Estabelecimento de um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos

Resumo

Uma metodologia detalhada para estabelecer um modelo minimamente invasivo de embolia pulmonar em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos é descrita. Métodos adicionais para quantificar a área infartada e visualizar a árvore arterial pulmonar também são fornecidos.

Resumo

A embolia pulmonar (EP) é uma das principais causas de morte cardiovascular, resultando em um ônus socioeconômico significativo. Embora os tratamentos atuais se concentrem principalmente na anticoagulação e na trombólise, há uma necessidade urgente de uma melhor compreensão de sua fisiopatologia e do desenvolvimento de novas estratégias de tratamento. Os modelos animais desempenham um papel crucial na compreensão da EP e no desenvolvimento de novas terapias para a doença, com roedores comumente usados devido a considerações éticas e de custo. No entanto, os modelos de roedores existentes para EP são limitados pela falta de procedimentos padronizados, o que dificulta a reprodutibilidade e as comparações entre estudos. Este estudo tem como objetivo estabelecer um modelo minimamente invasivo de EP em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos. O modelo apresenta uma técnica de amostragem de sangue minimamente invasiva, um procedimento padronizado de geração de trombo e acesso venoso minimamente invasivo. Além disso, são fornecidos protocolos para quantificação de áreas infartadas e visualização da árvore arterial pulmonar. Esses procedimentos visam melhorar a confiabilidade dos modelos de roedores para estudar a progressão da PE e facilitar o desenvolvimento de novos tratamentos.

Introdução

A embolia pulmonar (EP) é uma das principais causas de morte intra-hospitalar e a terceira causa mais frequente de morte cardiovascular. Apesar de sua alta incidência, a prevenção e o diagnóstico imediato continuam sendo desafiadores ^1,2. A anticoagulação e as terapias trombolíticas são essenciais no tratamento da EP, mas uma compreensão mais profunda da progressão da doença e novas abordagens terapêuticas são essenciais para melhorar o manejo da doença³.

Na pesquisa biomédica moderna, os modelos animais desempenham um papel fundamental na elucidação dos mecanismos das doenças humanas e no desenvolvimento de novas terapias ^4,5. Camundongos, ratos, hamsters e coelhos são frequentemente usados na modelagem de EP devido a considerações éticas e custo-efetividade 6,7,8,9,10. As abordagens de modelagem de PE geralmente se enquadram em três categorias: formação de trombos in vivo, injeção de coágulos sanguíneos in vitro e administração de partículas não trombóticas. A escolha das espécies animais e da técnica de modelagem é determinada pelos objetivos específicos da pesquisa, pois nenhum modelo único atende a todos os propósitos. Por exemplo, estudos focados na exploração de novas terapias trombolíticas geralmente empregam modelos envolvendo coágulos sanguíneos autólogos em vez de partículas não trombóticas.

Os métodos atuais para modelagem de PE em roedores enfrentam desafios devido à falta de metodologias detalhadas e padronizadas. Isso afeta processos-chave, como amostragem de sangue, formação de coágulos sanguíneos e embolização subsequente, todos cruciais para garantir resultados reprodutíveis em todos os estudos. Além disso, há uma lacuna significativa na capacidade de quantificar a área embolizada e mapear com precisão a distribuição dos êmbolos pós-embolização. Abordar essas deficiências é essencial para promover a confiabilidade e a utilidade dos modelos de roedores na pesquisa de PE.

Neste estudo, são descritos protocolos detalhados para estabelecer um modelo de PE em ratos usando coágulos sanguíneos autólogos. Este modelo apresenta uma técnica de amostragem de sangue minimamente invasiva, um procedimento padronizado de geração de trombo e acesso venoso minimamente invasivo. Além disso, são fornecidos protocolos para quantificar as áreas infartadas nos pulmões e visualizar a árvore arterial pulmonar, o que pode facilitar novas descobertas de pesquisas.

Protocolo

Todos os experimentos com animais foram conduzidos com a aprovação do Comitê de Cuidados e Uso de Animais da Academia Chinesa de Ciências Médicas e do Peking Union Medical College (número de aprovação: IRM / 2-1ACUC-2311-015). Ratos Sprague-Dawley machos, com 6 semanas de idade e pesando cerca de 250 g, foram utilizados neste estudo. Os animais foram alojados em um ambiente específico livre de patógenos com acesso ad libitum a uma dieta balanceada de ração e água. Eles foram mantidos em um ciclo claro/escuro de 12 h a uma temperatura ambiente de 22 °C ± 2 °C. Os animais foram autorizados a se adaptar ao ambiente por 1 semana antes de serem submetidos a qualquer procedimento cirúrgico. Os detalhes dos reagentes e equipamentos usados neste estudo estão listados na Tabela de Materiais.

1. Equipamentos e materiais

1. Equipamento de anestesia: Use uma máquina de anestesia a gás para pequenos animais e isoflurano.
2. Materiais cirúrgicos: Preparar cotonetes, desinfetante iodóforo, estereomicroscópio, barbeador, fita adesiva, seringa de 1 mL com agulha de 27 G, seringa de 5 mL, seringa de 10 mL, soro fisiológico, gaze, 8-0 fios de nylon, fio de nylon 6-0 com agulha de sutura, micro pinças hemostáticas, micropinças e tesouras finas.
3. Outros materiais: Obtenha agulhas dispensadoras de 19 G e 18 G compatíveis com seringas médicas, um tubo de silicone com diâmetro interno de 1,2 mm e comprimento de 10 cm, um tubo de infusão com diâmetro interno de 3,0 mm e comprimento de 20 cm, tubo de centrífuga de 1,5 mL, pipeta e pontas de pipeta.
4. Gerador de trombo de fabricação própria e injetor de coágulo sanguíneo (Figura 1): Conecte o tubo de silicone à agulha dispensadora de 19 G conectada a uma seringa de 1 mL para criar o gerador de trombo. Conecte uma extremidade do tubo de infusão à agulha dispensadora de 18 G e conecte a outra extremidade a uma seringa de 5 mL para criar o injetor de coágulo.

2. Preparação autóloga de coágulos sanguíneos

1. Anestesia
   1. Coloque o animal dentro da câmara de indução anestésica e administre uma mistura de isoflurano a 4% com ar ambiente a uma taxa de fluxo de 2 L/min por 2-3 min (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).
   2. Posicione o animal na plataforma de operação em decúbito dorsal. Mantenha a anestesia administrando isoflurano a 2,5% a uma taxa de fluxo de 0,4 L / min. Teste o reflexo pedal para garantir que a anestesia adequada seja alcançada.
   3. Estenda os dois membros anteriores horizontalmente do corpo e estenda os membros posteriores para expor adequadamente a região da virilha. Prenda o animal nesta posição usando fita adesiva (Figura 2A).
2. Amostragem de sangue através da veia cava craniana (CVC)
   1. Remova os pelos ao redor do manúbrio usando um barbeador e creme depilatório. Desinfete a pele com iodóforo.
   2. Insira a agulha de 27 G conectada à seringa de 1 mL verticalmente a uma profundidade de 8 mm para perfurar o CVC esquerdo ou direito, conforme mostrado na Figura 2A.
      NOTA: A projeção da superfície corporal do CVC é de 5 mm lateral ao manúbrio. Ambos os lados podem ser usados e a escolha não afeta as etapas a seguir.
   3. Segure a seringa e puxe suavemente o êmbolo para trás para criar pressão negativa dentro do cilindro. Retire gradualmente a agulha até que o sangue flua e, em seguida, mantenha essa posição até que 0,3 mL de sangue seja coletado (Figura 2B).
3. Preparação de coágulos sanguíneos
   1. Empurre o sangue coletado para um tubo de centrífuga de 1,5 mL, tomando cuidado para não produzir bolhas.
   2. Puxe o sangue para o tubo de silicone do gerador de trombo de fabricação própria até que a coluna de sangue tenha 10 cm de comprimento.
      NOTA: Execute essas duas etapas rapidamente, pois a coagulação começará e se propagará no tubo da centrífuga, diminuindo a qualidade dos coágulos sanguíneos colhidos.
   3. Aguarde 30 minutos até que o sangue esteja totalmente trombosado. Durante esse período, prepare colunas de sangue para outros animais da mesma maneira.
   4. Lave a coluna de sangue trombosada em uma placa de Petri contendo solução salina normal e lave a coluna de trombo com solução salina normal três vezes ( Figura 2C ).
   5. Use uma tesoura fina para cortar a coluna do trombo em coágulos sanguíneos uniformes, cada um com 4 mm de comprimento (Figura 2D). Puxe 10-20 coágulos para o injetor de fabricação própria pré-preenchido com 2 mL de solução salina normal.
      NOTA: O comprimento dos coágulos sanguíneos não deve exceder 1 cm, ou eles ficarão presos no ventrículo direito.

3. Preparação do acesso à veia

1. Exposição dos vasos epigástricos superficiais
   1. Anestesiar e fixar o animal conforme descrito no passo 2.1.
   2. Raspe o cabelo ao redor da região da virilha esquerda. Aplique o creme depilatório nessas áreas, aguarde 1 minuto e limpe o creme com gaze. Desinfete a pele com iodóforo.
   3. Faça uma incisão na pele de 5 mm acima da origem dos vasos epigástricos superficiais na região da virilha. Normalmente, a origem dos vasos epigástricos superficiais pode ser rastreada pela observação de uma pequena pulsação na região da virilha.
   4. Usando um microscópio estéreo com ampliação de 10x, separe uma fina camada de gordura subcutânea para expor os vasos epigástricos superficiais (Figura 3A).
2. Isolando a veia epigástrica superficial
   1. Isole cuidadosamente a veia epigástrica superficial da artéria, nervo e tecido adiposo. Faça isso proximalmente, até o ponto em que drena para a veia femoral, e distalmente, até a primeira bifurcação da veia.
   2. Ligue o lado distal com 8-0 rosqueie e prenda a rosca com um micro-clamp. Controle o lado proximal com um 8-0 laço de rosca preso a outro micro-clamp (Figura 3B).
   3. Faça uma pequena incisão transversal no lado distal da veia isolada. Controle o lado proximal para evitar sangramento. Lave o sangue restante no lúmen da veia com solução salina normal. Quando a veia estiver limpa, use uma micropinça para aumentar a incisão venosa.

4. Embolização

1. Canulação da veia
   1. Insira suavemente a agulha do injetor de fabricação própria na veia através da incisão da veia. Prenda a agulha com um terceiro grampo para evitar que escorregue para fora da veia.
2. Procedimento de embolização
   1. Empurre lentamente o êmbolo para administrar uma pequena quantidade de solução salina normal. A plenitude da veia sem resistência indica acesso desobstruído da veia (Figura 3D).
   2. Continue empurrando o êmbolo para administrar coágulos na veia femoral através do acesso superficial à veia epigástrica. Controle a velocidade de embolização em 5 êmbolos por minuto. Monitore a respiração do animal; dispneia emergente e exacerbada indica embolização bem-sucedida.
   3. Depois de injetar a quantidade predefinida de coágulos sanguíneos, retire a agulha e ligue o lado proximal da veia epigástrica superficial.
   4. Suture a incisão e coloque o animal em uma caixa quente. Transfira o animal para sua gaiola assim que ele acordar.

5. Quantificação da área infartada

1. Eutanásia e perfusão cardíaca
   1. Adicione 25.000 U de heparina sódica a 250 mL de solução salina normal e misture bem. Ligue o frasco a um dispositivo de perfusão e pendure-o ao contrário a uma altura de 80 cm. Feche a válvula do dispositivo de infusão.
   2. Eutanásia dos animais com overdose de isoflurano (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).
   3. Corte as costelas com uma tesoura grande e abra o peito, evitando danos aos pulmões e vasos grandes.
   4. Insira a agulha do dispositivo de perfusão no ventrículo esquerdo. Abra a válvula do dispositivo de infusão para permitir a infusão de solução salina heparinizada. Use uma tesoura para cortar a veia cava inferior e o apêndice esquerdo para permitir a drenagem. Controle a velocidade de perfusão em 50 mL / min.
      NOTA: Durante este procedimento, o tecido pulmonar normal ficará branco, enquanto a zona embolizada permanece enferrujada.
   5. Após completar a perfusão com solução salina heparinizada, puncionar o tronco da artéria pulmonar através do ventrículo direito com uma seringa de 10 mL preenchida com solução de paraformaldeído a 4%. Fixe o tecido pulmonar realizando perfusão de paraformaldeído a 4% através dos pulmões para um volume total de 30 mL.
2. Apresentando um índice chamado Razão de Infarto
   1. Após a fixação, extirpar os pulmões, coração, traqueia, esôfago, timo e grandes vasos como um todo da coluna vertebral e do diafragma¹¹.
   2. Remova cuidadosamente o esôfago, o timo e o tecido adiposo da massa inicial, deixando apenas o coração, os pulmões e os grandes vasos.
   3. Mergulhe a parte restante em um volume adequado de solução de paraformaldeído a 4% por pelo menos 48 h.
   4. Use uma balança analítica para pesar todos os pulmões. Use uma tesoura fina para separar a parte infartada dos pulmões e pesar o tecido infartado com a mesma balança. Calcule a taxa de infarto usando a seguinte equação:
      
      i é o peso do tecido infartado, w é o peso de todos os pulmões, I representa a taxa de infarto.
   5. Depois de quantificar a área infartada, corte o tecido pulmonar fixado em paraformaldeído para inclusão em parafina¹¹.

6. Visualização da árvore arterial pulmonar

1. Gesso da artéria pulmonar
   1. Eutanásia do animal e realizar a perfusão cardíaca conforme descrito na etapa 5.1.
   2. Adicione uma quantidade igual (em peso) de diluente ao composto de fundição de silicone, misture a mistura e, em seguida, adicione 5% (em peso ou volume) do agente de cura. Bata a mistura novamente.
   3. Retire 1 mL da mistura em uma seringa de 1 mL, exaura o ar e insira a agulha no tronco da artéria pulmonar através do ventrículo direito. Prenda a agulha à artéria pulmonar para evitar deslizamento e refluxo.
   4. Pressione suavemente o êmbolo para permitir que a mistura de silicone preencha a árvore arterial pulmonar. As áreas pulmonares normais serão tingidas pela mistura de fundição, enquanto as áreas infartadas permanecerão vermelhas enferrujadas.
      NOTA: A gesso da artéria pulmonar só deve ser aplicada ao tecido pulmonar intacto. Normalmente, 0,6-0,8 mL da mistura de fundição é suficiente para preencher a árvore arterial pulmonar. A injeção excessiva da mistura de gesso pode levar ao gesso da veia pulmonar, o que afeta a visualização da árvore arterial pulmonar. A mistura de fundição deve ser usada dentro de 20 minutos após a adição do agente de cura, pois cristalizará além desse tempo.
   5. Retire a seringa após a perfusão de moldagem, ligue o tronco da artéria pulmonar e retire os pulmões, coração e grandes vasos, conforme descrito na etapa 5.2. Coloque toda a massa em uma placa de Petri e armazene-a em uma geladeira a 4 ° C durante a noite para permitir que a mistura de fundição cristalize.
2. Limpeza e visualização
   1. Remova o coração e os grandes vasos dos pulmões com uma tesoura e, em seguida, limpe os detritos da mistura de cura da superfície pulmonar.
   2. Mergulhe os pulmões sequencialmente em soluções de álcool etílico a 25%, 50%, 75%, 95% e 100%, cada uma por 24 h. Este procedimento irá desidratar completamente os pulmões.
   3. Mergulhe os pulmões desidratados em salicilato de metila por 24 h. Após esse processo de limpeza, a árvore arterial pulmonar ficará visível e os êmbolos também poderão ser vistos, pois o salicilato de metila não elimina a hemoglobina (Figura 4B,D).

Resultados

Sintomas e patologia do modelo PE
Durante a embolização, os ratos apresentaram falta de ar e o tórax apresentou flutuações alargadas. Quase todos os animais sobreviveram ao episódio de embolia pulmonar quando menos de 10 cm de coágulos sanguíneos foram administrados (14 de 15 animais modelados). Depois de serem devolvidos às suas gaiolas, os animais se enrolaram nos cantos e mostraram interesse reduzido por comida e água. No entanto, esses sintomas desapareceram rapidamente e, em algumas horas, os animais se comportaram normalmente. Não houve diferença significativa no peso entre a linha de base e 24 h após a embolização (341,8 ± 10,4 vs. 343,3 ± 8,5, p = 0,25).

A patologia macroscópica revelou que as áreas embolizadas (infartadas) eram em forma de cunha, localizadas principalmente na parte inferior dos pulmões, com bordas claras. Os êmbolos foram encontrados no ápice das áreas infartadas, bloqueando o primeiro e o secundário ramos da artéria pulmonar. A patologia microscópica com coloração de hematoxilina-eosina confirmou a embolização de um ramo da artéria pulmonar (Figura 4F).

Carga de coágulo sanguíneo e área infartada
Em uma investigação preliminar do impacto da carga de coágulos sanguíneos no infarto pulmonar, testamos tanto a baixa carga de coágulos sanguíneos (coluna de trombo de 6 cm, 15 coágulos) quanto a alta carga de coágulo sanguíneo (coluna de trombo de 10 cm, 25 coágulos). Como esperado, uma maior carga de êmbolos resultou em uma maior área de infarto pulmonar (Figura 5A-C).

Fibrinólise intrínseca em 24 h
Em comparação com as amostras de pulmão coletadas imediatamente após a embolização, as amostras de pulmão coletadas 24 h após a embolização mostraram áreas de infarto marcadamente diminuídas, indicando um forte potencial intrínseco de fibrinólise em ratos (Figura 5D).

Figura 1: Construção do gerador de trombo e do injetor de coágulo sanguíneo. (A) O gerador de trombo foi montado conectando um tubo de silicone a uma agulha dispensadora de 18 G (diâmetro externo de 12 mm) e uma seringa de 1 mL pré-cheia com solução salina normal de 0,5 mL. (B) O injetor de coágulo sanguíneo foi construído conectando uma agulha dispensadora de 19 G (0,84 mm de diâmetro interno, 1,08 mm de diâmetro externo) a um tubo de infusão (recipiente de coágulo) e uma seringa de 5 mL pré-cheia com 2 mL de solução salina normal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Coleta de sangue e preparo do coágulo. (A) O rato foi anestesiado e fixado em decúbito dorsal. O círculo branco com uma linha pontilhada indica o manúbrio, servindo como um marcador da superfície corporal. Os pontos vermelhos ao lado do círculo branco indicam os locais de punção para acesso às veias cavas cranianas bilaterais (CVCs). A parte inferior da figura mostra uma ilustração de autópsia das posições relativas do manúbrio, CVCs e locais de punção. (B) Amostragem de sangue bem-sucedida através do CVC direito. (C) Coluna de sangue trombosada sendo eliminada do gerador de trombo de fabricação própria. (D) Coágulos sanguíneos derivados da coluna sanguínea trombosada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3: Acesso e embolização das veias. (A) Exposição dos vasos epigástricos superficiais através de uma incisão cutânea de 5 mm, com a seta azul indicando a veia epigástrica superficial e a seta vermelha indicando a artéria epigástrica superficial. (B) Isolamento da veia epigástrica superficial do tecido circundante e controle da veia com fios de náilon. (C) O injetor de fabricação própria contendo coágulos sanguíneos. (D) Canulação da veia com a agulha dispensadora do injetor de fabricação própria e administração de coágulos sanguíneos através do acesso à veia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4: Patologia da embolia pulmonar. (A) Pulmões normais após perfusão salina cardíaca e fixação de paraformaldeído a 4%. (B) Pulmões normais visualizados por mistura de fundição de silicone e limpeza de salicilato de metila, mostrando uma árvore da artéria pulmonar patente e microvasculatura. (C) Pulmões imediatamente após a embolização com coágulos sanguíneos autólogos, com áreas marcadas indicando infarto pulmonar devido à embolização. (D) Pulmões doentes visualizados por fundição de mistura de silicone e limpeza de salicilato de metila, com setas pretas indicando êmbolos obstruindo ramos da artéria pulmonar e círculos tracejados brancos indicando suas áreas afetadas, que estão infartadas. (E) Dissecção do lobo do pulmão esquerdo mostrando êmbolos (setas vermelhas) nos ramos da artéria pulmonar. (F) Imagens microscópicas de embolização de coágulos sanguíneos em um ramo da artéria pulmonar usando coloração de hematoxilina e eosina. Barra de escala: 200 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5: Quantificação da taxa de infarto do pulmão. (A) Pulmões imediatamente retirados de um rato após embolização com 10 cm de coágulos sanguíneos (comprimento total). (B) Pulmões imediatamente retirados de um rato após embolização com 6 cm de trombo. (C) Pulmões imediatamente retirados de um rato após embolização com 8 cm de coágulos sanguíneos. (D) Pulmões retirados de um rato 24 h após a embolização com 8 cm de coágulos sanguíneos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

Neste estudo, um modelo de rato minimamente invasivo de EP usando coágulos sanguíneos autólogos foi estabelecido com sucesso. Uma vez dominado, este procedimento de modelagem pode ser concluído em 30 minutos. O modelo captura efetivamente as principais características da EP clínica, conforme confirmado por exames patológicos. Consequentemente, oferece uma ferramenta valiosa para elucidar as alterações hemodinâmicas e patogênese das complicações após a EP, desenvolver novos biomarcadores diagnósticos e alvos terapêuticos e testar novos tratamentos antitrombóticos.

Esforços significativos foram feitos ao longo de várias décadas para desenvolver um modelo animal de PE, mas nenhum método único foi identificado como ideal para modelar PE¹². Neste artigo, o modelo de EP modificado exibe várias características distintas: (1) Coleta de sangue do cateter venoso central (CVC): Em roedores, o CVC se conecta com a confluência das veias subclávia e jugular interna e se estende caudalmente para a cavidade torácica¹³. Os CVCs esquerdo e direito são quase simétricos. O CVC tem um lúmen maior que as veias jugulares, está situado próximo ao manúbrio e fica abaixo do peitoral maior. Essas características anatômicas permitem punção venosa precisa, maiores volumes de coleta de sangue e hemostasia rápida, resultando em uma alta taxa de sucesso. Além disso, a coleta de sangue do CVC é menos suscetível à contaminação em comparação com outras rotas de coleta de sangue, e complicações como hematoma, trombose e pneumotórax são menos prováveis. A hemostasia é normalmente alcançada de forma automática ou rápida com pressão. (2) Injeção através da veia epigástrica superficial: Normalmente, as veias jugulares externas são usadas para injeção de coágulos sanguíneos para induzir PE ^6,8,9, e a incisão na pele para exposição pode ser mínima. No entanto, a canulação da veia jugular externa geralmente leva à oclusão da veia, o que pode impactar negativamente os experimentos subsequentes, pois a veia jugular externa é o principal fluxo cranial em ratos após o nascimento¹⁴, e a canulação da outra veia jugular externa é necessária para a medição da pressão do ventrículo direito ^6,8,10. Neste modelo modificado, sacrificar a veia epigástrica superficial tem impacto mínimo no corpo. Além disso, essa via de injeção de coágulos sanguíneos mimetiza a EP clínica, onde a maioria dos êmbolos se origina das veias das extremidades inferiores. A localização precisa da artéria epigástrica superficial é crucial para uma pequena incisão. A pulsação da artéria epigástrica superficial geralmente pode ser notada na superfície da pele da virilha, auxiliando na identificação do vaso. (3) Carga de êmbolo personalizada: A carga de êmbolo é determinada pelo diâmetro e comprimento total da coluna de sangue. O gerador de trombo utilizado neste estudo permite a preparação padrão e personalizada da carga de êmbolo. Os pesquisadores podem ajustar esses parâmetros com base em suas necessidades de pesquisa. Nesse caso, a carga de êmbolo induz sintomas e sinais perceptíveis, mas é menos provável que resulte em morte. Geralmente é seguro se menos de 10 cm de coágulos sanguíneos forem injetados. Se ocorrer apneia, a injeção deve ser interrompida imediatamente. O experimentador deve então segurar o tórax do animal com os dedos colocados na parede torácica lateral e anterior e realizar compressões torácicas rítmicas; A respiração do animal pode se recuperar após essas manobras. (4) Perfusão pulmonar e quantificação de áreas infartadas: Este estudo apresenta técnicas detalhadas de perfusão pulmonar para melhor visualização do infarto pulmonar após a indução de EP. Com base nisso, foi desenvolvido um índice para quantificar a área infartada, denominado razão de infarto. Os resultados atuais indicam que esse índice pode responder à carga de êmbolo e trombólise intrínseca, sugerindo sua potencial utilidade para comparações entre grupos em estudos que investigam novas terapias antitrombóticas.

Em comparação com a modelagem de EP, a modelagem da hipertensão pulmonar tromboembólica crônica (HPTEC), uma complicação grave de longo prazo da EP, é mais desafiadora devido à alta atividade fibrinolítica em roedores. As soluções potenciais incluem embolização repetida e administração de ácido tranexâmico (TXA), um inibidor da fibrinólise 7,10,12,15. No entanto, os danos no acesso às veias e a rápida depuração plasmática do TXA continuam a dificultar a modelagem do CTEPH. O modelo e os protocolos de visualização que o acompanham apresentados aqui podem fornecer informações sobre o estabelecimento de um modelo CTEPH confiável.

As limitações deste manuscrito também devem ser abordadas. Em primeiro lugar, faltam medidas hemodinâmicas para esse modelo, como pressão do ventrículo direito e ecocardiografia. No entanto, isso não nega a validade do modelo, pois ele foi validado patologicamente. Os pesquisadores podem consultar outras literaturas para obter metodologias detalhadas sobre medidas hemodinâmicas¹⁶. Em segundo lugar, não foi incluído um grupo de tratamento para avaliar as respostas medicamentosas neste modelo de EP, como a administração de varfarina e uroquinase, o que poderia ter demonstrado ainda mais a utilidade do modelo.

Em conclusão, um modelo modificado de PE em roedores caracterizado por sua abordagem minimamente invasiva foi estabelecido com sucesso. Métodos para quantificar áreas infartadas e visualizar a árvore arterial pulmonar também foram fornecidos. Este modelo é promissor para abordar questões críticas relacionadas à prevenção e tratamento de complicações da EP.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Balança analítica	METTLER TOLEDO	MA55/A	Nenhum
Agulha dispensadora	Jinrong electronics	Nenhum	19 G e 18 G
Tesouras finas	Mais forte	XGJ1300	Nenhum
Sal de heparina sódica	Solarbio	01-08-9041	140U/mg
Isoflurano	RWD	R510-22-10	Nenhum
Salicilato de metila	Macklin	M813577	AR, 99%
Micro clamp	JZ	W40160	Nenhum
Micro pinças	Mais forte	XGN1310	Nenhum
Composto de fundição de silicone	Flow Tech	MV-130	Nenhum
Ratos Sprague-Dawley	Vital River	SD-IGS	Nenhum
Microscópio estéreo	Murzider	MSD204	Nenhum