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Isolamento de células endoteliais pancreáticas de camundongo

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DOI:

10.3791/66690

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21 de junho de 2024

 ,  ,  ,  , 
1Irell and Manella Graduate School, City of Hope, 2Department of Diabetes Complications and Metabolism, City of Hope

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve o isolamento de células endoteliais de camundongos de todo o pâncreas.

Resumo

O pâncreas é um órgão vital para manter o equilíbrio metabólico dentro do corpo, em parte devido à sua produção de hormônios metabólicos, como insulina e glucagon, bem como enzimas digestivas. O pâncreas também é um órgão altamente vascularizado, uma característica facilitada pela intrincada rede de capilares pancreáticos. Esta extensa rede capilar é composta de células endoteliais (CEs) altamente fenestradas importantes para o desenvolvimento e função do pâncreas. Assim, a disfunção dos CEs pode contribuir para a do pâncreas em doenças como diabetes e câncer. Assim, pesquisar a função dos CEs pancreáticos (CEPs) é importante não apenas para a compreensão da biologia do pâncreas, mas também para o desenvolvimento de suas patologias. Modelos de camundongos são ferramentas valiosas para estudar doenças metabólicas e cardiovasculares. No entanto, não existe um protocolo estabelecido com detalhes suficientes descritos para o isolamento de pECs de camundongos devido à população relativamente pequena de ECs e às abundantes enzimas digestivas potencialmente liberadas do tecido acinar que podem levar a danos celulares e, portanto, baixo rendimento. Para enfrentar esses desafios, criamos um protocolo para enriquecer e recuperar pECs de camundongos, combinando dissociação física e química suave e seleção mediada por anticorpos. O protocolo apresentado aqui fornece um método robusto para extrair CEs intactos e viáveis de todo o pâncreas do camundongo. Este protocolo é adequado para vários ensaios a jusante e pode ser aplicado a vários modelos de camundongos.

Introdução

O pâncreas, fundamental para o controle metabólico e a homeostase, é um órgão altamente vascularizado. O pâncreas tem funções endócrinas e exócrinas, controlando a regulação da glicose no sangue e das enzimas digestivas, respectivamente. Esses dois compartimentos estão ligados entre si pela extensa rede de vasos sanguíneos pancreáticos, facilitando a troca e o transporte de oxigênio, hormônios e enzimas. Criticamente, essa densa rede capilar penetra na ilhota de Langerhans, um aglomerado de células reguladoras de hormônios dentro do pâncreas responsável por sua função endócrina, consistindo nas células alfa (α) secretoras de glucagon, nas células beta (β) secretoras de insulina e nas células delta (δ) secretoras de somatostatina 1,2. Embora as ilhotas representem apenas 1-2% da massa pancreática, elas recebem 20% do fluxo sanguíneo total3, destacando a importância da vasculatura das ilhotas. Os capilares pancreáticos são constituídos principalmente por células endoteliais (CEs) altamente fenestradas, que são circundadas por pericitos murais. Esses CEs capilares desempenham um papel vital no desenvolvimento, maturação e (des)função das ilhotas e formam conversas cruzadas íntimas com várias células endo e exócrinas4 (Figura 1).

A disfunção endotelial tem sido observada tanto no diabetes tipo 1 quanto no tipo 2, as condições mais comuns causadas pela disfunção das ilhotas pancreáticas 5,6. Tanto a densidade microvascular quanto a morfologia das ilhotas podem ser alteradas no diabetes7. Além disso, o câncer de pâncreas, um tumor altamente agressivo que também pode se manifestar como diabetes, é caracterizado por alta densidade microvascular com má perfusão8. Dados os papéis estruturais e funcionais fundamentais dos CEs no tecido pancreático normal e doente, há uma necessidade pertinente de estudar os CEPs no desenvolvimento, fisiologia e patologia para desvendar os mecanismos que impulsionam a saúde ou as doenças.

Numerosos protocolos foram desenvolvidos para o isolamento de CEs de diferentes doenças murinas (por exemplo, cérebro 9,10, pulmão11, coração12, fígado13, músculos esqueléticos14 e tecidos adiposos15) e humanas (por exemplo, cérebro16, tecido adiposo visceral17,18, nervos periféricos19, pulmão 20,21,22 e artéria mesentérica23) tecidos. Esses protocolos geralmente envolvem o uso de digestões enzimáticas (por exemplo, por colagenase, tripsina24, dispase 24,25 e liberase26), seguidas por uma etapa de enriquecimento baseada em anticorpos. Além disso, esses protocolos tendem a depender de durações prolongadas de digestões em altas concentrações de enzimas com agitação vigorosa a 37 ° C (Tabela 1). Devido às características únicas do pâncreas, incluindo o fato de abrigar uma infinidade de enzimas digestivas endógenas, esses protocolos existentes não podem ser aplicados diretamente para isolar pECs. Primeiro, a composição da matriz extracelular (MEC) do pâncreas é diferente de outros tecidos. Embora a colagenase seja comumente usada para isolamento de EC, existem vários subtipos com diferentes capacidades de dissociação específicas do tecido, exigindo otimização. Em segundo lugar, e crucial para o isolamento de pEC, a liberação e ativação de enzimas endógenas pancreáticas podem dificultar significativamente o processo de isolamento. Para este fim, deve-se tomar cuidado para minimizar a ruptura das células acinares exócrinas (a fonte primária de zimogênios, proteases e RNase27), que podem induzir mais danos celulares e resultar em baixa viabilidade celular e afetar a recuperação geral 27,28,29.

Para enfrentar esses desafios, adaptamos métodos de protocolos de isolamento de CE existentes e estabelecemos um novo protocolo adequado para isolamento de CE de pâncreas de camundongos. Especificamente, descrevemos aqui um fluxo de trabalho (Figura 2) usando colagenase Tipo I (normalmente implementada para isolamento de CE pulmonar), temperaturas de digestão mais baixas e sem agitação (para evitar a ativação de zimogênios pancreáticos) e suplementação de DNase 30,31,32 (para prevenir a apoptose induzida por DNA e melhorar a viabilidade celular, e um anticorpo para CD31 33 (PECAM1, um marcador pan-EC). O protocolo descrito produz populações de CE isoladas do pâncreas de camundongos que podem ser usadas para perfis de expressão gênica e ensaios de proteínas.

Protocolo

O isolamento tecidual foi realizado de acordo com o protocolo de estudo aprovado #17010 pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) do Beckman Research Institute, City of Hope (Duarte, Califórnia, EUA). Aqui, usamos Tie-2CreERT2; Rosa26-TdLinha de camundongos de tomate em fundo C57BL/6 com 8 a 12 semanas de idade. Nessa linha, os CEs são marcados com TdTomato quando induzidos com tamoxifeno, conforme descrito anteriormente34. No entanto, este protocolo pode ser adaptado para todas as idades de camundongos adultos com diferentes genótipos e origens genéticas.

1. Coleta de tecido (tempo estimado: 1-2 h)

NOTA: A estimativa de tempo é de 15 min/animal, recomenda-se no máximo 3 animais agrupados por amostras de dissociação.

  1. Eutanásia dos animais por overdose de dióxido de carbono (CO2), seguida de confirmação secundária de morte. Antes da dissecção, borrife todo o corpo com etanol a 70% (EtOH), desinfetando completamente a área de operação.
  2. Estique e prenda os membros usando alfinetes. Usando uma tesoura cirúrgica, faça uma pequena incisão na linha média através da pele e do peritônio, começando na região abdominal inferior e estendendo-se em direção à região torácica.
  3. Exponha a caixa torácica cortando o diafragma e levante a caixa torácica para expor o coração.
  4. Insira uma agulha (25G-30G) conectada a uma seringa contendo PBS estéril gelada no ventrículo esquerdo do coração.
  5. Inicie a perfusão injetando o PBS através do coração a uma taxa de 5 a 10 mL / min. Pare após injetar 10 mL ou até que o fígado e os rins fiquem descoloridos.
  6. Após a perfusão, localize o pâncreas (abaixo do estômago e aderido ao duodeno)35 (Figura 3A) e remova-o cuidadosamente com tesoura de dissecação e pinça.
  7. Uma vez isolado, transfira o pâncreas para um tubo de 50 mL contendo 10 mL de PBS gelado + inibidor de tripsina 0,2 mg / mL, mantenha no gelo (Figura 3B).
    NOTA: O pâncreas de no máximo 3 camundongos pode ser agrupado nesta etapa e transferido para 1 tubo. As amostras podem ser mantidas no gelo por um tempo máximo de 2 h.

2. Preparação da colagenase (tempo estimado: 15-30 min)

  1. Prepare soluções e tampões conforme descrito abaixo.
    1. Solução de dissociação: Adicione colagenase Tipo I em tubo de 50 mL a uma concentração final de 1 mg / mL em solução salina tamponada com fosfato de Dulbecco (DPBS 1x (Ca2+, Mg2+; ver Tabela de Materiais) e 0,001 U / mL DNase I + 0,2 mg / mL de inibidor de tripsina.
    2. Solução de parada de dissociação: Adicione solução salina tamponada com fosfato (PBS 1x, sem Ca2+, Mg2+; o mesmo para todo o resto PBS neste protocolo; ver Tabela de Materiais), 5% de Albumina de Soro Bovino (BSA), 0,001 U / mL DNase I ou DMEM + 10% FBS + 0,001 MU / mL DNase I.
    3. Tampão de lavagem: Adicione PBS 1x, 0,5% de albumina de soro bovino (BSA), 0,001 U / mL de DNase I + 0,05 mg / mL de inibidor de tripsina.
  2. Dissolva completamente os tampões e filtre através de um filtro de 0,22 μm. Reserve e mantenha no gelo.

3. Digestão (tempo estimado: 40 min-1 h)

  1. Remova o pâncreas do PBS gelado e coloque na placa de Petri em cima do gelo. Remova cuidadosamente o excesso de tecido (por exemplo, baço, gordura, detritos) com tesouras cirúrgicas e pinças (Figura 3C).
    NOTA: É crucial remover a gordura, pois o excesso de lipídios pode interferir na digestão dos tecidos.
  2. Transfira o pâncreas de camundongo aparado para um tubo de 5 mL contendo 1 mL de solução de dissociação.
  3. Mantenha o tubo no gelo e pique os tecidos pancreáticos com uma tesoura de dissecação em pedaços finos pipetáveis, por exemplo, 0,5 mm ou 1 mm. Transfira o lisado para um tubo de 50 mL e mantenha no gelo.
  4. Adicione mais pâncreas ao tubo de 5 mL usado para picar inicialmente o tecido pancreático e adicione mais 1 mL de colagenase. Repita conforme necessário para várias preparações de pâncreas.
  5. Adicione 2 mL de solução de colagenase ao tubo de 5 mL para remover qualquer tecido pancreático residual e transfira para o tubo de 50 mL. O volume total da colagenase deve ser de 5 mL para 3 pâncreas ou 3 mL para um único pâncreas.
  6. Uma vez que todas as amostras tenham sido submetidas à dissociação mecânica, transfira os tubos de 50 ml contendo os lisados de tecidos homogeneizados para um banho-maria a 37 °C e incube durante 10 min.
    NOTA: Não agite vigorosamente ou agite vigorosamente a mistura de tecidos durante este processo, pois isso pode causar a ruptura dos tecidos acinares e a liberação de enzimas endógenas abundantes e DNA.
  7. Retire os tubos do banho-maria e agite suavemente para misturar bem, e deixe em banho-maria por mais 10 min.
    NOTA: Não exceda 30 min em banho-maria a 37 °C para evitar a digestão excessiva.
  8. Coloque os tubos no gelo e deixe o homogeneizado assentar por gravidade. Uma vez assentado, transferir o sobrenadante através de um filtro de 70 μm e adicionar 5 ml de solução de parada de dissociação.
  9. Adicione mais 1 ml de solução de dissociação ao sedimento restante e triture com uma agulha 18G.
  10. Passe o homogeneizado restante pelo filtro e lave com mais 5 ml de solução de parada de dissociação.
  11. Centrifugar a suspensão da célula a 300 x g durante 10 min, a 4 °C. Remover completamente o sobrenadante por aspiração e manter o sedimento celular no gelo.
  12. Ressuspenda o pellet celular com 1 mL de tampão de lavagem e transfira para um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL.
  13. Pegue uma pequena alíquota do pellet de célula ressuspensa (10 μL) e misture com azul de tripano na proporção de 1:1 para contar as células usando um contador de células e medir a viabilidade.

4. Enriquecimento de células endoteliais (CE) (tempo estimado: 2-3 h)

  1. Adicione 1 μL de anticorpo anti-CD31-biotina para cada 1 x 107 células contadas e incube por 30 min a 4 ° C em um rotador (cerca de 5 μL por 3 pâncreas).
  2. Adicione 20 μL de microesferas anti-biotina e incube por 40 min a 4 ° C em um rotador de tubo.
  3. Configure um suporte magnético com o suporte do separador de coluna e aplique a coluna. Equilibre a coluna com 3 mL de tampão de lavagem.
  4. Adicione sample à coluna e lave com um total de 9 mL de tampão de lavagem.
    NOTA: Se a concentração de células for alta, dilua as células com mais 2 mL de tampão de lavagem em um tubo separado. Adicione 1 mL de amostra de cada vez na coluna para evitar que a coluna entupa.
  5. Remova a coluna do suporte da coluna e coloque em um tubo de 15 mL. Adicione 5 mL de tampão de lavagem à coluna. Use o êmbolo para empurrar as células para baixo na coluna e coletar a eluição (que contém EC enriquecido).
  6. Centrifugar para baixo o escoamento e a fracção de eluição/EC a 300 x g durante 10 min a 4 °C. Conte as células e meça a viabilidade como na etapa 3.13.
  7. Valide o enriquecimento de EC via qPCR de frações de fluxo e EC. Use NK6 Homeobox 1 (Nkx6.1) como um marcador geral para células endócrinas e molécula de adesão plaquetária e endotelial (Pecam1) como um marcador para EC33. Use 36B4 (Rplp0, fosfoproteína ribossômica ácida p0) como um controle interno para a normalização da expressão gênica.
    NOTA: As amostras coletadas podem ser usadas para análises de proteínas ou RNA nesta etapa.

5. Cultura de pECs

  1. Preparar o meio M199. O suplemento M199 é médio a uma concentração final de 20% de soro fetal bovino (FBS) e 0,1% de penicilina-estreptomicina.
  2. Cubra uma placa de cultura de células de 60 mm com colágeno tipo I (1 mg / mL em ácido acético 0,1 M) e deixe descansar por 30 min em temperatura ambiente.
  3. Remova o colágeno tipo I e enxágue a placa com 1X PBS, duas vezes. Adicione 2 mL de meio M199 preparado e coloque a placa de cultura de células na incubadora de cultura de células padrão (5% CO2, 37 ° C) por 5 min.
  4. Uma vez que as células tenham sido isoladas, adicione células isoladas à placa de cultura de células M199 pré-aquecida. Mantenha as células em condições de cultura por aproximadamente 14 dias e troque o meio a cada 2-3 dias.

Resultados

Seguindo este protocolo, aproximadamente 2 x 106 células vivas podem ser obtidas ao agrupar 3 pâncreas de camundongos e 750.000 células de um único pâncreas de camundongo. Para validar o enriquecimento da CE, realizamos as seguintes análises: 1) PCR quantitativo: em comparação com as amostras de fluxo contínuo (FT) (ou seja, as frações ligadas ao anticorpo não CD31), as frações de CE apresentaram níveis significativamente mais altos de Pecam1 (codificando CD31) e Kdr (codificando VEGFR2), dois genes marcadores de CE33 e níveis mais baixos de NK6 homeobox 1 (Nkx6.1), um fator de transcrição nas células endócrinas pancreáticas (Figura 4A); 2) western blotting: amostras enriquecidas com CE de três preparações (pEC-1-3) mostraram fortes sinais de CD31 no tamanho esperado (~ 130 kDa). Em comparação, as amostras de entrada e FT mostraram sinal mínimo de CD31. Como controle positivo, os lisados de células MS1, uma linhagem celular pEC, também apresentaram forte sinal de CD31 (Figura 4B); 3) coloração com azul de tripano: verificamos que a viabilidade das células isoladas foi de cerca de 50% (Figura 4C); 4) citometria de fluxo seguindo um protocolo publicado15 : por meio de gating na população de células vivas (Figura 4D), descobrimos que as células CD31+ estavam em 88% e as células TdTomato+ estavam em 76%. É importante notar que a maioria das células isoladas co-expressa CD31 e TdTomato (Figura 4E). Como controles negativos, as células MS1 não coradas e MS1 incubadas com IgG não apresentaram células vivas marcadas por CD31. Como controle positivo, ou seja, as células MS1 coradas para CD31 apresentaram cerca de 100% de células CD31+ vivas (Figura 4F). Também cultivamos as células isoladas, realizamos a coloração por imunofluorescência de PECAM1 seguindo um protocolo publicado36 e imageamos o TdTomato, que mostrou sinais robustos de ambos os marcadores nas células isoladas, sugerindo a presença de CEs (Figura 4G).

Diagrama do pâncreas ilustrando CEs intra-ilhotas para estudo da estrutura vascular e análise da interação celular.
Figura 1: Ilustração da vascularização do pâncreas e ilhotas pancreáticas. Uma representação pictórica das células endoteliais pancreáticas (CEs) e CEs intra-ilhotas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Diagrama de pâncreas unicelular; centrifugação, marcação de CD31-biotina, análise de fluxo.
Figura 2: Visão geral do fluxo de trabalho. 1) Dissecção do pâncreas, 2) digestão mecânica, 3) incubação enzimática, 4) centrifugação, 5a) remoção do sobrenadante e 5b) digestão secundária de colagenase dos pellets celulares com trituração para filtragem em 6), 7) e 8) reconstituição do pellet e ligação de anticorpos, 9) incubação de microesferas, 10) enriquecimento da coluna MACS, 11) contagem de células para viabilidade e 12) análise a jusante. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Dissecção de tecido mostrando o processo de colheita, isolamento e corte do pâncreas em pesquisa biológica.
Figura 3: Etapas do processamento de tecidos. Imagens de (A) a cavidade abdominal, (B) o pâncreas de camundongo isolado e (C) o pâncreas de camundongo aparado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Expressão gênica, análise de CD31, DAPI, classificação celular, fluorescência e resultados de citometria de fluxo.
Figura 4: Validação de frações de EC isoladas do pâncreas de camundongo. (A) qPCR de amostras de FT e fração de EC enriquecida com CD31 para enriquecimento. Pecam1 (CD31), Kdr (VEGFR2) e Nkx6.1 (fator de transcrição específico de β células pancreáticas)33. * denota p <0,05 em comparação com FT com base em testes t . n = 3-4 amostras agrupadas, consistindo de 3 camundongos cada. (B) Western blotting de CD31. pEC-1-3 indicam CEs enriquecidos de 3 amostras separadas de camundongos agrupados. Lisados celulares de 30 mg foram carregados em cada pista, seguidos pela coloração S de Ponceau. (C) Contagem de células e coloração com azul de tripano de pECs enriquecidos para ensaio de viabilidade. (D) Estratégia de gating por citometria de fluxo para pECs de camundongos corados por 4 ', 6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) e anticorpo CD31. (E) Histogramas de citometria de fluxo de MS1 não corado (canto superior esquerdo), MS1 corado com anticorpo secundário AlexaFluor-488 (controle IgG; canto superior direito), MS1 corado com CD31 (canto inferior esquerdo) e os pECs de camundongo isolados corados com CD31 (canto inferior direito). (F) Porcentagem de células vivas quantificadas por citometria de fluxo. (G) Imunofluorescência da expressão de CD31 (verde) com contracoloração DAPI (azul) e repórter fluorescente TdTomato endógeno (vermelho). Barra de escala = 100 μm. Clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Microscopia de imunofluorescência CD31/CD144/DAPI, análise da expressão gênica UMAP de Cdh5, Pecam1.
Figura 5: Especificidade de CD31 e CD144 no pâncreas de camundongo. (A) Imunofluorescência do pâncreas de camundongo com CD31 (Magenta) e CD144 (Ciano), com contracoloração DAPI. Imagem capturada usando uma lente de 10x sob um microscópio invertido fluorescente de campo amplo. Barra de escala = 100 μm. Linhas tracejadas demarcam a área da ilhota. (B) Uniform Manifold Approximation and Projection (UMAP) mostrando a expressão de Cdh5 e Pecam1 nas ilhotas CEs de camundongos C57BL6 detectados por scRNA-seq (GSE128565)37. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

EnzimaUsarTemperatura e TempoReferência
Colagenase IDissociação de célula única, enriquecimento de EC do pâncreas inteiro37 °C, 20 minEste protocolo
Colagenase IVIsolamento de ilhotas e dissociação não enzimática37 °C, 20 min46
Colagenase + TripsinaExaminando células ductais no pâncreas de camundongos37 °C, 30 min47
Colagenase BSuspensão unicelular do pâncreas37 °C, 30 min48
Colagenase NBIIsolamento de ilhotas37 °C, 30 min49
Colagenase PAcinar suspensão viável37 °C, 15 min45
Colagenase XIIsolamento de ilhotas37 °C, 15 min35
ExibirSuspensão unicelular37 °C, 45 min24
LiberaseSuspensão unicelular37 °C, 10 min25, 48
TripsinaDissociação de célula única, pâncreas inteiro4 °C, O/N28

Tabela 1: Resumo de vários protocolos usados para processar amostras de pâncreas de camundongos.

Discussão

Neste artigo, apresentamos um protocolo para enriquecimento e isolamento dos pECs. Semelhante aos protocolos anteriores de isolamento de CE de outros tecidos ou órgãos, este protocolo consiste em três processos principais, a saber, dissociação física, digestão enzimática e enriquecimento de CE baseado em anticorpos. Para enfrentar os desafios únicos no processamento do pâncreas, introduzimos várias adaptações importantes e etapas críticas em nosso protocolo: 1) uma digestão suave de colagenase em uma etapa com um curto tempo de incubação, 2) suplementação de maior concentração de DNase e um inibidor de tripsina para minimizar a contaminação do DNA e a digestão endógena da enzima, que pode interferir na ligação do anticorpo e, assim, diminuir o enriquecimento e a viabilidade do EC e 3) contagem de células após a etapa de digestão para ajustar como muito anticorpo é adicionado à amostra para otimizar o enriquecimento de EC. No processo de otimização deste protocolo, testamos outras enzimas usadas em estudos anteriores, por exemplo, tripsina28, colagenase tipoIV 31 e outras temperaturas de digestão, por exemplo, 4 ° C, bem como diferentes tempos de incubação (Tabela 1). Descobrimos que a colagenase Tipo I, 20 min, a 37 ° C é a condição ideal para o isolamento de pEC em camundongos e usamos isso aqui. Embora a adição de um anticoagulante durante a perfusão possa melhorar a viabilidade celular geral, o agente anticoagulante típico, por exemplo, EDTA ou heparina, pode interferir na atividade de certas enzimas, por exemplo, colagenase para dissociação celular e transcriptase reversa usada na qPCR. Para evitar o efeito inesperado/indesejável desses anticoagulantes, utiliza-se PBS (sem Ca2+ e Mg2+) para perfusão.

Nós nos concentramos no desenvolvimento de um protocolo para enriquecer a população de CE a partir de pâncreas inteiros de camundongos, que incluiria CEs intra-ilhotas e CEs nos tecidos exócrinos, resultando em um maior rendimento. No protocolo atual, agrupamos 3 animais durante a etapa de dissociação e, em média, obtivemos uma suspensão unicelular com aproximadamente 2,0 x 106 células viáveis. Também testamos amostras de um único pâncreas de camundongo e cerca de 750.000 células podem ser obtidas. Vale a pena notar que, ao ajustar para processar um único animal, menos solução de dissociação (3 mL de dissociação por pâncreas) deve ser usada. Uma etapa crucial no protocolo é aparar e remover completamente qualquer gordura residual que esteja presa ao pâncreas (Figura 3B). A contaminação do tecido adiposo na digestão da colagenase interferirá na etapa de dissociação pancreática de uma única célula, diminuindo a viabilidade celular nas etapas subsequentes de enriquecimento38. Além disso, para enriquecer os pECs, usamos um marcador de superfície pan-EC, PECAM1 / CD31. Usando o anticorpo PECAM1/CD31, fomos capazes de enriquecer significativamente as frações de EC, evidenciadas pela análise da expressão gênica. No desenvolvimento deste protocolo, também testamos a utilidade do anticorpo CD144, que também tem sido comumente usado para isolar ECs13. No entanto, não foi possível enriquecer os pECs (dados não mostrados). Curiosamente, a coloração imunofluorescente revelou que, enquanto o CD31 é expresso em todos os CEs no tecido do pâncreas, o anticorpo CD144 parece corar apenas os CEs intra-ilhotas (Figura 5A). Além disso, analisamos dados de RNA-seq de célula única disponíveis publicamente de ilhotas isoladas de camundongos C57BL / 6 (GSE128565) 37 e descobrimos que aproximadamente 50% dos CEs de ilhotas mostram expressão de Cdh5 (VE-Cad) e Pecam1, mas o restante dos CEs de ilhotas expressa apenas Cdh5 ou Pecam1 (Figura 5B). Assim, especulamos que os anticorpos CD31 são mais apropriados para o isolamento de pEC e a utilidade do anticorpo CD144 para esse fim justifica investigações futuras. Além disso, existem anti-CD31 comercialmente disponíveis conjugados com esferas magnéticas que podem simplificar a etapa de ligação do anticorpo em duas etapas para uma única etapa.

Conforme demonstrado, realizamos qPCR, immunoblotting, citometria de fluxo e coloração imunofluorescente para validar a fração EC isolada. É concebível que essas frações possam ser submetidas a outros ensaios, como (sc)RNA-seq e espectrometria de massa. Uma limitação deste protocolo é que não conseguimos alcançar uma subcultura robusta e realizar ensaios funcionais. Dado que a subcultura de CEs de camundongos isolados tem se mostrado desafiadora, esta é uma área que justifica esforços futuros. Uma maneira de resolver isso pode ser a introdução do antígeno T grande, que tem sido usado para imortalizar células primárias39.

Os recentes avanços e a aplicação do sequenciamento de scRNA permitiram o perfil de alta resolução das células pancreáticas40 e especialmente das células das ilhotas41. No entanto, a maioria dos estudos existentes se concentrou em populações de células endócrinas e usou protocolos de dissociação de tecidos que não retêm CEs de forma eficiente. Como resultado, as frações de CE muitas vezes acabam escassas, constituindo apenas 3% -5% em todas as populações de células capturadas 42,43,44. Um protocolo recente usa digestão e desativação enzimática em duas etapas e uma etapa de classificação de células ativadas por fluorescência e recupera CEs em 12% de toda a população de células pancreáticas45. Complementar a este protocolo, nosso protocolo fornece um fluxo de trabalho simplificado, que pode ser mais econômico e menos exigente tecnicamente caso os CEs sejam o foco do estudo. Embora este protocolo tenha sido testado apenas no pâncreas de camundongos, ele pode ser ampliado e adaptado para isolar CEs de outros organismos, incluindo o pâncreas humano.

Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Os autores agradecem ao Dr. Brian Armstrong, da City of Hope, e a Mindy Rodriguez, da Universidade da Califórnia, Riverside, pela assistência técnica. Este estudo foi financiado em parte por doações do NIH (R01 HL145170 para ZBC), Ella Fitzgerald Foundation (para ZBC), City of Hope (Prêmio de Inovação do Instituto de Pesquisa e Metabolismo de Diabetes Arthur Riggs) e Instituto de Medicina Regenerativa da Califórnia concessão EDU4-12772 (para AT). A pesquisa relatada nesta publicação incluiu trabalhos realizados na Microscopia de Luz e Imagem Digital apoiados pelo Instituto Nacional do Câncer do NIH sob o número de prêmio P30CA033572. A Figura 1 e a Figura 2 foram feitas com BioRender.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
EppendorfUSA Scientific1615-5500
10 cm pratoGenesee Scientific25-202
agulhas 25GBD305145
2X Taq Pro Universal SYBR qPCR Master MixVazymeQ712-03-AA
5 mL eppendorfThermo Fisher 
placa de 6 poçosGreiner Bio-One07-000-208
70 µ m coadorFisher22-363-548
Anti-CD31-biotinaMiltenyi BiotechREA784
Albumina de soro bovino tratada com choque térmicoFisherBP1600-100
CaCl2FisherBP510
CentrífugaEppendorf
Colágeno Tipo 1, de pele de bezerroSigma Aldrich& nbsp;C9791Reagente de fixação no protocolo
Colagenase Tipo 1 Contador
CountessThermo Fisher 
DAPIThermo Fisher D1306
bisturis de segurança descartáveisMyco Instrumentação6008TR-10
DNAse I Roche260913 
D-PBS (Ca2+,Mg2+)Thermo Fisher 
EtanolFisherBP2818-4
Soro bovino fetalFisher10437028
Incubadoramantida a 37 ° C 5% CO2
LS ColunasMiltenyi Biotech130-042-401
M199SigmaM2520-1L
MACS MultiStand com o Separador QuadroMACS Miltenyi Biotech130-042-303
Médio 199Sigma Aldrich M2520-10X
Microesferas anti-biotinaMicroscópio Miltenyi Biotech130-090-485
LeicaPara avaliar a morfologia celular
Grau Molecular ÁguaCorning46-000-CM
NaClFisherS271-1
New Brunswick Innova 44/44R Agitador orbital Eppendorf
PECAM1 (CD31) AnticorpoAbcamab56299imunofluorescência
PECAM1 (CD31) AnticorpoR& D SystemsAF3628
Phosphate Buffered Saline (10X) (sem Ca2+,sem Mg2+)Genesee Scientific25-507-XB
Primer 36B4 Forward mouseIDTAGATTCGGGATATGCTGTTGGC
Primer 36B4 Revese mouse IDTTCGGGTCCTAGACCAGTGTTC
Primer Kdr Forward mouse IDTTCCAGAATCCTCTTCCATGC
Primer Kdr Reverse mouseIDTAAACCTCCTGCAAGCAAATG
Primer Nkx6.1 Reverse mouse IDTCACGGCGGACTCTGCATCACTC
Primer Nxk6.1 Mouse para frenteIDTCTCTACTTTAGCCCCAGCG
Primer PECAM1 Mouse para frenteIDTACGCTGGTGCTCTATGCAAG
Primer PECAM1 Mouse reversoIDTTCAGTTGCTGCCCATTCATCA
RNase ZAPThermo Fisher AM9780
RNase-free águaTakaraRR036B
Estéreil 12" fórceps de comprimentoF.S.T91100-16
Fórceps fino estérilF.S.T11050-10
Tesoura fina estérilF.S.T14061-11
Placas de cultura de tecidos 2cmGenesee Scientific25-260
Reagente TRIzolInibidor
Trypan BlueCorning
Roche10109886001
Tween-20
VE-Caderina AnticorpoAbcamab33168imunofluorescência
Banho-maria
14282300 de Células Automático Worthington Bio LS004197 de imunofluorescência 14080055 de Tripsina MT25900CI Fisher 15596018  

Referências

  1. Ballian, N., Brunicardi, F. C. Islet vasculature as a regulator of endocrine pancreas function. World J Surg. 31 (4), 705-714 (2007).
  2. Almaca, J., Weitz, J., Rodriguez-Diaz, R., Pereira, E., Caicedo, A. The pericyte of the pancreatic islet regulates capillary diameter and local blood flow. Cell Metab. 27 (3), 630-644 (2018).
  3. Lifson, N., Lassa, C. V., Dixit, P. K. Relation between blood flow and morphology in islet organ of rat pancreas. Am J Physiol. 249, 1 Pt 1 E43-E48 (1985).
  4. Burganova, G., Bridges, C., Thorn, P., Landsman, L. The role of vascular cells in pancreatic beta-cell function. Front Endocrinol (Lausanne). 12, 667170(2021).
  5. Hadi, H. A., Suwaidi, J. A. Endothelial dysfunction in diabetes mellitus. Vasc Health Risk Manag. 3 (6), 853-876 (2007).
  6. Granlund, L., Hedin, A., Korsgren, O., Skog, O., Lundberg, M. Altered microvasculature in pancreatic islets from subjects with type 1 diabetes. PLoS One. 17 (10), e0276942(2022).
  7. Dai, C., et al. Pancreatic islet vasculature adapts to insulin resistance through dilation and not angiogenesis. Diabetes. 62 (12), 4144-4153 (2013).
  8. Nishikawa, Y., Tsuji, Y., Isoda, H., Kodama, Y., Chiba, T. Perfusion in the tissue surrounding pancreatic cancer and the patient's prognosis. Biomed Res Int. 2014, 648021(2014).
  9. Conchinha, N. V., et al. Protocols for endothelial cell isolation from mouse tissues: Brain, chord, lung, and muscle. STAR Protoc. 2 (3), 100508(2021).
  10. Ruck, T., Bittner, S., Epping, L., Herrmann, A. M., Meuth, S. G. Isolation of primary murine brain microvascular endothelial cells. J Vis Exp. (93), e52204(2014).
  11. Wang, J., Niu, N., Xu, S., Jin, Z. G. A simple protocol for isolating mouse lung endothelial cells. Sci Rep. 9 (1), 1458(2019).
  12. Sokol, L., et al. Protocols for endothelial cell isolation from mouse tissues: Small intestine, colon, heart, and liver. STAR Protoc. 2 (2), 100489(2021).
  13. Guo, Q., Furuta, K., Aly, A., Ibrahim, S. H. Isolation and characterization of mouse primary liver sinusoidal endothelial cells. J Vis Exp. (178), e63062(2021).
  14. Ieronimakis, N., Balasundaram, G., Reyes, M. Direct isolation, culture and transplant of mouse skeletal muscle derived endothelial cells with angiogenic potential. PLoS One. 3 (3), e0001753(2008).
  15. Tang, X., et al. Suppression of endothelial ago1 promotes adipose tissue browning and improves metabolic dysfunction. Circulation. 142 (4), 365-379 (2020).
  16. Navone, S. E., et al. Isolation and expansion of human and mouse brain microvascular endothelial cells. Nat Protoc. 8 (9), 1680-1693 (2013).
  17. Chaurasiya, V., et al. Human visceral adipose tissue microvascular endothelial cell isolation and establishment of co-culture with white adipocytes to analyze cell-cell communication. Exp Cell Res. 433 (2), 113819(2023).
  18. Villaret, A., et al. Adipose tissue endothelial cells from obese human subjects: Differences among depots in angiogenic, metabolic, and inflammatory gene expression and cellular senescence. Diabetes. 59 (11), 2755-2763 (2010).
  19. Domer, P., et al. Rapid and efficient immunomagnetic isolation of endothelial cells from human peripheral nerves. Sci Rep. 11 (1), 1951(2021).
  20. Comhair, S. A., et al. Human primary lung endothelial cells in culture. Am J Respir Cell Mol Biol. 46 (6), 723-730 (2012).
  21. Hewett, P. W., Murray, J. C. Human lung microvessel endothelial cells: Isolation, culture, and characterization. Microvasc Res. 46 (1), 89-102 (1993).
  22. Gaskill, C., Majka, S. M. A high-yield isolation and enrichment strategy for human lung microvascular endothelial cells. Pulm Circ. 7 (1), 108-116 (2017).
  23. Malhi, N. K., et al. Isolation and profiling of human primary mesenteric arterial endothelial cells at the transcriptome level. J Vis Exp. (181), e63307(2022).
  24. Reichard, A., Asosingh, K. Best practices for preparing a single cell suspension from solid tissues for flow cytometry. Cytometry A. 95 (2), 219-226 (2019).
  25. Brandhorst, H., et al. Large-scale comparison of liberase hi and collagenase nb1 utilized for human islet isolation. Cell Transplant. 19 (1), 3-8 (2010).
  26. Waise, S., et al. An optimised tissue disaggregation and data processing pipeline for characterising fibroblast phenotypes using single-cell rna sequencing. Sci Rep. 9 (1), 9580(2019).
  27. Amsterdam, A., Jamieson, J. D. Studies on dispersed pancreatic exocrine cells. I. Dissociation technique and morphologic characteristics of separated cells. J Cell Biol. 63 (3), 1037-1056 (1974).
  28. Li, D., et al. Complete disassociation of adult pancreas into viable single cells through cold trypsin-edta digestion. J Zhejiang Univ Sci B. 14 (7), 596-603 (2013).
  29. Ji, B., Gaiser, S., Chen, X., Ernst, S. A., Logsdon, C. D. Intracellular trypsin induces pancreatic acinar cell death but not nf-kappab activation. J Biol Chem. 284 (26), 17488-17498 (2009).
  30. Mao, X., et al. Single-cell transcriptomic analysis of the mouse pancreas: Characteristic features of pancreatic ductal cells in chronic pancreatitis. Genes (Basel). 13 (6), 1015(2022).
  31. Lee, H., Engin, F. Preparing highly viable single-cell suspensions from mouse pancreatic islets for single-cell rna sequencing. STAR Protoc. 1 (3), 100144(2020).
  32. Schlesinger, Y., et al. Single-cell transcriptomes of pancreatic preinvasive lesions and cancer reveal acinar metaplastic cells' heterogeneity. Nat Commun. 11 (1), 4516(2020).
  33. Park, S., Dimaio, T. A., Scheef, E. A., Sorenson, C. M., Sheibani, N. Pecam-1 regulates proangiogenic properties of endothelial cells through modulation of cell-cell and cell-matrix interactions. Am J Physiol Cell Physiol. 299 (6), C1468-C1484 (2010).
  34. Kim, Y. W., et al. Integration of single-cell transcriptomes and biological function reveals distinct behavioral patterns in bone marrow endothelium. Nat Commun. 13 (1), 7235(2022).
  35. Li, D. S., Yuan, Y. H., Tu, H. J., Liang, Q. L., Dai, L. J. A protocol for islet isolation from mouse pancreas. Nat Protoc. 4 (11), 1649-1652 (2009).
  36. Malhi, N. K., et al. Serine-arginine-rich protein kinase-1 inhibition for the treatment of diabetic retinopathy. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 322 (6), H1014-H1027 (2022).
  37. Sachs, S., et al. Targeted pharmacological therapy restores beta-cell function for diabetes remission. Nat Metab. 2 (2), 192-209 (2020).
  38. Seaman, S. A., Tannan, S. C., Cao, Y., Peirce, S. M., Lin, K. Y. Differential effects of processing time and duration of collagenase digestion on human and murine fat grafts. Plast Reconstr Surg. 136 (2), 189-199 (2015).
  39. Arbiser, J. L., et al. Oncogenic h-ras stimulates tumor angiogenesis by two distinct pathways. Proc Natl Acad Sci U S A. 94 (3), 861-866 (1997).
  40. Muraro, M. J., et al. A single-cell transcriptome atlas of the human pancreas. Cell Syst. 3 (4), 385-394 (2016).
  41. Segerstolpe, A., et al. Single-cell transcriptome profiling of human pancreatic islets in health and type 2 diabetes. Cell Metab. 24 (4), 593-607 (2016).
  42. Kang, R. B., et al. Single-nucleus rna sequencing of human pancreatic islets identifies novel gene sets and distinguishes beta-cell subpopulations with dynamic transcriptome profiles. Genome Med. 15 (1), 30(2023).
  43. Lawlor, N., et al. Single-cell transcriptomes identify human islet cell signatures and reveal cell-type-specific expression changes in type 2 diabetes. Genome Res. 27 (2), 208-222 (2017).
  44. Fasolino, M., et al. Single-cell multi-omics analysis of human pancreatic islets reveals novel cellular states in type 1 diabetes. Nat Metab. 4 (2), 284-299 (2022).
  45. Yosefov-Levi, O., Tornovsky, S., Parnas, O. Pancreatic tissue dissection to isolate viable single cells. J Vis Exp. (195), e64871(2023).
  46. Castillo, J. J., et al. Islet amyloid polypeptide aggregation exerts cytotoxic and proinflammatory effects on the islet vasculature in mice. Diabetologia. 65 (10), 1687-1700 (2022).
  47. Tremblay, J. R., et al. Rare, tightly-bound, multi-cellular clusters in the pancreatic ducts of adult mice function like progenitor cells and survive and proliferate after acinar cell injury. Stem Cells. 42 (4), 385-401 (2024).
  48. Zook, H. N., et al. Activation of ductal progenitor-like cells from adult human pancreas requires extracellular matrix protein signaling. iScience. 27 (3), 109237(2024).
  49. Sordi, V., et al. Establishment, characterization and long-term culture of human endocrine pancreas-derived microvascular endothelial cells. Cytotherapy. 19 (1), 141-152 (2017).

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