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Artigo de método

Modelagem e Avaliação do Modelo de Cardiomiopatia Diabética Murina

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DOI:

10.3791/67189

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29 de novembro de 2024

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1Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 2Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve um método para induzir cardiomiopatia diabética por meio de uma combinação de dieta rica em gordura e injeção de estreptozotocina. Essa abordagem visa fornecer uma estrutura confiável para a investigação científica sobre a cardiomiopatia diabética e explorar possíveis caminhos para aplicações de tratamento clínico.

Resumo

Os mecanismos fisiopatológicos subjacentes da cardiomiopatia diabética (DbMC), uma das principais causas de mortalidade entre pacientes com diabetes mellitus tipo 2 (DM2), permanecem pouco compreendidos. A toxicidade miocárdica associada ao DM2 é atribuída a fatores como lipotoxicidade, glicotoxicidade, estresse oxidativo, redução da eficiência cardíaca e lipoapoptose. Em comparação com os ratos, os camundongos oferecem maior acessibilidade, custo-benefício e aplicabilidade mais ampla para experimentos com animais. A resistência à insulina e a secreção de insulina prejudicada são fatores cruciais na fisiopatologia do DM2. Apresentamos um novo modelo murino não genético que replica a progressão do DbCM humano induzido por uma combinação de alimentação com dieta rica em gordura (HFD) e injeção de estreptozotocina (STZ). Neste estudo, usamos camundongos C57BL/6J do tipo selvagem, administrando um regime de HFD por 12 semanas, seguido de injeções intraperitoneais de STZ por mais 12 semanas para induzir manifestações características de DM2. Realizamos testes orais de tolerância à glicose e medimos as concentrações séricas de insulina para confirmar o desenvolvimento de resistência à insulina e secreção insuficiente de insulina. A estrutura e a função cardíaca foram rigorosamente avaliadas por meio de ecocardiografia transtorácica não invasiva. As características patológicas foram avaliadas por meio da coloração tricrômica de Masson e da coloração com aglutinina de gérmen de trigo (WGA), revelando características patológicas relacionadas à DbCM. Portanto, fornecemos um método robusto e versátil para estabelecer um modelo murino não genético de DbCM.

Introdução

O diabetes mellitus tipo 2 (DM2) é uma preocupação de saúde global em escalada progressiva, destacando-se como uma das principais causas de morbidade e mortalidade entre os indivíduos afetados. A prevalência do DM2 está intimamente relacionada à crescente epidemia de obesidade 1,2. Mais de um terço dos pacientes com DM2 apresentam um fenótipo cardiovascular distinto denominado cardiomiopatia diabética (DbMC), caracterizado por disfunção miocárdica que ocorre independentemente de doença arterial coronariana, hipertensão e valvopatia3. Novas evidências sugerem que aproximadamente 20% dos pacientes diabéticos estão predispostos a desenvolver insuficiência cardíaca3, uma condição intimamente associada ao seu prognóstico4. Vários mecanismos fisiopatológicos da DbMC têm sido propostos, incluindo inflamação5, remodelação e disfunção cardíaca6, disfunção mitocondrial7, estresse oxidativo8 e distúrbios metabólicos9. Apesar da extensa pesquisa, o espectro completo de mecanismos e suas contribuições individuais para a DbMC permanecem incompletamente compreendidos10. Portanto, modelos animais pré-clínicos bem estabelecidos são essenciais para o avanço do estudo dessa condição.

O DM2 é caracterizado por resistência à insulina e insuficiência progressiva de insulina11, sendo a maioria com sobrepeso ou obesidade12. Neste estudo, estabelecemos um modelo murino estável e modificado de DbCM com base em estudos anteriores, combinando alimentação com dieta rica em gordura (HFD) e injeção de estreptozotocina (STZ). No DM2, a resistência à insulina e a destruição das células β pancreáticas contribuem para a fisiopatologia da doença12. Este modelo aproveita dois fatores de risco proeminentes do DM2. Especificamente, camundongos alimentados com HFD desenvolvem resistência à insulina, e as injeções subsequentes de STZ prejudicam ainda mais a função das células β das ilhotas pancreáticas, levando significativamente à progressão da fisiopatologia semelhante ao DM2. A STZ, isolada de Streptomyces achromogenes, foi descrita pela primeira vez em 1963 por sua destruição seletiva das células β das ilhotas pancreáticas e suas propriedades diabetogênicas13. Existem dois modelos de tratamento de STZ: a administração de uma dose relativamente alta de STZ resulta em um modelo de cardiomiopatia de curto prazo, enquanto as injeções repetidas de STZ em baixas doses induzem um modelo de DM2 que progride naturalmente para DbCM. Como resultado deste último método, os animais desenvolvem hiperglicemia, polidipsia e poliúria, todas características do DM2 humano e desenvolvem DbMC naturalmente.

Este estudo descobriu que camundongos C57BL / 6J do tipo selvagem alimentados com HFD seguido de injeções intraperitoneais de STZ (30 mg / kg) exibiram função cardíaca, morfologia e histologia consistentes com as características do DbCM ao final do experimento. Essa abordagem fornece um método eficaz para estabelecer um modelo DbCM murino.

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Protocolo

Todos os procedimentos seguiram as diretrizes institucionais para pesquisa com animais, de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório delineado pelos Institutos Nacionais de Saúde dos EUA (NIH Publication No. 85-23, revisado em 1996). Todos os experimentos com animais foram aprovados pelo Comitê de Ética em Cuidados com os Animais e pelo Comitê de Ética da Universidade de Sichuan. Camundongos C57BL / 6J machos foram comprados da Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (China). Durante toda a duração experimental, os camundongos foram alojados em condições controladas de 24 °C e um ciclo regulado de 12 h claro/escuro, com acesso ad libitum a comida e água.

figure-protocol-1
Figura 1: Linha do tempo do experimento esquemático. Os camundongos usados nos grupos HFD / STZ e ND tinham aproximadamente 7-8 semanas de idade. O peso corporal e o nível aleatório de glicose no sangue de cada camundongo foram registrados semanalmente. Nos intervalos de alimentação de 12 e 24 semanas, o fenótipo metabólico dos camundongos foi avaliado por um teste oral de tolerância à glicose (TOTG) e medição do nível sérico de insulina. Além disso, a ecocardiografia foi avaliada no início do estudo (semana 0), 12 semanas e 24 semanas. Após o período de alimentação de 24 semanas, os camundongos foram sacrificados. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

1. Alimentação HFD

  1. Alimente camundongos C57BL / 6J machos (7-8 semanas de idade) com uma dieta normal (ND) ou HFD (60% de gordura kcal) por 24 semanas para induzir a obesidade.
  2. Registre o peso corporal de cada camundongo a cada 4 semanas. Certifique-se de que a curva de peso exiba um padrão ascendente semelhante antes de 12 semanas, com uma inclinação mais acentuada observada no grupo HFD.

2. Preparação e injeção da solução STZ

NOTA: Armazene STZ a -20 °C para evitar degradação devido à sua alta instabilidade à temperatura ambiente (RT). Misture STZ com tampão citrato imediatamente dentro de 5 minutos antes da injeção.

  1. Prepare o tampão citrato. Pesar 2,1 g de ácido cítrico (massa molecular relativa: 210,14) e dissolver completamente em 100 ml de água destilada para preparar a solução A; pesar 2,94 g de citrato de sódio (massa molecular relativa: 294,10) e dissolvê-lo completamente em 100 ml de água destilada para preparar a solução B. Misturar as soluções A e B na proporção de 1: 1,32 para obter a solução de trabalho de ácido cítrico. Filtre as impurezas usando uma membrana filtrante de 0,45 μm.
  2. Pesar 1 g de STZ e dissolva-o completamente em 100 ml da solução de trabalho preparada de ácido cítrico misturado. Conservar a solução STZ resultante a 4 °C. Certifique-se de que a injeção da solução STZ ocorra dentro de 30 minutos, sempre que possível.
  3. Usando uma seringa de 1 mL, administre injeções intraperitoneais de uma solução contendo 30 mg / kg de STZ diariamente por 7 dias consecutivos em camundongos do grupo HFD / STZ, fornecendo um volume igual de tampão citrato (0,1 mmol / L, pH = 4,5) para camundongos no grupo ND.
  4. Analise os níveis de glicose no sangue 1 semana após a injeção final. Classifique os camundongos que exibem concentrações aleatórias de glicose no sangue superiores a 16,7 mmol / L como camundongos DM2.
    1. Posicione cuidadosamente o mouse em um dispositivo de retenção, garantindo que sua cauda se estenda totalmente para fora.
    2. Antes da coleta de sangue, higienize bem o local de coleta de sangue da cauda com um cotonete com álcool 70%, mantendo a esterilidade e a limpeza.
    3. Com uma agulha de ponta afiada, insira-a na veia da cauda, avançando da ponta em direção à base a uma profundidade de 3-4 mm. Assim que a agulha estiver firmemente no lugar, aperte suavemente a parte superior da cauda para estimular o fluxo sanguíneo.
    4. Colete aproximadamente 10 μL de sangue de um camundongo e aplique cuidadosamente o sangue coletado na tira de teste dedicada. Assim que o sangue for absorvido, o medidor de glicose exibirá imediatamente a leitura da glicose no sangue.

3. Teste oral de tolerância à glicose (TOTG)14

  1. Antes do OGTT, jejue cada rato durante a noite por 14 h, enquanto ele tem acesso irrestrito à água.
  2. Prepare aproximadamente 10 mL de uma solução de glicose a 20%. Administrar uma dose de 1 g/kg de glicose por sonda oral a cada ratinho durante o TOTG.
  3. Monitore os níveis de glicose no sangue em vários momentos: imediatamente (0 min), 15 min, 30 min, 60 min e 120 min após a administração.

4. Avaliação ecocardiográfica da função cardíaca

  1. Realize ecocardiografia em cada camundongo no início do estudo (0 semanas), 12 semanas e 24 semanas após a alimentação com HFD ou ND.
  2. Antes da ecocardiografia, anestesiar o camundongo por inalação de isoflurano a 3%, que é administrado com oxigênio a 100% usando uma máquina anestésica. Certifique-se de que o mouse não mostre nenhuma reação ao beliscão da pele usando uma pinça dentada ou estimulação dos dedos dos pés e da cauda. Aplique pomada veterinária nos olhos para evitar o ressecamento durante a anestesia.
  3. Posicione o mouse em uma almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal e prenda suas garras a um eletrodo para garantir uma posição supina estável. Ajuste a concentração de isoflurano entre 1% -2% para anestesia de manutenção para manter uma frequência cardíaca alvo de aproximadamente 450 batimentos por minuto.
  4. Remova o pelo do rato usando creme depilatório e aplique gel ultrassônico no peito. Remova o creme depilatório e o gel ultrassônico com solução salina estéril após o ecocardiograma.
  5. Avalie a função cardíaca e os parâmetros estruturais com uma sonda de 50 MHz.
    1. Para obter uma visão ideal do eixo longo do ventrículo esquerdo (VE), posicione a sonda no lado esquerdo do tórax do animal.
    2. Dependendo da anatomia individual, gire a sonda no sentido anti-horário entre 15° e 45° em relação à linha paraesternal esquerda, com o entalhe direcionado para o ombro direito. Ajuste o eixo x e o eixo y no modo B15.
      NOTA: Uma visão apropriada do eixo longo do VE deve incluir (i) a valva aórtica e a raiz da aorta; (ii) a câmara do VE está posicionada no centro da visão; (iii) o eixo base-ápice deve ser paralelo ao transdutor16.
    3. Pressione o modo M 2x para exibir a linha de medição. Posicione esta linha ao nível do músculo papilar. Em seguida, faça medições por pelo menos três batimentos cardíacos consecutivos para garantir a precisão. Toque em Salvar clipe para salvar o loop de cinema na série.
    4. Identifique a dimensão sistólica final como a fase que coincidiu com a onda T do ECG e determine a dimensão diastólica final como a fase correspondente à onda R do ECG.
    5. Incline a almofada de operação, certificando-se de que o canto superior esquerdo esteja mais baixo e o canto inferior direito seja o mais alto. Ajuste a sonda para penetrar ao longo da direção do ápice cardíaco do camundongo, paralelo ao longo eixo do coração, para obter uma visão transapical de quatro câmaras.
    6. Selecione sucessivamente os modos C (Doppler colorido) e PW (Doppler PW), coloque o volume da amostra no ponto de velocidade mais alto, ajuste a direção da amostragem para corresponder à direção do fluxo sanguíneo e registre as informações hemodinâmicas da valva mitral (ondas E e A)16. Toque em Salvar clipe para salvar o loop de cinema na série.
  6. Interrompa a inalação de isoflurano para permitir que os camundongos recuperem a consciência. Retornar os animais às suas gaiolas, alojados em um ambiente controlado com um ciclo claro/escuro de 12 horas nas marcas de 0 e 12 semanas. Após a avaliação ecocardiográfica de 24 semanas, eutanasiar humanamente os camundongos por meio de luxação cervical após a inalação de isoflurano.
  7. Realize a análise da fração de ejeção (FE), encurtamento da fração (FS), parede posterior do ventrículo esquerdo (PPVE), diâmetro interno do ventrículo esquerdo (LVID), septo interventricular (SIV) e relação E/A usando o dongle da estação de trabalho.

5. Coloração histológica

  1. Depois de concluir a análise ecocardiográfica na marca de 24 semanas, eutanasiar o camundongo por luxação da medula espinhal após a inalação de isoflurano.
  2. Disseque o mouse usando tesouras e pinças oftálmicas. Corte as costelas com cuidado para garantir a exposição completa do coração.
  3. Perfunda o coração através do ápice com solução salina até que o fígado fique pálido, indicando perfusão bem-sucedida. Remova o coração e enxágue-o bem em solução salina para garantir a remoção completa do sangue.
  4. Execute a incorporação de parafina17.
    1. Fixe o coração com formalina a 4% em RT por pelo menos 24 h.
    2. Coloque a caixa de desidratação contendo o coração em um desidratador para passar por um processo de desidratação gradual envolvendo álcool gradiente e lixiviação de cera a 65 °C.
  5. Prepare seções de tecido17.
    1. Coloque o bloco de cera aparado contendo músculo papilar em um micrótomo para fatiar, com uma espessura de 4 μm, e guarde em RT para coloração patológica.
  6. Realize a coloração usando o tricrômico18 de Masson e a coloração com aglutinina de gérmen de trigo (WGA)19 .

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Resultados

Este estudo envolveu a alocação aleatória de camundongos em dois grupos: o grupo ND e o grupo HFD / STZ, com 6 camundongos em cada grupo. Após a ecocardiografia final e os testes de TOTG 24 semanas após a alimentação, os camundongos foram eutanasiados para colher seus tecidos cardíacos para uma avaliação histológica.

HFD / STZ causou um ganho de peso corporal óbvio, atingindo seu pico em 12 semanas, e foi significativamente maior em comparação com o grupo ND. Após a administração de STZ, uma d...

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Discussão

Dada a prevalência generalizada de diabetes mellitus e suas complicações cardiovasculares associadas em todo o mundo, há uma necessidade urgente de descobrir os mecanismos moleculares subjacentes e desenvolver estratégias preventivas e terapêuticas para essa condição20. A patogênese da DbMC, uma das complicações cardiovasculares em pacientes com DM2, permanece obscura, sem abordagens efetivas para prevenir e tratar21. A ausência de modelos ...

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (números de concessão: U23A20395, 81900258 e 82170375); o Projeto-Chave de Pesquisa e Desenvolvimento do Departamento de Ciência e Tecnologia da Província de Sichuan (2022ZDZX0020); Projeto do Fundo Especial de Pesquisa Clínica do Ramo Cardiovascular da Associação Médica Chinesa (CSC) (CSCF2020B04); 1· 3· 5 do Hospital da China Ocidental, Universidade de Sichuan (ZYGD23021). Obrigado a Qing Yang (Animal Imaging Core Facilities, West China Hospital, Sichuan University) por sua ajuda na ultrassonografia de pequenos animais.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Sistema de ultro-som animalFujifilm Visual SonicsVEVO 3100Ecocardiografia
Glicosímetro de sangueYuwellGU100Avalie o nível de glicose no sangue
Ácido cítricoSigma-Aldrich251275
IsofluranoRWD ciências da vidaR510-22Anestesia
Vaporizador de isofluranoRWD ciências da vidaR500anestesia
Insulina de camundongo (INS) ELISA KitWuhan Feiyue Biotechnology Co., LtdFY-EM14029Avalie o nível de insulina sérica
Creme de depilaçãoNair Nair255gRemova a pele da
dieta de roedores de camundongo com 60% de gordura kcalResearch Diets IncD12492Dieta rica em gordura alimentando
Citrato de sódioSigma-AldrichS4641
Filtro estérilMerck MilliporeSLHV033N
EstreptozocinaSolarbioS8050
Gel de ultrassomKepplerKL-250de ecocardiografia
DongleFujifilm Visual SonicsVevo LABAnálise de dados ecocardiográficos
Estação de trabalho

Referências

  1. Defronzo, R. A., et al. Type 2 diabetes mellitus. Nat Rev Dis Primers. 1, 15019(2015).
  2. Htay, T., et al. Mortality and cardiovascular disease in type 1 and type 2 diabetes. Curr Cardiol Rep. 21 (6), (2019).
  3. Jia, G., Hill, M. A., Sowers, J. R. Diabetic cardiomyopathy: An update of mechanisms contributing to this clinical entity. Circ Res. 122 (4), 624-638 (2018).
  4. Kenny, H. C., Abel, E. D. Heart failure in type 2 diabetes mellitus. Circ Res. 124 (1), 121-141 (2019).
  5. Biernacka, A., et al. Smad3 signaling promotes fibrosis while preserving cardiac and aortic geometry in obese diabetic mice. Circ Heart Fail. 8 (4), 788-798 (2015).
  6. Van Linthout, S., et al. Reduced MMP-2 activity contributes to cardiac fibrosis in experimental diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 103 (4), 319-327 (2008).
  7. Ni, R., et al. Therapeutic inhibition of mitochondrial reactive oxygen species with mito-tempo reduces diabetic cardiomyopathy. Free Radic Biol Med. 90, 12-23 (2016).
  8. Tan, Y., et al. Diabetic downregulation of Nrf2 activity via erk contributes to oxidative stress-induced insulin resistance in cardiac cells in vitro and in vivo. Diabetes. 60 (2), 625-633 (2011).
  9. Maack, C., et al. Heart failure and diabetes: Metabolic alterations and therapeutic interventions: A state-of-the-art review from the translational research committee of the heart failure association-european society of cardiology. Eur Heart J. 39 (48), 4243-4254 (2018).
  10. Ho, K. L., et al. structural and biochemical changes in diabetes and the development of heart failure. Diabetologia. 65 (3), 411-423 (2022).
  11. Saisho, Y. Beta-cell dysfunction: Its critical role in prevention and management of type 2 diabetes. World J Diabetes. 6 (1), 109-124 (2015).
  12. Galicia-Garcia, U., et al. Pathophysiology of type 2 diabetes mellitus. Int J Mol Sci. 21 (17), 6275(2020).
  13. Junod, A., et al. Studies of the diabetogenic action of streptozotocin. Proc Soc Exp Biol Med. 126 (1), 201-205 (1967).
  14. Einwallner, E., Nagy, C. Study of in vivo glucose metabolism in high-fat diet-fed mice using oral glucose tolerance test (OGTT) and insulin tolerance test (ITT). J Vis Exp. (131), e56672(2018).
  15. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
  16. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: A position paper of the ESC working group on myocardial function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  17. Paraffin sides experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5556&code=BLZPSYBG (2022).
  18. staining experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG (2022).
  19. Paraffin WGA staining protocol. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5041&code=MYYGSYBG (2022).
  20. Guariguata, L., et al. Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035. Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).
  21. Tan, Y., et al. Mechanisms of diabetic cardiomyopathy and potential therapeutic strategies: Preclinical and clinical evidence. Nat Rev Cardiol. 17 (9), 585-607 (2020).
  22. Prasad, M., et al. A comprehensive review on high -fat diet-induced diabetes mellitus: An epigenetic view. J Nutr Biochem. 107, 109037(2022).
  23. Zhang, Y., et al. Positional cloning of the mouse obese gene and its human homologue. Nature. 372 (6505), 425-432 (1994).
  24. Adingupu, D. D., et al. Sglt2 inhibition with empagliflozin improves coronary microvascular function and cardiac contractility in prediabetic ob/ob(-/-) mice. Cardiovasc Diabetol. 18 (1), 16(2019).
  25. Huynh, K., et al. Coenzyme q10 attenuates diastolic dysfunction, cardiomyocyte hypertrophy and cardiac fibrosis in the db/db mouse model of type 2 diabetes. Diabetologia. 55 (5), 1544-1553 (2012).
  26. Moellmann, J., et al. Empagliflozin improves left ventricular diastolic function of db/db mice. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1866 (8), 165807(2020).
  27. Ramirez, E., et al. Eplerenone attenuated cardiac steatosis, apoptosis and diastolic dysfunction in experimental type-ii diabetes. Cardiovasc Diabetol. 12, 172(2013).
  28. Fuentes-Antras, J., et al. Updating experimental models of diabetic cardiomyopathy. J Diabetes Res. 2015, 656795(2015).
  29. Riehle, C., Bauersachs, J. Of mice and men: Models and mechanisms of diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 114 (1), 2(2018).
  30. Zhao, S., Kusminski, C. M., Scherer, P. E. Adiponectin, leptin and cardiovascular disorders. Circ Res. 128 (1), 136-149 (2021).
  31. Parilla, J. H., Willard, J. R., Barrow, B. M., Zraika, S. A mouse model of beta-cell dysfunction as seen in human type 2 diabetes. J Diabetes Res. 2018, 6106051(2018).
  32. Wang, B., Chandrasekera, P. C., Pippin, J. J. Leptin- and leptin receptor-deficient rodent models: Relevance for human type 2 diabetes. Curr Diabetes Rev. 10 (2), 131-145 (2014).
  33. Vasanji, Z., Cantor, E. J., Juric, D., Moyen, M., Netticadan, T. Alterations in cardiac contractile performance and sarcoplasmic reticulum function in sucrose-fed rats is associated with insulin resistance. Am J Physiol Cell Physiol. 291 (4), C772-C780 (2006).
  34. Wright, J. J., et al. Mechanisms for increased myocardial fatty acid utilization following short-term high-fat feeding. Cardiovasc Res. 82 (2), 351-360 (2009).
  35. Flister, K. F. T., et al. Long-term exposure to high-sucrose diet down-regulates hepatic endoplasmic reticulum-stress adaptive pathways and potentiates de novo lipogenesis in weaned male mice. J Nutr Biochem. 62, 155-166 (2018).
  36. Kanwal, A., Pillai, V. B., Samant, S., Gupta, M., Gupta, M. P. The nuclear and mitochondrial sirtuins, sirt6 and sirt3, regulate each other's activity and protect the heart from developing obesity-mediated diabetic cardiomyopathy. FASEB J. 33 (10), 10872-10888 (2019).
  37. Winzell, M. S., Ahren, B. The high-fat diet-fed mouse: A model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes. Diabetes. 53 Suppl 3, S215-S219 (2004).
  38. Poucher, S. M., et al. Effects of saxagliptin and sitagliptin on glycaemic control and pancreatic beta-cell mass in a streptozotocin-induced mouse model of type 2 diabetes. Diabetes Obes Metab. 14 (10), 918-926 (2012).
  39. Islam, M. S., Loots Du, T. Experimental rodent models of type 2 diabetes: A review. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 31 (4), 249-261 (2009).
  40. Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for type 2 diabetes mellitus. J Diabetes Res. 2016, 2902351(2016).
  41. Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., Mccubbin, J. A., Feinglos, M. N. Diet-induced type ii diabetes in c57bl/6j mice. Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).
  42. Clee, S. M., Attie, A. D. The genetic landscape of type 2 diabetes in mice. Endocr Rev. 28 (1), 48-83 (2007).
  43. Lee, J. Y., Kim, M. J., Moon, C. K., Chung, J. H. Degradation products of streptozotocin do not induce hyperglycemia in rats. Biochem Pharmacol. 46 (11), 2111-2113 (1993).
  44. Ozturk, N., Uslu, S., Ozdemir, S. Diabetes-induced changes in cardiac voltage-gated ion channels. World J Diabetes. 12 (1), 1-18 (2021).
  45. Bohne, L. J., Johnson, D., Rose, R. A., Wilton, S. B., Gillis, A. M. The association between diabetes mellitus and atrial fibrillation: Clinical and mechanistic insights. Front Physiol. 10, 135(2019).

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