Desenvolvendo uma caixa comportamental para avaliar a inibição pré-pulso e a atividade neural em modelos animais psiquiátricos

Summary

Este protocolo apresenta uma caixa comportamental baseada em microcontrolador para avaliar a inibição pré-pulso (PPI) coletando dados de aceleração de um sensor abaixo da caixa. Esses dados avaliam déficits sensoriais em ratos socialmente isolados, com um método adicional para sincronizar dados com a atividade neuronal para avançar em estudos de neurofisiologia sobre distúrbios comportamentais.

Abstract

O sofrimento no início da vida é reconhecido como um potencial precursor de distúrbios do neurodesenvolvimento. Uma abordagem para investigar essa condição em modelos animais é o isolamento social pós-desmame. Foi demonstrado que esse sofrimento no início da vida em roedores leva a alterações neurais semelhantes às observadas em pacientes com esquizofrenia, incluindo diminuição do volume do córtex pré-frontal, diminuição da densidade da coluna dendrítica e aumento da atividade dopaminérgica na área tegmental ventral. O paradigma de inibição de pré-pulso (PPI) é um método estabelecido para avaliar déficits sensoriais em modelos humanos e animais. O IBP refere-se à supressão do reflexo de sobressalto a um estímulo acústico mais forte (por exemplo, pulso de 120 dB) quando é precedido por um pré-estímulo acústico mais fraco (por exemplo, pulso de 65 dB). Esse fenômeno é frequentemente reduzido em pacientes psiquiátricos e modelos animais de transtornos psiquiátricos. Este artigo apresenta um protocolo para construir uma caixa comportamental para estudos de IBP, permitindo o uso de um modelo animal acessível e econômico de esquizofrenia e a sincronização da caixa comportamental com registros neuronais do modelo (por exemplo, registros eletrofisiológicos). Esta caixa comportamental personalizada detectou efetivamente respostas de sobressalto e facilitou a avaliação do PPI com registro neuronal simultâneo em roedores de comportamento livre submetidos ao isolamento pós-desmame.

Introduction

Indivíduos diagnosticados com esquizofrenia (SCZ) frequentemente apresentam déficits sensório-motores. A diminuição da resposta à estimulação sensorial e a dificuldade em discernir informações relevantes de diversas entradas sensoriais são frequentemente relatadas nesses pacientes ^1,2. Para indivíduos saudáveis, fornecer um estímulo mais fraco antes de um mais forte diminui o reflexo de sobressalto usual para o estímulo mais forte³. Esse fenômeno é conhecido como inibição de pré-pulso (IBP) e tem sido usado para investigar déficits de gating sensorial em pacientes com SCZ e modelos animais de SCZ⁴.

Em uma tarefa de IBP acústico, uma resposta de sobressalto a um único pulso acústico forte (por exemplo, ~ 120 dB) é comparada à resposta de sobressalto quando o mesmo estímulo é precedido em um curto intervalo (30 a 500) por um estímulo mais fraco (por exemplo, ~ 65 dB) ^{3 , 4} . Em indivíduos saudáveis, a resposta de sobressalto ao pulso é diminuída quando o pulso mais fraco é apresentado (quando comparado à resposta de sobressalto ao pulso forte isolado). Esse fenômeno é interrompido em indivíduos com SCZ, que apresentam menor supressão da resposta de sobressalto mesmo quando o pulso mais fraco é apresentado precedendo o pulso forte 1,5,6,7,8.

Semelhante aos pacientes com SCZ, ratos com hiperatividade dopaminérgica mesolímbica também apresentam PPI acústico diminuído⁹, tornando esse paradigma uma ferramenta útil para investigar alterações comportamentais e fisiológicas em modelos animais de esquizofrenia. Geralmente, o aparelho comercial para PPI consiste em uma câmara acústica contendo sensores, alto-falantes e software para definir os parâmetros experimentais (por exemplo, intervalo entre pulsos e intensidade dos estímulos), registrar a resposta de sobressalto dos roedores e processar os dados. No entanto, os sistemas comerciais geralmente oferecem opções de personalização limitadas e são caros. As abordagens do tipo "faça você mesmo" (DIY) para a construção de aparelhos de pesquisa flexíveis estão aumentando o acesso a equipamentos e a transferência de conhecimento¹⁰. As soluções DIY para estudar mecanismos de gating sensório-motor, como o PPI, devem considerar vários fatores-chave para garantir eficácia e confiabilidade. Algumas considerações essenciais incluem especificações de projeto, controle de ambiente e luz, atenuação de som, sistemas de entrega de estímulos, sensores de medição comportamental e aquisição e análise de dados.

Soluções DIY para caixas comportamentais foram desenvolvidas para diferentes funções, como experimentos de lamber operante¹¹, tarefas de discriminação auditiva^{12 e função} do membro anterior¹³. Embora várias abordagens DIY se concentrem no rastreamento de vídeo¹⁴, esse tipo de dado requer altos recursos computacionais para serem analisados. Uma plataforma de hardware e software de código aberto pode ser usada para construir uma caixa comportamental PPI de baixo custo com flexibilidade para testar experimentos personalizados 15,16,17 e sincronizar gravações neuronais de animais que se comportam livremente.

Este artigo apresenta um método para desenvolver uma caixa comportamental para avaliar o IBP com uma plataforma de baixo custo para investigar o modelo de rato de isolamento pós-desmame, um estresse no início da vida que contribui para o desenvolvimento de sintomas semelhantes ao SCZ, que também pode ser usado com registros cerebrais eletrofisiológicos simultâneos.

Protocol

Os testes em animais foram realizados de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. Este projeto foi aprovado pelo Comitê de Ética do Instituto CEUA Santos Dumont (parecer nº 04/2016). Para o teste de IBP, 35 ratos Wistar (3 meses de idade, 290-490 g; 19 machos e 16 fêmeas) foram avaliados individualmente na caixa de IBP. Todos os 35 ratos foram submetidos a um protocolo de isolamento pós-desmame, onde foram alojados individualmente sob um ciclo de luz de 12/12 h a uma temperatura de 23 °C e 70% de umidade em uma instalação controlada com acesso ad libitum a alimentos e água. Detalhes dos reagentes e equipamentos usados no estudo são fornecidos na Tabela de Materiais.

1. Caixa de PPI

1. Faça uma caixa transparente de acrílico com 25 cm de comprimento, 20 cm de largura e 25 cm de altura para manter um rato de comportamento livre com um cabeamento com fio. Essa altura é importante para evitar que os ratos escapem e para manter o estágio livre e seguro para gravações neuronais.
   1. Use almofadas de borracha autoadesivas para isolar a caixa de acrílico de vibrações mecânicas externas (por exemplo, bancada de laboratório com outro equipamento) e para manter o acelerômetro preso embaixo da caixa sem contato físico com outras peças (por exemplo, bancada ou fios).
      NOTA: Ajuste o tamanho da caixa de acrílico transparente de acordo com os requisitos da tarefa (por exemplo, camundongo, rato, sagui).
2. Solde um cabo de fita (26 AWG) diretamente nos orifícios de quatro pinos de uma placa de acelerômetro: VCC (tensão), GND (terra), SCL (relógio serial) e SDA (dados seriais). Limpe o centro do acrílico e a placa plana do acelerômetro. Use cola de cianoacrilato ou resina epóxi para prender o acelerômetro firmemente embaixo da caixa de acrílico.
   1. Aguarde até que esteja completamente curado (Figura 1). Conecte o outro lado do cabo de fita ao microcontrolador da seguinte forma: VCC a 3.3 V, GND a GND, SCL a SCL (I2C SCL) e SDA a SDA (I2C SDA). Mantenha o acelerômetro conectado sob a caixa sem contato físico com outras peças (por exemplo, bancada ou fios).
      NOTA: Existem várias marcas de acelerômetros e microcontroladores DIY. O tamanho e o tipo de microcontrolador e acelerômetro dependem do uso pretendido e das dimensões/especificações da caixa. Considere os procedimentos de limpeza após cada sessão de teste e, se necessário, aplique uma camada de verniz eletrônico sobre as juntas e circuitos de solda para isolar e proteger contra respingos acidentais nas peças metálicas do acelerômetro. Para fins de comparação, o acelerômetro DYI e o acelerômetro comercial foram fixados lado a lado sob a caixa.
3. Faça uma câmara à prova de som com uma porta frontal e bordas de 80 cm usando painéis de fibra de média densidade (MDF) de 15 mm de espessura. Forre o interior da caixa com espuma acústica. Coloque um alto-falante 20 cm acima da caixa de acrílico de forma que permita que o headstage e o cabo se movam livremente.
   1. Conecte a saída de áudio do computador à placa microcontroladora (entrada analógica e GND) e ao alto-falante por meio de um detector de áudio comercial, que recebe estímulos acústicos do alto-falante e gera marcadores de eventos TTL (lógica transistor-transistor) para sincronizar dados comportamentais e neuronais (Figura 2).
      NOTA: Construa uma câmara acústica de acordo com os requisitos experimentais (por exemplo, considere a necessidade de câmeras, luz adicional e alto-falantes). Use um divisor de resistor (por exemplo, resistores de 10 kΩ e 10 kΩ) para manter o áudio do computador na faixa de entrada analógica do microcontrolador de 0 a 5 V. Um dispositivo detector de áudio comercial recebe entrada de áudio e envia TTL (Transistor-Transistor-Logic) como uma marca de início de estímulo para cada estimulação acústica enviada pelo computador (0-0,4 V é considerado como estado baixo e 2,8-5 V como estado alto). Geralmente, os sistemas de eletrofisiologia têm portas de entrada BNC fêmeas para receber sinais TTL ou analógicos (por exemplo, estímulos audiológicos).
4. Conecte a placa do microcontrolador ao computador com um cabo USB. Abra o software do ambiente de desenvolvimento integrado para a placa do microcontrolador.
   1. Selecione a placa microcontroladora correspondente, a porta COM e a taxa de transmissão. Abra o esboço do arquivo, compile e carregue o código na placa do microcontrolador. Clique na porta serial do monitor para verificar os dados recebidos. Feche o software do ambiente de desenvolvimento.
      NOTA: Ao conectar a placa microcontroladora a um computador via USB, ela recebe uma porta COM. Abra o gerenciador de dispositivos no painel de controle do Windows e clique em Portas (COM e LPT) para ver a porta COM atribuída ao microcontrolador (número COM). O número COM deve corresponder à configuração da porta COM do software de desenvolvimento. Um exemplo de esboço está disponível em https://github.com/neurodeveloperISD.
5. Coloque um medidor de alavanca de som digital no mesmo local onde o animal estará na caixa. Verifique o ruído de fundo na câmara com a porta fechada. Reproduza os estímulos acústicos e ajuste o alcance de detecção do sonômetro (30-80 dB ou 80-130 dB) para calibrar os níveis de estímulo acústico enviados pelo computador.
   NOTA: De acordo com o protocolo experimental, diferentes sequências de estímulos podem ser criadas usando uma linguagem de código aberto preferida (por exemplo, Python). Para este estudo, o ruído branco de 68 dB foi apresentado por 7 min com combinações aleatórias de pré-pulso e pulso. Exporte o arquivo como um arquivo de onda e a sequência da tabela da combinação de pré-pulso/pulso para análise off-line.
6. Abra um programa de software de código aberto preferido para adquirir e salvar dados de porta serial. Configure a porta COM, a placa do microcontrolador e a taxa de transmissão. Clique em conectar para ler os dados brutos ou o gráfico. Clique em salvar para começar a gravar os dados do experimento.
   NOTA: Existe software de código aberto para gravar portas seriais (por exemplo, CoolTerm, Python) e disponível comercialmente (por exemplo, Matlab).
7. Antes de colocar um animal, certifique-se de que cada componente (entrega de estímulo, detecção de resposta) funcione corretamente. Verifique o tempo e a sequência dos estímulos (de acordo com o protocolo PPI escolhido). Verifique a detecção e o registro precisos das respostas do acelerômetro.
8. Colete e analise os dados de resposta para avaliar o efeito PPI (etapa 5). Use ferramentas estatísticas para interpretar os resultados e avaliar os déficits de gating sensório-motor.

Figura 1: Acelerômetro firmemente preso sob a caixa comportamental. A figura mostra uma placa de acelerômetro de baixo custo (esquerda) e um acelerômetro comercial de última geração (direita) para fins de comparação de dados. O acelerômetro deve estar firmemente preso à caixa de acrílico e o cabo plano deve ser preso ao acrílico para evitar quebrá-lo devido a procedimentos de limpeza e mudanças de animais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Caixa comportamental integrada baseada em microcontrolador. Esquema mostrando um rato na caixa de acrílico com um headstage conectado a um sistema de gravação de eletrofisiologia cerebral. Um acelerômetro embaixo da caixa conectada ao microcontrolador envia dados do acelerômetro triaxial para o computador e obtém marcas de gatilho de estímulos para processamento de dados offline. Um alto-falante reproduz o ruído de fundo e os pulsos de som, que acionam marcadores para os dados do acelerômetro. Um microfone adquire estímulos acústicos para sincronizar com dados eletrofisiológicos (por exemplo, adquirir comportamento de vocalização durante as tarefas). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

2. Procedimento de isolamento pós-desmame em ratos

1. Isole os filhotes dos ratos em gaiolas individuais imediatamente após o desmame (^{17º a} 21º dia após o nascimento) e mantenha-os isolados por um período mínimo de 90 dias pós-natais.
2. Realizar o implante de microeletrodos neurocirúrgicos após 90 dias pós-natais usando protocolos estabelecidos^18,19.
3. Realize a tarefa de IBP após 7 a 10 dias após a cirurgia (consulte a etapa 4).

3. Procedimento cirúrgico para implante cerebral de arranjo de eletrodos

1. Um arranjo de microeletrodos deve ser previamente esterilizado (este estudo utilizou 32 fios de tungstênio de 50 μm de diâmetro, Figura 3A). Colocar o animal em uma caixa isolada com anestesia com isoflurano (5% em 0,5 L/min O₂, seguindo protocolos aprovados institucionalmente).
2. Retirar o animal da caixa e mantê-lo sob anestesia isoflurana com cone nasal de anestesia (1% em 0,5 L/min O₂). Administrar atropina por via intramuscular na dose de 0,05 mg/kg. Raspe a cabeça do animal com uma lâmina usando um líquido anti-séptico. Após 5 min, administrar cetamina por via intraperitoneal a 70 mg/kg e xilazina por via intramuscular a 3 mg/kg.
3. Colocar o animal numa almofada de aquecimento a 37 ± 0,2 °C no aparelho estereotáxico multiaxial sob isoflurano inalável (1%-5% em 0,5 L/min O₂). Insira um sensor retal para controlar a almofada de aquecimento junto com um sensor retal para monitorar a saturação PO₂ e a frequência cardíaca. Certifique-se de que a saturação de oxigênio esteja acima de 95% e a frequência cardíaca entre 200-300 bpm.
   NOTA: Observe esses parâmetros durante todo o procedimento cirúrgico e, se necessário, ajuste a concentração de isoflurano.
4. Aplique lubrificante oftálmico estéril nos olhos do animal e cubra-o com um campo cirúrgico estéril.
   NOTA: Realize todos os procedimentos cirúrgicos a seguir em condições assépticas.
5. Abrir o campo cirúrgico na região da cabeça do animal e fixá-lo com a pele por meio de suturas (4-0). Aplicar lidocaína 20% por via subcutânea no crânio do animal e realizar uma incisão longitudinal (~1,5 cm) da pele da cabeça, seguida da retirada do periósteo da calvária. Limpe a superfície óssea com água oxigenada.
6. Alinhe bregma e lambda no mesmo plano horizontal para melhor precisão da craniotomia, especialmente se estiver gravando de várias áreas do cérebro (este estudo registrou a partir da Área Tegmental Ventral, Amígdala, Núcleo Accumbens, Hipocampo e Córtex Pré-frontal, Figura 3B).
7. Marque as posições dos orifícios com uma broca robótica e insira 3 a 4 parafusos em locais distribuídos no local distante do crânio da craniotomia sem perfurar a dura-máter (Figura 3C, D).
8. Realizar uma craniectomia manual¹⁹, perfurando o perímetro da craniotomia usando uma broca dentária na velocidade máxima para os alvos cerebrais (Figura 3E).
9. Remova o osso, mantenha a dura-máter com solução salina estéril e remova a dura-máter.
   NOTA: Preste atenção a todo o processo de extração da dura-máter para evitar lesões cerebrais, o que pode comprometer a precisão da profundidade.
10. Coloque os eletrodos da matriz nas posições de craniectomia e mova para baixo a matriz de eletrodos até que os eletrodos da posição mais profunda toquem levemente o tecido cerebral. Use um fio para aterramento elétrico dos eletrodos, colocado na superfície do crânio, disposto em torno dos quatro parafusos (Figura 3F).
    NOTA: Veja o treinamento para implante de neurocirurgia em modelo animal¹⁹ usando um sujeito alternativo.
11. Insira os eletrodos a cada 100 μm até o local alvo e fixe-o com cimento dental para manter o conector firmemente fixado ao crânio e fora da pele.
    NOTA: Tenha cuidado para evitar deixar cair cimento dental no tecido cerebral ou nos orifícios dos pinos conectores.

Figura 3: Implante de arranjo de microeletrodos. (A) Arranjo de microeletrodos com 32 fios de tungstênio de 50 um para o PFC pré-límbico e infralímbico, VTA, AMY, NAcc e HIPC. (B) Crânio de rato mostrando os alvos cerebrais, bregma e lambda. (C) Posições de perfuração para craniectomia e parafusos. (D) Parafusos para apoiar o implante de matriz de microeletrodos e desenho de craniectomia. (E) Aberturas do crânio sem dura-máter. (F) Microeletrodos penetrando no cérebro. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

4. PPI e gravações neuronais

1. Conecte o headstage ao implante do conector no crânio do rato com muito cuidado.
   NOTA: Esta etapa é crucial para evitar quebrar os micro pinos do conector macho do cabeçote ou danificar o acrílico dental no crânio. O animal pode ser colocado em uma caixa com anestesia com isoflurano (5% em 0,5 L/min O₂) para ajudar a conectar, se necessário. Ao usar anestesia para conectar o headstage, espere que o isoflurano saia para que não afete o comportamento do IBP e a atividade cerebral.
2. Ligue o sistema de aquisição de dados neuronais e certifique-se de que ele receba dados dos estímulos acústicos por meio do microcontrolador ou de um gerador TTL conectado ao detector de áudio ou microfone. Ligue o gravador de código aberto da porta serial verificado anteriormente na etapa 1.6.
   NOTA: Dependendo da instalação do laboratório, esses procedimentos de sincronização podem ser diferentes.
3. Comece a adquirir dados eletrofisiológicos (pico e potencial de campo local) e acelerômetro com software de aquisição de eletrofisiologia.
   NOTA: Verifique os dados recebidos e ajuste a configuração de ganho para evitar cortar o sinal ou não detectar formas de onda de pico e o limite de detecção de pico. Dependendo do sistema de gravação e dos dados gravados, só é possível ajustar o ganho e o limite no modo online. Certifique-se de que a configuração do filtro para os sinais de baixa frequência (LFP), geralmente de 0.5 Hz a 100 Hz, alta frequência (picos), geralmente de 300 Hz a 5000 Hz, e ruído de baixa frequência, geralmente 50/60 Hz, sejam especificados corretamente para permitir uma análise offline.
4. Exponha o animal ao ruído de fundo branco (~ 68 dB) por 7 min com apresentação aleatória de todos os tipos de pulsos, por 10 vezes cada tipo (Figura 4). A Figura 4 exemplifica cinco tipos de pulsos utilizados neste protocolo: pulso 1 (pré-pulso de 75 dB, intervalo de 30 ms e pulso de 120 dB), pulso 2 (pré-pulso de 85 dB, intervalo de 30 ms e pulso de 120 dB), pulso 3 (pré-pulso de 75 dB, intervalo de 100 ms e pulso de 120 dB), pulso 4 (pré-pulso de 85 dB, intervalo de 100 ms e pulso de 120 dB), e pulso 5 (pulso único de 120 dB).
5. No final da sessão de gravação, desligue o software de aquisição e desconecte o conector do headstage.

Figura 4: Tipos de estímulos auditivos. Uma sessão ilustrada de 7 min de ruído branco com 5 tipos de combinações de pré-pulso + pulso foi apresentada aleatoriamente. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

5. Análise eletrofisiológica e comportamental

1. Importe os dados brutos contendo dados cerebrais, aceleração e estímulos acústicos em uma plataforma de processamento de sinais. Extraia épocas centradas em cada estímulo acústico.
2. Normalize as médias de acordo para comparar os valores entre os animais. Use o pulso único (pulso 5 neste protocolo) como resposta máxima e normalize o reflexo para outros pulsos para este valor.
3. Considere a amplitude de sobressalto para o pulso 5 como 100% e os outros pulsos em função do pulso 5.
   NOTA: As amplitudes são extraídas usando a raiz quadrada média (RMS) dos três eixos do acelerômetro (Figura 5A) para expressar a magnitude do sobressalto (Figura 5B) em um conjunto de n valores. O RMS é uma fórmula matemática²⁰, onde:
   
   ax = eixo x do acelerômetro, ay = eixo y do acelerômetro, az = eixo z do acelerômetro
   t = início do estímulo acústico mais 200 ms
   n = valores da coleção
   Para calcular a porcentagem de sobressalto RMS dos pulsos 1 a 4 em relação ao pulso 5:
   
   _{Pulso RMS} = RMSstartle para o pulso 1, 2, 3, 4
   RMS_pulse5 = RMSstartle para o Pulse 5
4. Use os TTLs enviados ao sistema de aquisição de dados neuronais para analisar os dados cerebrais em torno dos estímulos acústicos e das respostas reflexas de acordo.

Figura 5: Dados do acelerômetro triaxial e RMS. (A) Os dados ilustrativos do acelerômetro triaxial (eixo x, y, z (g)) foram registrados durante 6 min de linha de base e estimulação aleatória de ruído branco de 80 PPI. (B) Cálculo RMS de sobressalto a partir dos três eixos do acelerômetro (x, y, z coluna cinza destacada, expandida em B). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Results

A inibição pré-pulso não mostrou diferença para o pulso 1 e 3 em comparação com o pulso 5 (apenas 120dB), mas mostrou diferença estatística para o pulso 2 e 4 (p < 0,05) (Figura 6).

Figura 6: Amplitudes médias de resposta ao estímulo auditivo nos cinco tipos de pulsos.

Discussion

Este protocolo apresentou uma caixa comportamental DIY para estudar tarefas de inibição de pré-pulso em ratos Wistar de comportamento livre enquanto registravam dados cerebrais (neste exemplo, potencial de campo local e atividade de pico). A caixa pode ser construída e personalizada com componentes comumente encontrados em laboratórios de neurociências, sendo assim acessível e barata. Essas soluções DIY também permitem mais flexibilidade no design e personalização de experimentos.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Caixa de acrílico	Feito sob medida		Folha acrílica de 5 mm de espessura, 20 cm x 25 cm x 25 cm
Almofadas de borracha adesiva	Grão de gorila	MPU6050	Diâmetro 0,8" e altura 0,38". Almofadas de borracha para estabilizar a caixa de acrílico e isolar da vibração externa. A altura deve ser superior a 5 mm devido ao MPU6050 embaixo da caixa.
Arduino Uno	Arduino	ATmega328P	Placa microcontroladora Arduino baseada no ATmega328P com 14 pinos de entrada/saída digital, 6 entradas analógicas e velocidade de clock de 16 MHz.
Rastreador de estimulação Cedrus (detector de áudio)	Cedrus	https://cedrus.com/stimtracker/index.htm	O rastreador de estímulo Cedrus detecta estímulos acústicos e envia marcadores TTL para os dados do acelerômetro.
Sistema de Pesquisa Cineplex	Plexon	https://plexon.com/plexon-systems/cineplex-behavioral-research-system/	Gravação de vídeo do animal sincronizado com dados eletrofisiológicos.
Cola de cianoacrilato		MPU6050	Super cola para prender firmemente o MPU6050 embaixo da caixa.
Medidor de alavanca de som digital			Medidor de decibéis para calibrar os estímulos definidos antes do experimento.
IBM SPSS	SPSS (Pacote Estatístico para as Ciências Sociais, EUA)		Plataforma de software IBM SPSS Statistics.
Laboratório de Matemática	Obras de Matemática	https://www.mathworks.com/products/matlab.html	Plataforma MATLAB para análise de dados, desenvolvimento de algoritmos e criação de modelos.
Micro parafuso de aço inoxidável			Parafusos de óculos com 1,2 mm de diâmetro e 4 mm de comprimento.
Matriz de microeletrodos	Em casa feito sob medida		Ele usa conector omnetics e fios de tungstênio de 50 mícrons revestidos com parileno de fio fino da Califórnia.
Microfone			Microfone para aquisição de estimulação acústica sincronizada com dados eletrofisiológicos.
MPU-6050	InvenSense	https://invensense.tdk.com/products/motion-tracking/6-axis/mpu-6050/	O MPU-6050 é um giroscópio de 3 eixos e um acelerômetro de 3 eixos
Processador de aquisição multicanal	Plexon	SPIKE/LFP	MAP Plexon para aquisição de dados eletrofisiológicos neuronais SPIKE/LFP e canais auxiliares (microfone, marcadores TTL, acelerômetro).
NeuroExplorer	Nex	https://www.neuroexplorer.com/	Programa de análise de dados NeuroExplorer de sinais e carimbos de data/hora registrados continuamente (trens de pico, eventos comportamentais)
Neuroexplorador	Nex Technolgie	https://www.neuroexplorer.com/	Software para análise de dados neurofisiológicos SPIKE e LFP.
Classificador offline	Plexon	https://plexon.com/products/offline-sorter/#38957t34842	Software para classificação de picos offline.
Classificador de OffLine	Classificador offline	https://plexon.com/products/offline-sorter/	O Classificador Offline é um software de classificação de picos offline
Sensor veterinário retal de SpO2	KTMED	FS-03	Sensor de SpO2 para pequenos animais
Cabo de fita			Cabo de fita fino para conectar MPU6050 ao Arduino.
Broca Roboti	Neuroestrela	https://robot-stereotaxic.com/drill-injection-robot/	Broca robótica usada com estereotáxica Neurostar. Pode ser substituído por furadeira manual.
Orador			O alto-falante tem faixa de 100 a 40 kHz e intensidade de até 150 dB.
Aparelhos estereotáxicos	Neuroestrela		Estereotáxico usado para neurocirurgia em roedores