Descrevemos um protocolo de coração de rato isolado ex vivo para testar estratégias de preservação do coração do doador. Este trabalho descreve o protocolo para uso em armazenamento estático a frio de corações de doadores de roedores; no entanto, o protocolo também pode ser usado para corações de doadores obtidos após doação após morte circulatória e morte encefálica.
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Artigo de método
Usando um modelo isolado de coração de rato de trabalho para testar estratégias de preservação do coração do doador
Neste artigo
Resumo
Resumo
A otimização das soluções de preservação do coração do doador tem desempenhado um papel fundamental na redução da lesão de isquemia-reperfusão em corações de doadores durante a recuperação, transporte e transplante de órgãos. Trabalhos anteriores de nosso laboratório mostraram que a adição de trinitrato de glicerila e eritropoietina às soluções de preservação cardíaca do doador poderia melhorar significativamente a recuperação funcional cardíaca após armazenamento refrigerado prolongado e na doação após morte circulatória de corações. Este protocolo de suplementação foi implementado em uso clínico em unidades de transplante na Austrália, Bélgica e Reino Unido. Aqui, descrevemos um protocolo para testar estratégias de suplementação usando um circuito de perfusão de coração de rato (IWRH) isolado ex vivo . Usando essa metodologia, as estratégias de suplementação podem ser testadas no contexto de armazenamento estático prolongado a frio, doação após morte encefálica e doação após preservação do coração do doador de morte circulatória. A recuperação funcional cardíaca, medida pelo fluxo aórtico, fluxo coronariano, débito cardíaco, pressão de pulso e frequência cardíaca, pode ser usada para determinar se uma estratégia de preservação específica pode minimizar a lesão de isquemia-reperfusão do coração doador.
Introdução
O sucesso de um transplante de coração pode ser muito influenciado pelo método de preservação usado para o coração do doador. Os corações dos doadores são submetidos a insultos isquêmicos durante todo o processo de recuperação, transporte e transplante de órgãos. O grau de dano isquêmico ao órgão doador pode ser mitigado selecionando uma estratégia apropriada de preservação do coração do doador. O armazenamento estático a frio (CSS) continua sendo o método mais viável e comum para a preservação do coração do doador; no entanto, o CSS pode não ser necessariamente a melhor opção para todas as vias de doação de coração. Por exemplo, os corações obtidos por meio da via de doação após morte circulatória (DCD) são mantidos e avaliados quanto à viabilidade usando perfusão de máquina normotérmica, enquanto os corações obtidos por meio da via de doação após morte encefálica (DBD) podem ser preservados usando CSS ou perfusão de máquina hipotérmica. Outro determinante importante para a estratégia de preservação utilizada é a quantidade de isquemia quente (para DCD) ou isquemia fria (para DBD) a que o coração é submetido durante a obtenção e transporte de órgãos.
Muitos centros usam suplementação farmacológica adicional da solução de preservação do coração para aumentar a tolerância isquêmica e melhorar a função cardíaca pós-transplante. Estudos com roedores de nosso laboratório mostraram que a suplementação de cardioplegia com eritropoietina e trinitrato de glicerila foi capaz de melhorar significativamente a recuperação funcional cardíaca após armazenamento prolongado no coração do doador 1,2. Esses estudos então progrediram para estudos suínos de preservação do coração do doador e forneceram a base pré-clínica que levou à incorporação de eritropoietina e trinitrato de glicerila na solução de cardioplegia de corações obtidos por meio de uma via DCD utilizando perfusão normotérmicada máquina 3,4,5. Atualmente, a suplementação com eritropoietina e trinitrato de glicerila também é usada em unidades de transplante australianas para recuperações cardíacas clínicas de DBD incorporando CSS. O objetivo geral do protocolo de perfusão de coração de rato de trabalho isolado (IWRH) descrito abaixo é testar estratégias de preservação do coração do doador em um ambiente de laboratório e testar sua eficácia para preservar a função cardíaca do doador após a reperfusão. O protocolo de coração de rato de trabalho isolado descrito tem sido usado há mais de duas décadas em nosso laboratório e tem se mostrado extremamente útil na triagem de potenciais suplementos e/ou estratégias que podem melhorar a preservação do coração do doador 2,7,8,9.
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Protocolo
Todos os animais receberam cuidados humanitários em conformidade com as diretrizes do Conselho Nacional de Saúde e Pesquisa Médica (Austrália). Todos os procedimentos em animais foram aprovados pelo Comitê de Ética Animal do Instituto Garvan de Pesquisa Médica (Sydney, Austrália).
1. Preparação do tampão Krebs-Henseleit (KH)
- Prepare 2 L de uma solução estoque 20x de tampão KH contendo 2,36 M NaCl, 0,094 M KCl, 0,024 M MgSO4, 0,024 M KH2PO4. Alíquota em tubos de 50 mL e armazenar a -20 °C.
- Antes do experimento, prepare dois frascos Erlenmyer de 2 L de tampão KH 1x contendo 1900 mL de água deionizada, 100 mL de tampão KH estoque 20x, 4,20 g de NaHCO3 (25 mM) e 3,96 g de glicose (11 mM).
- Colocar os balões tampão num banho-maria a 37 °C e aplicar gás à solução com carbógeno (oxigénio a 95%, dióxido de carbono a 5%, caudal regulado para 2 l/min) através de pedras de ar (filtro de entrada de encaixe) durante 5 min, depois adicionar 2,8 ml de CaCl2 1 M (1,4 mM). Continue borbulhando a solução por pelo menos 1 h antes do início do experimento. O uso de uma pedra de ar auxilia na aeração uniforme do amortecedor.
- Coloque um pequeno volume (~ 50 mL) de tampão em um prato redondo de metal a -20 ° C para esfriar e formar uma camada de tampão gelado.
2. Preparação do circuito de perfusão
- Certifique-se de que todos os tubos e vidrarias estejam limpos, sem crescimento/contaminação visível.
- Configure as alturas das câmaras de vidro para corresponder às pressões de perfusão necessárias com base em 1 cm H2O sendo equivalente a 1.36 mmHg: Langendorff-to-heart 100 cm (aproximadamente 75 mmHg), pré-carga trabalhando lado a coração 15 cm (aproximadamente 11 mmHg), câmara coração-pós-carga 100 cm (aproximadamente 75 mmHg).
- Inicie a circulação de água quente ao redor do circuito pelo menos 10 minutos antes da perfusão cardíaca.
- Coloque filtros de microfibra (1.2 μm) nos porta-filtros e prenda-os firmemente.
- Prepare o circuito com tampão KH, garantindo que todo o ar seja removido, e use uma braçadeira de tubulação de controle de fluxo para ajustar o fluxo no lado de Langendorff (Figura 1A, B) para ~ 50 mL / min. O fluxo mais lento permite facilitar a canulação da aorta e evita que o coração seja desalojado antes de amarrar. Coloque um termômetro dentro do circuito por meio de um conector de tubulação em forma de T para monitorar a temperatura do buffer em ~ 37 °C.
3. Configuração do software Lab Chart (análise de dados)
- Certifique-se de que o Powerlab (sistema de aquisição de dados) e o medidor de vazão estejam ligados e conectados ao computador antes de abrir o software de análise de dados.
- Abra um novo arquivo.
- Configure a coleta de dados selecionando o menu suspenso Configurações e selecionando Configurações do canal. Selecione Pressão Aórtica, Fluxo Aórtico e Frequência Cardíaca (Figura 2A).
- Configure cada canal com as configurações mostradas na Figura 2B.
4. Preparação do animal para isolamento do coração do rato
NOTA: A metodologia para isolamento e perfusão de coração de rato para corações não DBD e não DCD para armazenamento estático a frio é descrita abaixo. Os métodos de instrumentação cardíaca no circuito de perfusão são relativamente semelhantes, independentemente do método de doação usado. As diferenças no protocolo para doação de coração de rato DBD e DCD ocorrem principalmente desde o momento em que a anestesia animal faz efeito até quando o coração é excisado do animal.
- Pese o animal, certificando-se de que seu peso seja de >330 g. A faixa de peso ideal para ratos machos é de 330-420 g.
- Administre uma injeção intraperitoneal de cetamina (80 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). Garanta um plano cirúrgico adequado de anestesia com base na ausência de reflexo podal (reflexo de pinça do dedo do pé) e reflexo de piscar os olhos.
- Coloque o animal em decúbito dorsal, prendendo os membros com fita adesiva. Administre oxigênio ao animal por meio de um cone nasal.
- Tenha o recipiente de metal de lama de gelo KH e um pequeno recipiente de metal com gelo na estação de dissecação. Mergulhe uma gaze de 7,5 cm x 7,5 cm em tampão KH e coloque-a no recipiente com gelo.
- Uma vez confirmado o plano cirúrgico adequado da anestesia, raspe a pele no local da incisão cirúrgica e limpe a pele com asséptico, como betadine ou álcool a 70%. Faça uma incisão lateral no abdômen (laparotomia) e mova o estômago e os intestinos para o lado para permitir o acesso à veia renal esquerda. Injete 1500 UI de heparina e aplique pressão no local da injeção até que o sangramento pare. Aguarde 1-2 minutos para que a heparina circule antes de continuar com a recuperação cardíaca.
- Abra a cavidade torácica cortando a caixa torácica de ambos os lados e cortando o diafragma. Segure e levante cuidadosamente o bloco coração-pulmão enquanto corta ao longo da aorta descendente, garantindo que o arco aórtico permaneça intacto. Isso permitirá que o comprimento da aorta permaneça suficiente para a canulação.
- O rato é sacrificado pela remoção do coração e dos pulmões sob anestesia. Mergulhe o bloco coração-pulmão na lama de gelo tampão KH para permitir que o coração pare.
5. Canulação do coração no circuito de perfusão cardíaca de trabalho isolado
- Transfira o bloco coração-pulmão para uma gaze no gelo. Disseque o excesso de gordura ao redor da aorta, apare a aorta para deixar 3-5 mm de comprimento para a canulação e faça uma pequena incisão ~ 1-2 mm na artéria pulmonar. Isso permitirá um caminho para o efluente coronário.
- Coloque o bloco coração-pulmão aparado (ainda no gelo) diretamente sob as cânulas. Ajuste o fluxo do lado de Langendorff usando uma braçadeira de tubo de controle de fluxo para facilitar a canulação aórtica. Canule cuidadosamente a aorta na cânula esquerda, segure-a com uma pinça preta e amarre-a com uma sutura de seda 2-0.
- Aumente o fluxo da perfusão de Langendorff abrindo completamente a braçadeira da tubulação de controle de fluxo. Abra o grampo de pós-carga. Certifique-se de que haja fluxo contínuo da câmara de Langendorff. Comece a monitorar a atividade cardíaca com software.
NOTA: se o valor do fluxo aórtico no visor do medidor de vazão for <10 mL/min, certifique-se de que a arteriotomia pulmonar seja de tamanho suficiente. Um traço/valor de fluxo aórtico baixo também pode indicar que a cânula aórtica foi inserida demais. - Ajuste o bloco coração-pulmão de modo que a superfície anterior dos pulmões fique voltada para o operador. Amarre o lobo do pulmão esquerdo com uma sutura de seda 2-0 e corte o excesso de tecido do pulmão esquerdo. Amarre os lobos pulmonares restantes de uma só vez com uma sutura de seda 2-0 e corte o tecido. Gire o coração para que os pulmões amarrados fiquem voltados para trás.
- Usando uma pequena tesoura Vannas, corte uma borda de 2-3 mm do apêndice atrial esquerdo, garantindo que uma pequena abertura nos átrios seja alcançada. Canine cuidadosamente o apêndice atrial esquerdo à cânula esquerda, segure-o com uma pinça preta e amarre-o com uma sutura de seda 2-0. A Figura 3A mostra a colocação de ambas as cânulas.
- Ajuste a camisa de água da câmara cardíaca para que o coração fique no centro da câmara.
- Abra o transdutor de pressão para ar e zere o transdutor de pressão no software selecionando o menu suspenso Pressão Aórtica > Bridge Amp > Zero. Clique em OK.
- Perfunda o coração no modo Langendorff por 10 min. Certifique-se de que o fluxo aórtico de Langendoff mede entre 10-20 mL / min (ideal 20 mL / min).
- Antes de alternar o modo de trabalho, certifique-se de que a pedra de ar (filtro de entrada deslizante) do reservatório de buffer Langendorff KH seja colocada no reservatório de buffer KH em funcionamento.
- Coloque o coração no modo de trabalho fechando a pinça grande que leva à cânula aórtica e abrindo o fluxo que leva ao apêndice atrial esquerdo. Abra a torneira de três vias que sai do perfusato de trabalho. Transfira a tubulação de retorno comum (levando o tampão KH de volta ao reservatório) do reservatório de Langendorff para o reservatório de trabalho.
- Perfunda o coração no modo de trabalho por 15 min. Os valores do fluxo aórtico devem ser idealmente >30 mL/min ao final de 15 min de perfusão. Assim que o coração se estabilizar, comece a registrar os dados no software de análise de dados.
- Meça o efluente coronário (fluxo coronário) em 1 min, 5 min, 10 min e 15 min.
NOTA: Os valores do fluxo coronariano devem estar entre 10-20 mL / min. Fluxo coronariano maior que 22 mL/min geralmente indica um vazamento originado de um vaso pulmonar desamarrado. A frequência cardíaca deve estar entre 200-300 bpm. O efluente coronariano pode ser coletado para análise a jusante de marcadores de lesão tecidual (por exemplo, troponina-I, liberação de lactato desidrogenase).
6. Administração de cardioplegia para armazenamento estático frio do coração
- Encha a câmara de cardioplegia (posicionada a uma altura de 60 cm para produzir pressão de perfusão de aproximadamente 40 mmHg) com 50 mL de solução de preservação cardíaca designada (com ou sem suplementação).
- Abaixe a camisa de água e feche a torneira de três vias no lado do modo de trabalho.
- Pare o fluxo em direção à cânula atrial esquerda fechando a pinça.
- Abra o fluxo para a cânula aórtica.
- Feche o grampo do lado de Langendoff e na pós-carga.
- Abra a pinça da linha de cardioplegia e elimine 15 mL de cardioplegia da linha de pressão. Feche a torneira na linha de pressão.
- Permita que o coração seja lavado com cardioplegia através da cânula aórtica e colete o efluente coronário. Execute a cardioplegia por 3 min e registre o volume de cardioplegia administrado.
- Pare de gravar dados no software e salve o arquivo.
- Após 3 min, feche a pinça de cardioplegia e a pequena pinça azul que leva à cânula aórtica.
- Coloque uma pinça de buldogue na cânula aórtica e uma segunda pinça de buldogue na cânula esquerda. Desconecte o bloco da cânula cardíaca do circuito e coloque-o em um béquer contendo cardioplegia em uma caixa de gelo (Figura 3B, C).
- Guarde o coração na geladeira por 6 h (ou tempo de armazenamento refrigerado desejado).
7. Reperfusão cardíaca após armazenamento estático a frio
- Prepare o tampão KH de acordo com a seção 1.
- Prepare o circuito de perfusão conforme a seção 2.
- Abra o arquivo salvo da perfusão da linha de base.
- Remova cuidadosamente o bloco da cânula cardíaca da caixa de gelo e prenda-o no circuito de perfusão. Antes de reconectar a cânula aórtica, use uma seringa de ponta romba 18 G cheia de tampão KH para remover qualquer ar da cânula. Conecte a cânula aórtica primeiro, abra a braçadeira da tubulação no lado Langendorff e certifique-se de que a braçadeira da tubulação de pós-carga esteja aberta.
- Reconecte a cânula atrial esquerda, certificando-se de que o ar foi removido da cânula antes de conectá-la ao circuito de perfusão. Mantenha o lado de trabalho clamp fechado até que seja hora de mudar do modo Langendorff para o modo de trabalho.
- Perfunda o coração no modo Langendorff por 15 min. Certifique-se de iniciar o registro de dados no início da reperfusão de Langendorff.
- Antes de mudar para o modo de trabalho, coloque as duas pedras borbulhantes no buffer KH, abra a torneira de 3 vias no lado de trabalho e transfira a tubulação de retorno comum para o reservatório de trabalho.
- Feche o grampo Langendorff branco, abra o grampo lateral de trabalho branco e perfunda o coração por 30 min. Meça e colete efluentes coronários em pontos de tempo designados para análise a jusante (por exemplo, marcadores de lesão cardíaca). Certifique-se de parar e reiniciar a gravação do software para iniciar um novo segmento (ou, alternativamente, adicionar um comentário).
- Com aproximadamente 15 minutos de reperfusão no modo de trabalho, feche a torneira de três vias.
- No final da reperfusão, salve o arquivo de dados, interrompa o fluxo através do circuito e desconecte o bloqueio cardíaco. Colete amostras do ventrículo esquerdo para processamento histológico e/ou congeladas para estudos futuros (por exemplo, extração de proteínas para estudos de western blot).
- Remova os filtros dos porta-filtros, drene o tampão do circuito e lave duas vezes com 5 L de água destilada.
NOTA: Embora não seja necessário, ajuda a pré-aquecer a água destilada em um grande recipiente dentro do banho-maria.
8. Análise da recuperação funcional
- Abra o arquivo LabChart.
- Realce uma região de pelo menos 30 s de gravação e clique em Comando > Adicionar seleção de dados OU Adicionar vários dados aos dados. Isso adicionará os parâmetros desejados a um arquivo DataPad dentro do software.
- Selecione o menu suspenso Janela > DataPad.
- Realce e copie os valores de recuperação do DataPad para uma planilha para análise de recuperação funcional. Calcule a recuperação funcional como uma porcentagem de seu respectivo valor basal 1,6,7.
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Resultados
Os resultados da perfusão basal determinarão se o experimento inicial (pré-armazenamento) foi bem-sucedido. O fluxo aórtico exibido durante o modo de Langendorff deve estar entre 14 - 22 mL/min. O fluxo de Langendorff é exibido como um valor negativo no medidor de vazão devido à perfusão retrógrada da aorta. Um exemplo de um traço de Langendorff aceitável é mostrado na Figura 4A.
Uma vez alternado para o modo de trabalho, o fluxo aórtico deve ser de pelo menos 30 ...
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Discussão
Dada a natureza sensível da função basal do coração, deve-se tomar cuidado para manter o equipamento de perfusão limpo e com componentes compatíveis. Por exemplo, o tubo de PVC correto deve ser usado. Alguns materiais de tubulação, como silicone, podem contribuir para menor fluxo aórtico e contratilidade, o que pode ser devido à perda de oxigênio através da tubulação. Embora existam circuitos isolados de perfusão cardíaca de ratos disponíveis comercialmente, a maioria deles é usada princ...
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Divulgações
Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.
Agradecimentos
Os estudos descritos aqui foram financiados por doações concedidas a PS Macdonald do Conselho Nacional de Saúde e Pesquisa Médica da Austrália, da Fundação da Clínica de São Vicente e da Bolsa de Investigador Sênior de Capacidade de Pesquisa Cardiovascular da NSW Health.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Tubo Eppendorff incolor de 1,5 mL, 1000 por caixa | Bio Strategy Pty Ltd | 0030.125.150 | |
| 15 mL cent/tubos (S) Sleeve/25 PP ctn/500 | Sigma-aldrich Pty Ltd | CLS430791-500ea | |
| BP Transdutor/Kit de cabos | ADInstruments | MLT1199 | Data Acquisition |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE221 | Data Acquisition |
| Carbogen 555G2 | Termômetro BOC | BOC002 | |
| Checktemp1 | Hanna Instruments | HI98509 | Grampo de Construção de Rig |
| Pinch 1/4-7/16 PK 12 | Thomas Scientific | 2848Y40 | |
| W/Extensão Haste Med. | Thomas Scientific | 8847T08 | Grampo de Construção de Rig |
| com Haste de Extensão Sm. | Thomas Scientific | 8847T02 | Rig Construction |
| Clips, Vaso, 60 g Pressão | Coherent Scientific | 14121 | Equipamento |
| Cirúrgico Conector Fechado | Thomas Scientific | 8847E25 | Rig Construction |
| Covidien Sofsilk 2-0 preto pré-cortado 45 cm caixa de 24 | Suprimentos Médicos Especializados | S195 | Consumíveis Cirúrgicos |
| Personalizados 250 mL Desgaseificador Encamisado | Construção de Rig Custom Blown Glassware Pty Ltd | N/A | Custom |
| 750 mL Reservoir | Blown Glassware Pty Ltd | N/A | Rig Construction |
| D-(+)-Glucose Anhydrous SigmaUltra | Sigma-aldrich Pty Ltd | G7528-1Kg | Para fazer Krebs Buffer |
| Dual Channel Console | ADInstruments | TS402 | Data Acquisition |
| Erlenmyer flasks 2 L | |||
| Filtro Microfibra tipo GF/C fibra de vidro 47 mm, 100 | Bio-strategy Pty Ltd | 1822047 | |
| Pinça, 15 cm, 0,3 mm, CRVD | Coherent Scientific | 14114 | Equipamento Cirúrgico |
| Grampos de Quatro Pinos com braço de 9 mm x 115 mm de comprimento para segurar objetos de 2-70 mm de diâmetro. Aquecedor | Construção de Equipamento | Circulador Met-App Australia Pty Ltd | 1352 |
| . Controle de estado sólido digital. (1020 Watts/240 Volts) | Thermoline Scientific | TU3 | Rig Construção |
| Heparina 5000 U/5 mL caixa 50 Pfizer 02112115 | Clffird Hallam Healthcare Pty Ltd | 1258693 | Drogas |
| Ilium Xylazil 20 Inj 50 mL | Cenvet Australia Pty Ltd | X5010 | Anestésico |
| Johns Hopkins Bulldog Clamp | Coherent Scientific | CS-WPI-14117 | |
| Cetamina 100 mg/50 mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | Anestesésico |
| Sulfato de Magnésio heptahidratado AR 500 g Chemsupply | Bio Strategy Pty Ltd | MA048-500g | Para fazer o Adaptador Articulado Macho/Fêmea Krebs |
| Buffer Thomas Scientific | 8847V08 | Rig Construction | |
| Masterflex L/S Cabeça de Carga Fácil para Tubos de Precisão, PPS, Rotor | CRSJohn Morris | 1015164 | Rig Construction |
| Tesoura Metzenbaum, 11,5 cm curvada | Coherent Scientific | WPI-501748 | Equipamento cirúrgico |
| Tesoura Metzenbaum, 14,5 cm reta | Coherent Scientific | WPI-501252 | equipamento cirúrgico |
| F/2-HEADS SS | John Morris | 1014414 | Parafusos de montagem para cabeças de bomba |
| Conector de lado aberto | Thomas Scientific | 8847E05 | |
| Paraformadeído de | Sigma-Aldrich | P6148-500G | Processamento de amostras |
| de Cloreto de Potássio (AnalaR NORMAPUR) 500 g | VWR Chemicals | 26764.26 | Para fazer o tampão Krebs |
| fosfato de potássio monobásico | Sigma-Aldrich Pty Ltd | P5379-500g | Para fazer Krebs Buffer |
| Powerlab 2/26, gravador de 2 canais + software Labchart | ADInstruments | ML826 | Hardware e Software de Computador |
| Precision XN Inline Flowsensor, 3.2 mm (1/8")ID ME4PXN-KR37 XF | ADInstruments | ME4PXN | Rig Construction |
| Scalpel com cabo descartável #11 pkt/10 | BSN Medical (Aust) Pty Ltd | 73252-36 | |
| Junta de Silicone para Swinnex 47 mm 5/PK | Merck Millipore | SX0004701 | Rig Construction |
| Silicone O-Ring 5-329 10/PK | Merck Millipore | XX1104707 | Rig Construction |
| Single Buret Clamp | Thomas Scientific | 8847T32 | Rig Construction |
| Slip-on inlet Filter pore size 10 µ m (borbulhador) | Sigma-aldrich | 59277 | Rig Construction |
| Sm. 360 Conector de Rotação | Thomas Scientific | 8847E35 | Rig Construction |
| Bicarbonato de sódio | Sigma-Aldrich Pty Ltd | S6297 - 250g | Para fazer Krebs Buffer |
| Swinnex Filter Holder, 47 mm | Merck Millipore | SX0004700 | Rig Construction |
| seringas 1 mL caixa/100 | Becton Dickinson Pty Ltd | 302100 | |
| Três Grampos de Pinos com braço de 9 mm de diâmetro x 125 mm de comprimento e parafuso duplo para segurar 5-80 mm | Met-App Australia Pty Ltd | 1356 | Módulo |
| Medidor de Vazão de Tubulação de Construção de Equipamento TS410 | ADInstruments | TS410 | Tubulação de Aquisição |
| de Dados PVC 6,35 mm ID x 9,52 mm OD 50ft Rolo 15,24m, claro, livre de ftalato DEHP, grau alimentício atende REAC | Thermo Fisher | NAL 8701-0600 | Construção de plataformas |
| Tubulação PVC 7,94 mm ID x 11,1 mm OD 50 pés Rolo 15,24 m, claro, DEHP livre de ftalatos, grau alimentício atende REAC | Thermo Fisher | NAL 8701-0900 | Tubulação de construção de plataforma |
| PVC 9,52 mm ID x 12,7 mm OD 100 pés Rolo | Thermo Fisher | NAL 8701-4120 | Construção de plataforma |
| Tesoura Vannas, 8,5 cm, reta, lâminas de 7 mm Coherent | Scientific | WPI-500-086 | Equipamento Cirúrgico |
| Banho-maria 30 litros com bandeja suspensa | Thermoline Scientific | TLWB-30 | Rig Construction |
Referências
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Reimpressões e permissões
