS-Vascular Science. 3, 73-84 (2022).
  47. D'Alessandro, D. A., et al. Hemodynamic and clinical performance of hearts donated after circulatory death. J Am Coll Cardiol. 80 (14), 1314-1326 (2022).
  48. Joseph, S. M., et al. Acute decompensated heart failure: contemporary medical management. Tex Heart Inst J. 36 (6), 510-520 (2009).

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