O método apresentado descreve a geração de um nocaute gênico mediado por CRISPR na linhagem H9 de células-tronco embrionárias humanas (hESC), que expressa de forma estável sgRNAs direcionados ao gene L2HGDH usando um sistema de entrega de genes mediado por lentivírus altamente eficiente.
Artigo de método
Deleção gênica mediada por CRISPR-Cas9 em células-tronco pluripotentes humanas cultivadas em condições livres de alimentador
Neste artigo
Resumo
Resumo
O sistema CRISPR-Cas9 para edição de genoma revolucionou os estudos de função gênica em células de mamíferos, incluindo células-tronco. No entanto, a aplicação prática dessa técnica, particularmente em células-tronco pluripotentes, apresenta alguns desafios, como ser demorada e trabalhosa e ter baixa eficiência de edição. Aqui, descrevemos a geração de um nocaute genético mediado por CRISPR em uma linhagem de células-tronco embrionárias humanas (hESC) expressando sgRNAs estáveis para o gene L2HGDH, usando um sistema de entrega de genes mediado por lentivírus altamente eficiente e estável. Os sgRNAs direcionados ao éxon 1 do gene L2HGDH foram sintetizados quimicamente e clonados no vetor lentiCRISPR v2-puro, que combina a expressão constitutiva de sgRNAs com Cas9 em um sistema de vetor único altamente eficiente para obter títulos lentivirais mais altos para infecção por hESC e seleção estável usando puromicina. As células selecionadas por puromicina foram expandidas e clones de célula única foram obtidos usando o método de diluição limitada. Os clones únicos foram expandidos e vários clones knockout homozigotos para o gene L2HGDH foram obtidos, conforme confirmado por uma redução de 100% na expressão de L2HGDH usando análise de Western blot. Além disso, usando MSBSP-PCR, o local da mutação CRISPR foi mapeado a montante da sequência de reconhecimento PAM de Cas9 nos clones homozigotos selecionados. O sequenciamento de Sanger foi realizado para analisar as inserções/deleções exatas e a caracterização funcional dos clones foi realizada. Este método produziu uma porcentagem significativamente maior de deleções homozigóticas em comparação com os métodos de entrega de genes não virais relatados anteriormente. Embora este relatório se concentre no gene L2HGDH, essa abordagem robusta e econômica pode ser usada para criar nocautes homozigotos para outros genes em células-tronco pluripotentes para estudos de função gênica.
Introdução
As células-tronco embrionárias humanas (hESCs) e as células-tronco pluripotentes induzidas (iPSCs) são células-tronco com potencial para se diferenciar em todos os tipos de células do corpo. Essas células servem como ferramentas valiosas para estudar o desenvolvimento humano, bem como para entender os mecanismos subjacentes de várias doenças, oferecendo assim uma tremenda promessa para a medicina regenerativa, modelagem de doenças e descoberta de medicamentos. Tais estudos envolvem a investigação de como genes específicos contribuem para o desenvolvimento, funcionamento e regulação dos organismos 1,2.
Várias técnicas e abordagens são empregadas para decifrar a função do gene, incluindo manipulação genética, como nocaute ou superexpressão de genes, e edição do genoma. Dentre estes, a tecnologia CRISPR-Cas9 emergiu como a abordagem mais eficiente para estudos de nocaute genético e edição de genes 1,2,3. O sistema CRISPR-Cas9 funciona utilizando uma única molécula de RNA guia (sgRNA) projetada especificamente para identificar e se ligar a uma sequência de DNA específica de interesse. Atuando como um guia molecular, o sgRNA direciona a enzima Cas9 para o local preciso no genoma que requer modificação. Uma vez ligado, Cas9 inicia uma quebra de fita dupla no DNA no local designado. Após a clivagem do DNA, os mecanismos de reparo inerentes à célula são ativados. Isso inclui duas vias principais de reparo: junção de extremidade não homóloga (NHEJ) e reparo dirigido por homologia (HDR). O NHEJ geralmente resulta em inserções ou deleções (indels) no local da quebra, levando à interrupção ou inativação do gene. Por outro lado, o HDR permite a inserção de novas sequências de DNA no local da quebra, facilitando a introdução de alterações genéticas direcionadas4.
Dada a importância das deleções gênicas em células-tronco pluripotentes, vários protocolos foram publicados sobre nocautes gênicos mediados por CRISPR-Cas9 em hESCs/iPSCs. No entanto, muitos desses protocolos enfrentam limitações significativas, como serem extremamente demorados, trabalhosos e de baixa eficiência devido ao uso de métodos de entrega de genes não virais5. Esses desafios são ainda mais pronunciados em hESCs/iPSCs, pois essas células são conhecidas por terem menor eficiência de edição em comparação com outros tipos de células5. Algumas dessas limitações podem ser resolvidas aumentando a eficiência da entrega de plasmídeos contendo Cas9 e sgRNAs. Isso pode ser alcançado com sucesso usando um sistema de vetor lentiviral, que pode melhorar significativamente os resultados da edição de genes. Os protocolos de empacotamento de lentivírus são bem estabelecidos e diretos, permitindo fácil adoção em laboratórios, mesmo por pesquisadores com experiência limitada. Os lentivírus exibem alta eficiência de infecção em vários tipos de células, incluindo hESCs e iPSCs. Portanto, a utilização de um sistema lentiviral para expressão de Cas9-sgRNA é ideal para experimentos de edição de genes de rotina em hESCs/iPSCs para estudos de função gênica.
Aqui, fornecemos um método simples e direto para deleções de genes baseadas em CRISPR-Cas9 altamente eficientes em hESCs em uma duração de tempo comparativamente mais curta do que os protocolos convencionais (Figura 1). Embora um vetor lentiviral com expressão constitutiva de Cas9 e sgRNA tenha sido usado, ele pode ser facilmente substituído pela expressão de Cas9 induzível por drogas para expressão controlável de Cas9.
Protocolo
Os detalhes das sequências genéticas, reagentes e equipamentos usados neste estudo estão listados na Tabela de Materiais.
1. Design de RNA guia único (sgRNA), clonagem e produção de vetor lentiviral
NOTA: Duas sequências diferentes de sgRNA direcionadas ao éxon 1 do gene L2HGDH , ambas adaptadas de Qiu et al.6com sítios PAM de AGG e TGG para as sequências 1 e 2, respectivamente, são usadas. Ambos os sgRNAs tinham 20 pb de comprimento e as extremidades foram modificadas para adicionar sequências de ligantes para a enzima de restrição Bsmb1 a ser clonada no vetor alvo (LentiCRISPRv2), conforme descrito no relatório anterior6. Sequências de ligantes foram adicionadas durante o projeto de sgRNAs para fins de clonagem.
- Recozer sintetizou quimicamente sgRNAs6 e clonou em vetor lentiviral de corte único Bsmb1, LentiCRISPRv2 usando protocolo otimizado conforme relatado anteriormente7.
- Prossiga com o empacotamento e concentração de lentivírus usando protocolo padronizado e otimizado7.
- Para a produção de lentivírus, semear HEK293T células (1 × 105 células/cm2) usando DMEM, 10% de FBS e 1x penicilina/estreptomicina (P/S) e incubar durante a noite em incubadora de cultura de tecidos a 37 °C em uma atmosfera de 5% de CO2 em condições úmidas.
- Quando 90% confluentes, co-transfectam células HEK293T com vetor de entrada (esqueleto vazio ou plasmídeos expressores de sgRNA) e plasmídeos de empacotamento usando polímero catiônico de baixo custo PEI, conforme descrito anteriormente7.
- Coletar os meios condicionados contendo partículas de sobrenadante lentiviral (LVS) 48 h e 72 h após a transfecção e proceder à ultracentrifugação com almofada de sacarose e girar os tubos a 1,25,000 x g por 2 h a 4 ° C.
- Prosseguir com a concentração de partículas LVS para pelo menos 200 vezes o volume original em PBS, alíquota e armazenar a -80 °C até o uso.
- Determine o título de partículas lentivirais usando o kit de título de lentivírus qPCR seguindo as instruções do fabricante (consulte a Tabela de Materiais).
2. Infecções lentivirais e propagação clonal de célula única
- Para infecções com partículas LVS, semeie a suspensão de células hESC (H9) com 1 × 105 células/0,5 mL de meio de cultura hESC (meio basal + P/S + 10 μM de inibidor de rocha) em placas de poço P24 revestidas com Matrigel (1:50) completas em 500 μL de meio e incube durante a noite para permitir que as células se fixem. Semeie poços extras que não seriam infectados com LVS, mas tratados com puromicina para servir como controle não infectado.
NOTA: A contagem de células pode ser realizada usando um hemocitômetro manual ou contador de células automatizado. - No dia seguinte, infecte as células em Multiplicidade de Infecção (MOI) de 10 junto com 8 μg / mL de polibreno e incube a 37 ° C por 8 h, seguido de substituição do meio por meio hESC fresco + P / S sem inibidor de rocha e continue a cultura até que as células estejam 90% confluentes.
- Inicie a seleção de puromicina suplementando o meio com concentração de 0,8 μg / mL de puromicina quando as células atingirem 90% de confluência, que geralmente é 48-72 h após a infecção, e continue a seleção até que todas as células morram nas células não infectadas (grupo controle).
- Após a conclusão da seleção (geralmente 4-6 dias), divida as células estáveis (1:4) e expanda para criopreservação e análise posterior.
- Realize a seleção de células únicas e a expansão clonal usando células que expressam L2HGDH-sgRNA-16.
- Para isso, preparar uma suspensão celular equivalente a 500 células/10 mL de meio de crescimento completo e semear 100 μL dessa suspensão em cada poço de uma placa de 96 poços.
- Deixe as células intactas por 3 dias e depois observe.
- Marque os poços que produzem clones únicos e troque o meio a cada dois dias até que um tamanho suficiente seja alcançado para que as colônias (geralmente 2 semanas) se expandam ainda mais, criopreservem e analisem.
3. extração de gDNA, MS-BSP PCR e sequenciamento de Sanger
- Isole o gDNA das células usando o kit de isolamento de DNA genômico seguindo as instruções do fabricante (consulte a Tabela de Materiais).
- Prossiga com o mapeamento dos locais de mutação a montante das sequências de reconhecimento PAM usando a análise de Mutation Sites Based Specific Primers (MS-BSP)8.
- Para isso, um primer direito imparcial L2H-UMSBSP-R1 é projetado para amplificar a região fora do Exon1 para amplificar quaisquer alvos.
- Projete um primer esquerdo tendencioso L2H-BMSBSP-F1 com uma sequência idêntica ao sgRNA para amplificar a sequência alvo próxima às sequências de reconhecimento PAM.
NOTA: Em condições muito rigorosas de PCR, o produto será observado no gel em clones não mutados. Nenhum produto seria observado em clones nocaute para CRISPR exibindo mutações próximas a montante das sequências de reconhecimento de PAM. - Para mapear mutações de par de bases únicas, a PCR amplifica uma sequência de 468 pb abrangendo todo o éxon 1 de L2HGDH e sujeita a sequenciamento de Sanger seguido de análise de alinhamento de sequência múltipla usando clustalw8.
4. ensaio de diferenciação de hESC e formação de corpo embrióide (EB)
- Prossiga com a diferenciação direcionada de controle e diferentes clones CRISPR de hESCs (H9) para o destino do neuroectoderma seguindo protocolos estabelecidos, conforme descrito anteriormente, usando o método de inibição de smad duplo 9,10,11.
- Quando estiver a 90% de confluência, trate as células com LDN193189 (200 nM) e SB431542 (10 μM) por 24 h iniciais em meio 100% KSR, seguido pela adição de XAV939 (2 μM) por mais 2 dias.
- Após 3 dias, reduza a porcentagem de meio KSR (Knockout DMEM suplementado com 15% (v / v) KSR, 1% (v / v) L-glutamina, 1% (v / v) P / S, 1% (v / v) 10 mM MEM e 0,1% (v / v) 2-mercaptoetanol (75%, 50%, 25%) combinando com meio N2 (DMEM / F12 suplementado com 1x suplemento N2, 1x P / S, ) a 100% de N2 durante um período de 8 dias.
- No início do dia 12, fixe as células para imunocoloração usando PAX6 como marcador neuro-ectoderma.
- Para estudos de determinação de mesoderma e destino endodérmico, empregue uma abordagem baseada em CHIR99021 de pequenas moléculas descrita em publicações anteriores12,13.
- Para isso, quando as células atingirem 70% de confluência, tratar com 3 μM de CHIR99021 em meio de Endoderme Definitiva (DE) por 24 h seguido de fixação para imunomarcação utilizando Brachuary como marcador mesoderma específico.
- Para a fase endodérmica, cultivar as células durante mais 24 h apenas em meio DE, sem adição de CHIR99021 antes de fixar para imunocoloração com FOXA2.
- Para o ensaio de formação de EB, semeie as células em superfícies celulares de baixa fixação sem usar Matrigel para cultivar células sob condições de suspensão por 24 h antes de fazer micrografias.
5. Análise de Western blot
- Lave as células duas vezes usando PBS e lise usando 1x tampão RIPA contendo 1% de SDS e 1x coquetel de inibidores de protease e fosfatase.
- Limpar os lisados por centrifugação a 16.000 x g durante 10 min a 4 °C, seguida de recolha dos sobrenadantes.
- Quantifique a proteína celular total usando o kit de ensaio de proteína BCA seguindo as instruções do fabricante. Ajuste as amostras para 2 μg/μL usando 4× tampão de amostra de corante de carga.
- Desnaturar as amostras de proteína a 70 ° C por 10 min, carregar quantidades iguais de cada amostra e resolver usando géis SDS-PAGE de gradiente de 4% a 12%7 , seguido de transferência para membrana de PVDF a uma tensão constante de 100 V por 1 h a 4 ° C.
- Bloquear as membranas com 5% de leite desnatado e incubar em diluições de anticorpos primários a 4 °C durante a noite com rotação.
- Em seguida, lave as membranas 5x usando tampão PBST e incube em anticorpos secundários apropriados conjugados com HRP por 1 h à temperatura ambiente.
- Lave as membranas novamente com PBST 5x, incube com substrato quimioluminescente e revele usando filmes de raios-X.
6. Imunocoloração
- Semeie as células em placas de poços P4 e incube por pelo menos 24 h antes da fixação para permitir a fixação adequada das células às superfícies.
- Lave as células 3x com PBS para remover quaisquer células mortas, bem como componentes do meio, seguido de fixação usando PFA a 4% por 15 min em temperatura ambiente.
- Permeabilize as células usando 0,3% de triton X-100 seguido de bloqueio para ligação inespecífica usando 2% de BSA em PBS por 1 h à temperatura ambiente.
- Incubar as amostras com anticorpos primários (OCT4, NANOG, SOX2, KI67, PAX6, Brachuary, FOXA2) diluídos em 1% de BSA durante a noite a 4 °C.
- Lave as células 3x com PBS e incube com anticorpos secundários apropriados (cabra anti-camundongo 488, cabra anti-coelho 488, cabra anti-camundongo 546, cabra anti-coelho 546) diluídos em 1% BSA por 1 h em temperatura ambiente.
- Por fim, lave as amostras com PBS 3x e contra-core com DAPI e imagem usando um microscópio de fluorescência.
Resultados
Clonagem de sgRNAs de L2HGDH em lentiCRISPRv2 puro
O vetor puro lentiCRISPRv2 foi obtido comercialmente (ver Tabela de Materiais) e digerido com BsmB1, o que resultou na liberação de um fragmento de enchimento de 1,8 Kb. Conforme mostrado na Figura 2A, foi observada uma digestão completa do vetor. Para cada construção, seis clones foram selecionados quanto à presença ou ausência de inserção usando a sequência de sgRNA reversa como primer e um primer direto (U6-459F) de dentro da sequência vetorial. Usando essa abordagem, apenas os clones com a inserção produziram um produto de PCR de 288 pb, e os clones negativos que não continham a sequência reversa de sgRNA resultaram em nenhum produto de PCR, conforme mostrado na Figura 2B.
Infecções por H9, seleções estáveis e Western blot
As hESCs foram infectadas com partículas lentivirais expressando dois sgRNAs diferentes direcionados ao éxon 1 do gene L2HGDH e selecionadas com puromicina. A análise de Western blot foi realizada a partir de populações heterogêneas de células sgRNA e Cas9 co-expressando de forma estável para estabelecer qual dos dois sgRNAs usados foi mais eficiente na indução da deleção do gene. Conforme mostrado na Figura 3A, L2HGDH-sgRNA-1 foi mais eficiente do que a outra sequência na redução da expressão de L2HGDH em populações celulares heterogêneas.
Seleção clonal, expansão e análise de proteínas
A seleção de células únicas e a expansão clonal foram feitas para células que expressam L2HGDH-sgRNA-1. Os poços que produziram clones únicos foram marcados e cultivados até que um tamanho suficiente fosse alcançado para que as colônias (geralmente 2 semanas) se expandissem ainda mais, criopreservassem e analisassem (Figura 3B). Um total de 22 clones foram analisados usando a análise de Western blot, que resultou em cinco nocautes homozigotos (23%) para L2HGDH. Este resultado mostra uma alta eficiência de nocaute gênico usando entrega de genes mediada por lentivírus para co-expressão estável de sgRNA e Cas9 a partir de um único. A Figura 4 mostra uma análise de Western blot dos cinco clones knockout homozigotos juntamente com as células controle, mostrando uma redução de 100% na expressão em comparação com o controle nos clones selecionados.
Análise no nível do DNA
A fim de mapear o local de mutação CRISPR a montante da sequência de reconhecimento PAM de Cas9, a Reação em Cadeia da Polimerase de Primers Específicos Baseados em Locais de Mutação (MS-BSP PCR) foi realizada usando DNA genômico de células de controle e de cinco clones diferentes. Conforme mostrado na Figura 5, dois clones (A5 e B4) têm mutações imediatamente próximas à sequência de reconhecimento do PAM, enquanto os outros três clones (A1, A9 e B12) mostraram que a mutação pode não estar muito próxima do local do PAM e está mais a montante da sequência de sgRNA de 20bp dentro do éxon 1 do gene L2HGDH .
Para encontrar as mutações exatas no DNA, produtos de PCR purificados de células de controle (H9 infectado apenas por vetor), bem como três clones CRISPR diferentes, A5, A1 e B4, foram submetidos ao sequenciamento de Sanger, e os locais de mutação foram mapeados usando a ferramenta de alinhamentos múltiplos clustalw a montante do local PAM8. Os resultados revelaram mutação de deleção no clone A5 a montante do sítio PAM. Os outros dois clones, A1 e B4, apresentaram mutação insercional a montante do sítio PAM, conforme destacado na Figura 6.
Análise funcional de clones
Após a geração de linhagens celulares nocaute CRISPR em hESCs, o próximo passo é confirmar sua pluripotência e potencial de diferenciação. Para isso, testamos diferentes marcadores de pluripotência para três clones diferentes, A1, A5 e B4, e comparamos os resultados com células controle (H9 infectadas apenas por vetor). Os resultados não mostraram alteração no potencial de pluripotência das linhagens celulares knockout, conforme determinado pela imunocoloração para os marcadores OCT4, NANOG e SOX2. Em seguida, as linhagens celulares controle e knockout também foram coradas para o marcador de proliferação celular, KI67, que também não apresentou alteração nas linhagens celulares knockout em comparação com o controle. Esses resultados mostram que o nocaute CRISPR não afetou as propriedades de auto-renovação dessas células. Além disso, a EB e a formação de colônias também não foram afetadas (Figura 7). Usando métodos in vitro estabelecidos em nosso laboratório, todos os clones foram diferenciados com sucesso em três células da camada germinativa, conforme confirmado por imunocoloração para PAX6 (marcador neuroectoderma), Brachyury (marcador mesoderma) e FOXA2 (marcador endoderme). Nenhuma alteração no potencial de diferenciação das linhagens celulares knockout foi observada em comparação com as células controle, o que mostrou que as células knockout mantiveram seu potencial de diferenciação (Figura 8).
Figura 1: Diagrama esquemático mostrando o desenho do estudo em 5 etapas. Etapa 1: Projetando e clonando sgRNAs no vetor V2 CRISPR digerido por Bsmb1. Etapa 2: Geração de partículas lentivirais usando vetor de entrada carregando sgRNA junto com plasmídeos de empacotamento por co-transfecção de células HEK293T usando polifecções e concentração viral usando ultracentrifugação. Etapa 3: Infecção de hESCs usando partículas lentivirais em MOI de 10-20 e seleção celular estável usando puromicina seguida de análise de populações de células heterogêneas para ver a eficiência dos sgRNAs. Etapa 4: Clonagem de célula única limitando o método de diluição das células que apresentaram knockdown máximo em populações heterogêneas e seleção de clones únicos. Etapa 5: Expansão de clones únicos e análise em nível de DNA, proteína e análise funcional de clones para stemness e potencial de diferenciação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Clonagem de sgRNAs no vetor lentiCRISPR V2.puro. (A) Digestão do vetor lentiCRISPR V2.puro com a enzima de restrição, BsmB1. A seta indica um fragmento de enchimento de 1,8 Kb liberado após a digestão do vetor. (B) Análise de PCR de colônias para diferentes clones de L2HGDH sgRNA construções 1 e 2. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Western blots e propagação clonal usando seleção de célula única. (A) Análise de Western blot de duas réplicas biológicas diferentes (S1 e S2) de populações heterogêneas de sgRNA co-expressando de forma estável (L2H-1 e L2H-2) e Cas9 junto com hESCs H9 de controle (C). (B) Seleção de célula única e expansão clonal de células H9 expressando de forma estável L2HGDH-sgRNA-1. As setas indicam poços de 96 placas de poços mostrando apenas clones únicos. Barra de escala = 100 μM. Clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.
Figura 4: Análise de Western blot de diferentes clones de H9. (A-C) A análise de Western blot de lisados celulares totais de 22 clones produziu cinco nocautes homozigotos (23%) para L2HGDH. (D) Confirmação de nocautes de L2HGDH de um experimento de replicação biológica diferente usando Western blot. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Análise de PCR MSBSP de diferentes clones H9. (A) Análise de sequência do exon 1 de L2HGDH usado para análise de PCR MSBSP. (B) Otimização da temperatura de recozimento para análise de PCR MSBSP usando controle e H9 V2 L2HGDH KO Clone B4. Em 96,8, o controle mostra uma banda, mas B4 não mostra uma banda, como mostrado pelas setas. (C) A análise de todos os clones KO homozigotos resultou no mapeamento abaixo do local da mutação no éxon 1. A1 = In/Del não próximo ao local do PAM; A5 = In/Del Próximo ao local do PAM; A9 = In/Del Bastante próximo ao local do PAM; B4 = In/Del Muito perto do site do PAM B12 = In/Del não perto do site do PAM. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Alinhamento dos produtos de PCR sequenciados de Sanger com a sequência do exon 1 de referência L2HGDH.Múltiplos alinhamentos de produtos de PCR sequenciados por Sanger de A1, A5 e B4 e células de controle foram feitos junto com uma sequência de referência dentro do primeiro exon de L2HGDH do banco de dados NCBI. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 7: Caracterização funcional de linhagens celulares knockout para CRISPR. (A) As células foram imunomarcadas para marcadores de pluripotência (OCT4, NANOG, SOX2), auto-renovação (KI67), EBs e formação de colônias em relação às hESCs H9 infectadas pelo controle. Barras de escala: 100 μM. (B) A porcentagem de células que expressam positivamente (+ve) foi calculada em relação à coloração DAPI. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 8: Potencial de diferenciação de linhagens celulares nocaute CRISPR. Caracterização funcional de linhagens celulares nocaute CRISPR em termos de seu potencial de diferenciação usando marcadores para PAX6 (neuroectoderma), Brachyury (mesoderma) e FOXA2 (Endoderme) em relação às células H9 infectadas pelo controle. Barras de escala: 100 μM. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Etapa do protocolo | Tempo necessário |
| Clonagem de sgRNAs em LentiCRISPRv2 | 4 dias |
| Produção de lentivírus e determinação do título | 5 dias |
| infecções por hESC, seleções celulares estáveis e expansão | 2 semanas |
| Seleção e expansão clonal de célula única | 2 semanas |
| Análise funcional de clones | 2 semanas |
Tabela 1: Cronograma para as etapas do protocolo e tempo estimado necessário.
Discussão
Este estudo padronizou um método que permite deleções gênicas altamente eficientes e econômicas em hESCs por meio da tecnologia CRISPR-Cas9. Este método alcançou com sucesso a deleção homozigótica do gene L2HGDH em hESCs em 3-4 semanas, desde a infecção por hESC até a seleção e propagação clonal de célula única (Tabela 1). Embora as manipulações de genes mediadas por CRISPR-Cas9 possam ser alcançadas por transfecções transitórias na maioria das células, isso se torna um desafio em células-tronco devido à baixa eficiência de transfecção e alta toxicidade celular. Diferentes estudos relataram até 10% dos clones recuperados apresentando deleções. Por exemplo, Mali et al. relataram 2% a 4% de eficiência de edição do genoma em células-tronco pluripotentes induzidas por humanos após o direcionamento do locus3 do AAVS1. Outro estudo relatou eficiências de edição de 1,3% a 8,4% em hESCs virgens para atingir o TUNA, um RNA longo não codificante envolvido na pluripotência e diferenciação neural14. Até 10% de eficiência foi relatada após o direcionamento do gene CFTR em células-tronco pluripotentes humanas por Ocana et al.15Assim, um método de entrega eficiente de Cas9-gRNA é necessário para obter uma edição gênica eficiente, e isso é especialmente verdadeiro para células-tronco, pois essas células exibem um nível aumentado de sensibilidade e resistência a métodos de entrega transitória em comparação com células somáticas típicas e linhagens celulares imortalizadas5.
No presente estudo, uma maneira altamente eficiente de obter linhagens celulares knockout para CRISPR homozigóticas é relatada usando a entrega mediada por lentivírus de sgRNAs em hESCs. O uso de vetores lentivirais para entregar CRISPR-Cas9 nas hESCs provou ser muito mais eficiente e menos demorado na obtenção da deleção do gene do que o uso de transfecções de vetores não virais por meios químicos ou mecânicos (dados não mostrados). Isso resultou em uma eficiência de edição do genoma significativamente maior (~ 23%) após a seleção clonal e propagação de clones individuais. Portanto, ao combinar a entrega mediada por lentivírus de sgRNAs e Cas9 em hESCs, bem como uma abordagem econômica para a produção de lentivírus, o presente método não é apenas altamente eficiente e menos demorado, mas também econômico.
Aqui estão algumas das recomendações para uma abordagem bem-sucedida: (1) Usando um único sistema de vetor lentiviral expressando Cas9 e sgRNAs. (2) A presença de um marcador de seleção de antibióticos, como a puromicina, no mesmo plasmídeo que expressa Cas9 e sgRNAs garante que quase 100% das células sejam positivas para a expressão de Cas9-sgRNA. Isso aumenta significativamente a probabilidade de eventos de edição de genes bem-sucedidos. (3) Para ser útil para infecções em hESCs, é indispensável concentrar os vetores lentivirais para produzir altos títulos de vírus. Dentre as várias técnicas utilizadas, a abordagem mais econômica é utilizar grandes volumes de SVE e concentrá-los em 100-500 vezes o volume original para atingir títulos na faixa de 107 a 108 UI/mL. (4) Para o método econômico e eficiente de transfecções de células HEK293T com os plasmídeos, o uso de PEI (polietilenoimina) para transfecção de vetores lentivirais para embalagem de vírus é igualmente eficiente e, portanto, econômico em comparação com o reagente de transfecção comumente usado lipofectamina7. (5) Os títulos médios de lentivírus devem estar na faixa de 5 × 107 UI/mL. (6) A propagação clonal por seleção de célula única é necessária para obter deleções homozigóticas do gene de interesse nessas células. (7) Embora estudos anteriores tenham indicado que a edição gênica mediada por CRISPR-Cas9 em células-tronco pluripotentes humanas resulta em muito poucas mutações fora do alvo 16,17, ainda é prudente verificar se há locais fora do alvo. Isso pode ser alcançado por meio de ferramentas eficientes de design de gRNA para minimizar os efeitos fora do alvo e o sequenciamento de todo o genoma de linhagens celulares editadas18, especialmente para experimentos de importância clínica. (8) Por último, o cariótipo normal dos clones seleccionados deve ser verificado utilizando métodos como a banda G e a análise de alta resolução, a fim de garantir que não existem alterações genómicas em grande escala. Um ensaio de micronúcleo também pode ser realizado para avaliar a frequência de formação de micronúcleos, o que pode indicar instabilidade genômica.
Uma das principais limitações deste método é o uso de um sistema de vetores lentivirais, o que levou à integração genômica estável de Cas9 e sgRNAs, levando à sua expressão constitutiva pós-edição, o que é indesejável. No futuro, esse método pode ser aprimorado substituindo promotores constitutivos por um promotor induzível por drogas que conduza a expressão do gene Cas9, como o sistema Tet-on com tratamento com doxiciclina para expressão controlada de Cas9.
Divulgações
Os autores declaram não haver conflito de interesses.
Agradecimentos
Este trabalho foi apoiado por bolsas de pesquisa da Universidade dos Emirados Árabes Unidos (UAEU) - bolsa #12M105, bolsa #12R167 (Zayed Center for Health Sciences), 21R105 (Zayed Bin Sultan Charitable and Humanitarian Foundation (ZCHF)) e ASPIRE, o pilar de gerenciamento de programas de tecnologia do Conselho de Pesquisa de Tecnologia Avançada de Abu Dhabi (ATRC), por meio do ASPIRE Precision Medicine Research Institute Abu Dhabi (ASPIREPMRIAD) número de concessão VRI-20-10.
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| 2-MERCAPTOETANOL | Invitrogen | 31350010 | |
| 38,5 mL, Estéril + Livre Certificado Open-Top Thinwall Ultra-Clear Tubes | Beckman Coulter | C14292 | |
| Accutase | Tecnologias de células-tronco | 7920 | |
| bFGF Invitrogen humano recombinante | PHG0261 | ||
| Brachyury Rabbit mAb | Abclonal | A5078 | |
| BsmBI-v2 | NEB | R0739S | |
| chir99021 | Tocris | 4423/10 | |
| Corning Matrigel Basement Membrane Matrix, tecnologias de | de ciclopamina 354234 | ||
| 72074 | |||
| Mídia DMEM | Invitrogen | 11995073 | |
| DMEM NUTRIENT MIX F12 | Invitrogen | 11320033 | |
| DPBS sem O: Ca e Mg | PAN Biotech | P04-36500 | |
| Soro fetal bovino | Invitrogen | 10270106 | |
| FoxA2/HNF3β | CST | 8186 | |
| GAPDH (14C10) Anticorpo mAb de coelho | CST | 2118S | |
| Reagente de dissociação celular suave | Tecnologias de células-tronco | 7174 | |
| Solução de aminoácidos não essenciais (NEAA) 100x | Solução GE healthcare | SH30238.01 | |
| Ki-67 (D3B5) Substituição | |||
| Invitrogen | 10828028 | ||
| L GLUTAMINE, 100x | Invitrogen | 2924190090 | |
| L2H-BMSBSP-F1 | Macrogen | CGTGCGGGTTCGCGTCTGGG | |
| L2HGDH Anticorpo policlonal | Proteintech | 15707-1-AP | |
| L2HGDH-SgRNA1-F | Macrogen | CACCGCGTGCGG GTTCGCGTCTGGG | |
| L2HGDH-SgRNA1-R | Macrogen | AAACCCCAGACGC GAACCCGCACGC | |
| L2HGDH-SgRNA2-F | Macrogen | CACCGCCCGCGG GCTTTTCGCCGG | |
| L2HGDH-SgRNA2-R | Macrogen | AAACCCGGCGAA AAGCCCGCGGGC | |
| L2H-SeqF1 | Macrogen | GCTAAAGAGCGC GGGTCCTCGG | |
| L2H-SeqR1 | Macrogen | GTGGACGGGTTG TTCAAAGCCAGAG | |
| L2H-UMSBSP-R1 | Macrogen | GTGGACGGGTTG TTCAAAGCCAGAG | |
| LentiCRISPRv2 | Addgene | 52961 | |
| mTesR1 meio completo | Tecnologias de células-tronco | 85850 | |
| Nanog Anticorpo | CST | 3580 | |
| MEIO NEUROBASAL 1x CTS | Invitrogen | A1371201 | |
| Neuropan 2 Suplemento 100x | PAN Biotech | P07-11050 | |
| Neuropan 27 Suplemento 50x | PAN Biotech | P07-07200 | |
| Oct-4 Anticorpo | CST | 2750 | |
| Pax6 (D3A9V) XP Rabbit mAb | CST | 60433 | |
| PENICILINA ESTREPTOMICINA SOL | Invitrogen | 15140122 | |
| pMD2.G | Addgene | 12259 | |
| Reagente de infecção por polibreno | Sigma | TR1003- G | |
| Polietilenimina, ramificado | Sigma | 408727 | |
| psPAX2.0 | Addgene | 12260 | |
| Puromicina | Invitrogen | A1113802 | |
| qPCR Kit de título de lentivírus | Abm | LV900 | |
| Inibidor de rocha Y-27632 dicloridrato | Tocris | 1254 | |
| SB 431542 | Tocris | 1614/10 | |
| Sox2 Anticorpo | CST | 2748 | |
| Sacarose | Sigma | 57-50-1 | |
| TRYPSIN .05% EDTA | Invitrogen | 25300062 | |
| U6-459F | Macrogen | GAGGGCCTATT TCCCATGATTC | |
| Kit de Purificação de DNA Genômico Wizard | Promega | A1120 | |
| XAV 939 | Tocris | 3748/10 |
Referências
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- Zhang, Z., et al. CRISPR/Cas9 genome-editing system in human stem cells: Current status and future prospects. Mol Ther Nucleic Acids. 9, 230-241 (2017).
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Reimpressões e permissões
