Artigo de método

Modelo de co-cultura usando dois tipos de linhagens celulares aderentes

1.4K vistas

⸱

DOI:

10.3791/67314

⸱

8 de novembro de 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Maternal-Fetal Medicine Institute, Department of Obstetrics and Gynecology, Shenzhen Baoan Women's and Children's Hospital, Shenzhen University, 2The First Clinical Medicine College, Southern Medical University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

O protocolo mostra um novo modelo experimental in vitro que pode recapitular a biologia de dois tipos de linhagens celulares aderentes com um andaime impresso em tridimensional (3D). A construção deste modelo e os procedimentos operacionais, desde a preparação e cultura celular até a análise e avaliação, são descritos.

Resumo

A implantação embrionária é afetada pelas interações entre diferentes tipos de células na interface mãe-embrião. As comunicações diretas e indiretas entre vários tipos de células dentro da decídua são cruciais para regular a receptividade endometrial; no entanto, os mecanismos moleculares que medeiam essa interação ainda não estão claros. Nesse sentido, é necessário um modelo para estudar o processo de implantação para estabelecer um modelo in vitro abrangente que possa recapitular a biologia da interação epitélio-estroma endometrial. Este modelo é composto por placas regulares de cultura de células e um andaime correspondente, que é gerado por impressão tridimensional (3D) a partir de materiais de baixo custo. Aqui, detalhamos um conjunto de protocolos para construção de modelos, preparação de células, semeadura de células, cultura de células, observação e avaliação. Além disso, incluímos resultados representativos com células exibindo boas condições de crescimento ao microscópio. Este estudo teve como objetivo desenvolver modelos in vitro que mimetizassem a interação entre células estromais endometriais e células epiteliais, bem como entre células trofoblásticas e células endometriais.

Introdução

Apesar da extensa pesquisa sobre a gravidez humana, os mecanismos moleculares na interface materno-fetal durante a implantação e o início da gravidez permanecem pouco compreendidos1. O endométrio humano é composto principalmente por dois tipos de células: células epiteliais endometriais (EECs) e células estromais endometriais (ESCs). A implantação progride através de três estágios: aposição, fixação e invasão, que levam ao desenvolvimento de um embrião competente e endométrio receptivo2. Considerando as restrições éticas dos estudos in vivo em seres humanos, bem como as dificuldades em simular completamente a condição humana em animais, a construção de modelos de cultura de endométrio humano in vitro tornou-se um meio eficaz de replicar os processos de implantação e gravidez precoce3. Esses modelos são valiosos na investigação de gestações normais e patológicas e fornecem uma plataforma fundamental para o teste preliminar e validação de intervenções terapêuticas em medicina translacional.

As câmaras comerciais têm sido amplamente utilizadas na pesquisa biológica celular. Essas câmaras oferecem informações valiosas sobre a migração celular e a interferência entre diferentes tipos de células. No entanto, as câmaras comerciais são tipicamente de uso único e podem ser caras4.

Um grande número de modelos de cultura humana in vitro consistindo de endométrio e blastocisto, ou substitutos de blastocisto, foram desenvolvidos para entender melhor o processo detalhado de implantação. Esses modelos, no entanto, ainda estão em seu estágio inicial de aplicação, uma vez que a estrutura 3D é uma configuração experimental altamente complicada e certos meios de diferenciação específicos são caros 5,6,7.

O uso de hardware de impressão 3D acessível e um período de fabricação relativamente curto possibilitam o ajuste de estruturas para diferentes fins experimentais. As técnicas de impressão 3D ajudam a reduzir os custos de tempo e permitem a criação de estruturas complexas e personalizadas. Essa tecnologia acelera significativamente o design e a iteração do protótipo, tornando-se uma ferramenta valiosa para pesquisadores de vários campos, permitindo que eles concluam seu trabalho com mais eficiência 8,9,10.

Aqui, apresentamos um protocolo experimental viável e econômico para a construção da estrutura 3D e seu uso como sistema de cultura celular, que pode simular a interação entre células estromais endometriais e epiteliais para investigação da receptividade endometrial durante a implantação embrionária. Isso fornece uma alternativa personalizável e de baixo custo para material descartável comercial.

Protocolo

NOTA: Todos os reagentes usados neste protocolo podem ser encontrados na Tabela de Materiais. Salvo indicação em contrário, todos os meios foram pré-equilibrados a 37 °C antes da utilização.

1. 3D impressão do andaime e construção do modelo

NOTA: As etapas aqui foram executadas de acordo com o manual da máquina de impressão 3D de metal comercial. As etapas são descritas brevemente abaixo (Arquivo Suplementar 1).

  1. Nivelamento da mesa de impressão
    1. Toque no ícone Menu no painel e navegue até Utilitários. Selecione Nível da cama para iniciar a rotina de nivelamento.
    2. Remova a folha de impressão da mesa de impressão e selecione Concluído. A mesa de impressão subirá até sua altura máxima em preparação para o nivelamento. Quando a barra de progresso atingir 100%, pressione Iniciar.
    3. Se a impressora Metal X não tiver sido nivelada anteriormente, selecione Redefinir. Em caso afirmativo, escolha Ignorar e prossiga diretamente para a Etapa 1.1.5 (a verificação de 16 pontos).
    4. Use uma chave sextavada de 2.5 mm para girar todos os parafusos de nivelamento de três camas no sentido horário até que estejam apertados. Em seguida, afrouxe-os girando duas rotações completas no sentido anti-horário para colocá-los em uma altura média. Pressione Concluído para continuar.
    5. A impressora digitalizará a cama em 16 pontos designados. Evite tocar na cama ou na estrutura durante este processo. Quando o progresso atingir 100%, pressione Avançar.
  2. Aplicativo de folha de impressão
    1. Remova qualquer metal residual ou detritos de suporte. Alterne o controle deslizante Vácuo para Ativado.
    2. Deixe a cama abaixar e aquecer e pressione Avançar. Coloque a folha de impressão sobre a grade de vácuo e pressione Avançar.
    3. Posicione a impressora de folhas sobre a folha de impressão, alinhando-a com os trilhos Z na parte traseira da câmara.
    4. Aguarde até que o vácuo engate e crie uma vedação estável. Assim que o aspirador estiver ativado, pressione Concluído.
  3. Carregamento de filamentos metálicos
    1. Posicione manualmente a cabeça de impressão no centro da área de impressão. Remova a tampa da cabeça de impressão deslizando-a para cima e para fora dos parafusos de montagem.
    2. Toque no ícone Menu no painel de opções. Selecione Materiais nas opções.
    3. Escolha Carregar metal para iniciar a rotina de carregamento. Escolha Carregamento rápido.
    4. Seleccione o tipo específico de material metálico a carregar (por exemplo, alumínio 6061-T6 | 3.3211 | 65028 | AlMg1SiCu).
    5. Coloque o carretel no suporte e pressione Avançar. Feche a porta e deixe os carretéis aquecerem e pressione Avançar.
    6. Insira o material na entrada frontal da cabeça de impressão (rotulada como M) até que a extrusora comece a puxá-lo.
  4. Impressão de peças metálicas
    1. No painel Configurações de impressão, clique em Exportar compartimentod. Salve o arquivo em uma unidade USB formatada para FAT32 e insira-o na impressora.
    2. Selecione o ícone Menu no quadro. Navegue até Armazenamento e selecione Imprimir do armazenamento. Escolha o arquivo de peça para iniciar a impressão.
  5. Remoção de peças metálicas
    1. Deslize cuidadosamente a folha de impressão e as peças impressas para fora da mesa de impressão. Retire cuidadosamente as peças da folha de impressão. A folha flexível deve descascar com facilidade.

2. Preparação para co-cultura celular no modelo 3D

NOTA: Recomenda-se que materiais resistentes a altas temperaturas sejam usados como consumíveis para suportes de andaime de lamínula de célula de impressão 3D para facilitar a esterilização em autoclave antes de cada uso em experimentos de cultura de células. Células estromais endometriais humanas imortalizadas (HESC) e células epiteliais endometriais humanas (Ishikawa) foram usadas neste estudo. A caracterização dessas linhagens celulares já foi relatada anteriormente 5,6.

  1. Cultura de células e passagem
    1. Prepare 50 mL de meio complementar para hESC adicionando meio DMEM / F12 + 2 mM de L-glutamina + 10% de soro fetal bovino (FBS) sem carvão + 1% de solução de penicilina / estreptomicina.
    2. Prepare 50 mL de meio complementar para Ishikawa adicionando o meio de águia modificado de Dulbecco + 10% de FBS + 1% de solução de penicilina/estreptomicina.
    3. Descongelamento celular
      NOTA: A linha celular adquirida foi enviada em gelo seco congelado. Deve ser armazenado na fase de vapor de nitrogênio líquido ou abaixo de -130 °C.
      1. Preparar todo o equipamento esterilizado e a enzima de dissociação necessários e aquecer o meio complementar a 37 °C.
      2. Descongele as células rapidamente em banho-maria a 37 °C com oscilações suaves ocasionais. Transferir a suspensão celular para um tubo contendo 5 ml de meio de cultura basal e centrifugar a 200 x g durante 5 min.
      3. Remova cuidadosamente o sobrenadante. Ressuspender o sedimento celular em 5 ml de meio de cultura completo preparado e distribuí-lo em dois balões de cultura T25. Cultivar as células numa estufa a 37 °C e 5% de CO2.
  2. Preparação de células com lamínula
    1. Utilizar uma lamínula quadrada de 18 mm como superfície da cultura de células; Certifique-se de que a lamínula esteja limpa e estéril.
    2. Cubra a lamínula no fundo de uma placa de 12 poços com 200 μL de matriz extracelular (ECM) a uma concentração de 200-300 μg / mL. Manter a placa a 37 °C durante 1 h.
    3. Remova o ECM da placa. Inspecione as células quanto à confluência apropriada e certifique-se de que a densidade de ambas as linhagens celulares esteja em torno de 70% a 80%
    4. Remova o meio gasto e lave as células com 3 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) 2x.
    5. Adicione 2 mL de enzima de dissociação e cultive as células a 37 °C por 2 min para separá-las.
    6. Neutralize com meio de cultura completo e crie uma suspensão unicelular pipetando para cima e para baixo.
    7. Tomar 100 μL da suspensão celular e misturar com azul de tripano (fator de diluição = 2).
    8. Deslize a lamínula sobre a câmara do hemocitômetro. Encher ambas as câmaras laterais com a suspensão celular contendo azul de tripano.
    9. Conte o número de células em quadrados de ambos os lados sob um microscópio de 20x e calcule a densidade das células.
    10. Transferir as células para a placa preparada com meio fresco e incubar a 37 °C com 5% de CO2. Semeie hESC no poço a 1 x 105 células/mL por 24 h.
    11. Para a linha celular de Ishikawa, semeie a célula no poço sem uma lamínula no dia seguinte.

3. Montagem do modelo de cocultura

  1. Mergulhe bem os andaimes com álcool etílico e água bidestilada (ddw) por 2 dias. Esterilize os andaimes com uma autoclave a 121 °C e seque-os.
  2. Adicione cerca de 2 mL de meio complementar para a linha celular de Ishikawa à cultura de poços de Ishikawa, garantindo que o nível do líquido cubra a lamínula.
  3. Transfira a tampa da lamínula com hESC para o andaime e mantenha o lado com a célula abaixada. Conecte o andaime no Ishikawa de bem cultivo. Para o segundo conjunto, inverta esse arranjo transferindo a cobertura da lamínula com Ishikawa para o andaime e conectando o andaime no hESC de cultura adequada. Use as células sem a configuração do andaime para análise de crescimento celular independente.
  4. Incubar o sistema de co-cultura a 37 °C, 5% CO2. O período de co-cultura pode variar dependendo do desenho experimental, mas normalmente varia de 24 a 72 h.

4. Aquisição de imagem

  1. Remova cuidadosamente o meio de cultura e enxágue as células suavemente com solução salina estéril tamponada com fosfato (PBS).
  2. Remova lamínulas com células anexadas de placas de cultura usando pinças ou pinças finas. Opcionalmente, coloque as lamínulas em um novo prato com PBS para evitar o ressecamento durante a transferência.
  3. Pegue uma lâmina de microscópio limpa e coloque uma gota de PBS. Transfira suavemente as células contendo lamínula para a gota do meio de montagem, garantindo que as células fiquem voltadas para baixo na lâmina.
  4. Coloque a lâmina preparada no palco do microscópio invertido. Selecione a lente objetiva apropriada (por exemplo, 10x, 20x) e ajuste o foco usando botões de foco grosso e fino.
  5. Defina os parâmetros do microscópio, como intensidade de iluminação e configurações da câmera. Usando o software do microscópio, capture imagens das células nas ampliações e campos de visão desejados. Ajuste o tempo de exposição e outras configurações de imagem para otimizar a qualidade da imagem.

5. Processamento de imagem

  1. Clique em Abrir para abrir a imagem, clique em Processar > Filtros > Aprimoramento para > Escolher Equalização Local e clique em Aplicar.
  2. Clique em Editar > Converter para > Escala de Cinza 8. Clique em Aprimorar, escolha Aplicar Contraste.
  3. Clique em Contar e medir assuntos. Clique em Manual, selecione um intervalo e ajuste o histograma para garantir que todas as células estejam cobertas.
  4. Clique em Aplicar máscara, feche a janela atual, clique em Objetos brilhantes automáticos > Medir, selecione Medição e escolha Aera, Dendric, Density e Size.
  5. Clique em "Objetos brilhantes automáticos" e, em seguida, clique em Contagem. Clique em Exportar dados para exportar os dados de medição para uma planilha.

6. Colheita de células

  1. Remova as lamínulas da lâmina do microscópio e transfira-as para um poço limpo e seco.
  2. Colha a célula de Ishikawa com reagente de isolamento de RNA para transcriptômica ou reagente de lise de Ripa para pesquisa proteômica.
    NOTA: Para hESC, o método de cultura de lamínula foi mais eficaz para captura de imagem após coloração imunológica. Alternativamente, o hESC pode ser colhido com reagente de isolamento de RNA ou reagente de lise de Ripa. As linhas celulares cultivadas na lamínula ou na superfície da placa podem ser trocadas; no entanto, recomendamos que as células preparadas para análise de imagem sejam semeadas na lamínula.

Resultados

A Figura 1 mostra o andaime caseiro para lâminas de células usado neste processo, que compreende um anel de suporte superior adaptado para fixação em placas de cultura de células padrão de 12 poços, complementado por um suporte de lâmina de célula basal com quatro estruturas em forma de L em forma de haste.

De acordo com a Figura 2, a densidade de ambos os tipos celulares na condição de co-cultura (Figura 2A,B) permaneceu baixa após 72 h de co-cultura; no entanto, a densidade de ambos os tipos de células cultivadas independentemente cresceu significativamente (Figura 2C, D). Além disso, o comprimento da hESC co-cultivada foi menor em comparação com a hESC cultivada independentemente ( Figura 2E-G ).

O perfil das células de Ishikawa e das células hESC indica a existência de interações entre os dois tipos de células. Ao mesmo tempo, o sistema nos permite continuar a realizar experimentos de acompanhamento nas linhas celulares separadas, incluindo coloração imunoquímica e western blot.

figure-results-1
Figura 1: Andaime de lamínula impresso em 3D utilizado no protocolo experimental. (A) Andaime em forma única. (B) Andaime na forma binária. (C) Ilustração demonstrando a colocação da lamínula no andaime. (D) Ilustração demonstrando a colocação do andaime em uma placa padrão de 12 poços. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-2
Figura 2: Perfil das linhagens celulares hESC e Ishikawa tratadas por 3 dias com diferentes condições. (A) A semente de Ishikawa na lamínula co-cultivada com hESC por andaime (Bar = 200 μm). (B) A semente de hESC na lamínula co-cultivada com Ishikawa usando um andaime. (C) As células de Ishikawa foram cultivadas em meio complementar com 10% de FBS. (D) As células hESC foram cultivadas em meio complementar com 10% de FBS. (E) A densidade celular de hESCs em condições de co-cultura é significativamente menor do que em condições de cultura independente. (F) A densidade celular das células de ISHIKAWA em condições de co-cultura é significativamente menor do que em condições de cultura independente. (G) O comprimento das hESC em condições de co-cultura é significativamente menor. N=3; , p<0.05, a barra de erro mostra o erro padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Arquivo Suplementar 1: Arquivo de codificação de impressão 3D. Clique aqui para baixar este arquivo.

Discussão

Um protocolo simplificado e custo-efetivo é descrito para a co-cultura indireta de células estromais e epiteliais endometriais. Este método utiliza um andaime caseiro para lâminas de células, que compreende um anel de suporte superior adaptado para fixação em placas de cultura de células padrão de 12 poços, complementado por um suporte de lâmina de célula basal com quatro estruturas semelhantes a hastes em forma de L. Essa configuração facilita a separação das células estromais e epiteliais endometriais, permitindo sua interação por meio da troca de moléculas sinalizadoras no meio de cultura. Uma das principais vantagens dessa abordagem é a redução substancial de tempo e gastos em comparação com os sistemas de cocultura disponíveis comercialmente11. O andaime caseiro é construído com materiais prontamente disponíveis, reduzindo significativamente o custo da configuração. Além disso, seu design é simples, permitindo que os pesquisadores montem e desmontem o andaime com facilidade, economizando tempo e esforço no laboratório. Além disso, o andaime caseiro pode ser limpo e esterilizado para vários usos, tornando-o uma opção sustentável e econômica para pesquisas em andamento. Esse recurso é particularmente benéfico para estudos de longo prazo, onde resultados consistentes e confiáveis são cruciais.

As células estromais endometriais e as células epiteliais desempenham papéis fundamentais na facilitação da implantação bem-sucedida do embrião. Em condições fisiológicas, as células epiteliais endometriais e as células estromais do endométrio normalmente não têm contato direto. Pesquisas sobre decidualização de células estromais endometriais humanas provaram que as células epiteliais influenciam o processo decidual por parácrino. A proximidade das células epiteliais e estromais permite uma comunicação eficaz por meio da sinalização parácrina12. Essa interação é vital para coordenar as alterações cíclicas no endométrio, incluindo a preparação para implantação e subsequente descamação de tecido se a implantação não ocorrer11. Tanto as células epiteliais quanto as estromais expressam receptores de estrogênio e progesterona, que regulam sua proliferação, diferenciação e atividades secretoras. A interferência epitelial-estromal garante que essas respostas sejam bem coordenadas13. Assim, a complexa interferência entre essas células continua sendo uma área crítica de investigação, pois é essencial entender os intrincados processos subjacentes à receptividade endometrial e à implantação do embrião14. Apesar dos avanços significativos na biologia reprodutiva, os mecanismos detalhados de comunicação entre esses tipos de células durante a implantação ainda não estão totalmente elucidados15.

O andaime fornece uma maneira conveniente de alcançar a co-cultura de dois tipos de células aderentes. No entanto, no processo de co-cultura de longo prazo, as células da lamínula continuam a crescer e se renovar com o tempo, e as células mortas cairão e entrarão em contato com as células da camada inferior, o que pode afetar as células da camada inferior. Além disso, as sementes de células na lamínula são colocadas viradas para baixo no andaime. Não se sabe se a gravidade tem algum efeito sobre o estado das células. Nesta pesquisa, duas linhagens celulares, hESC e Ishikawa, foram usadas para demonstração. O andaime pode ser amplamente utilizado na co-cultura de dois tipos diferentes de linhagens celulares aderentes. Além disso, o andaime também pode ser usado como plataforma para outros compostos ou meios de liberação de medicamentos e como plataforma de montagem para vários dispositivos, como luminescência, aquecimento e dispositivos de eletrodo.

Aqui, apresentamos um sistema de cultura de células in vitro confiável e robusto utilizando o andaime específico, que é uma ferramenta útil e conveniente para estudar ainda mais o mecanismo molecular das interações entre células uterinas embrionárias e maternas. Além disso, caracterizamos a viabilidade do andaime estabelecido como modelo para estudos de blastocisto/trofoblasto. Este protocolo permite a construção de scaffolds adequados por impressão 3D e sua função como estrutura 3D para as plataformas de migração ou invasão em pequenos volumes (placas de 12 poços), onde diferentes fatores podem ser avaliados usando sistemas de quantificação de imagens.

O uso de linhagens celulares permite a padronização do modelo para comparar diferentes condições, algo que não é aplicável usando tecidos de vilosidades primárias frescas. No entanto, qualquer um dos componentes da linha celular pode ser substituído por cultura primária para validação. Ao incorporar as células e tecidos derivados de pacientes de interesse, o modelo proposto pode facilitar a demonstração e modelagem de diferentes doenças que são conhecidas por contribuir para a infertilidade e o fracasso da gravidez.

Etapas críticas
Em primeiro lugar, a densidade das células de Ishikawa para co-cultura deve ser limitada, aproximadamente 60%-70% de confluência. Em segundo lugar, a cobertura da lamínula com células deve ser mantida abaixada. Em terceiro lugar, a concentração de ECM deve ser inferior a 3 mg / mL para evitar a formação de um gel. Em quarto lugar, o nível líquido do meio no sistema de co-cultura deve cobrir a lamínula.

Limitações
O modelo mencionado acima compreende as células epiteliais endometriais e as células estromais; uma limitação do estudo foi o uso de células de Ishikawa de adenocarcinoma como substitutos de células epiteliais em vez de células primárias. A integração de células epiteliais primárias e estromais do mesmo paciente replicaria as condições fisiológicas do endométrio humano. Para algumas aplicações experimentais, uma possível limitação diz respeito à falta de outros tipos de células, como células endoteliais e células imunes, e não há caracterização da estrutura glandular neste modelo para avaliar o impacto interativo das glândulas endometriais em outros tipos de células endometriais. No entanto, em condições fisiológicas, as células epiteliais revelam polaridade, e esse caráter dificilmente simula condições in vitro sem um ambiente luminal uterino. As células estromais endometriais estão sob o processo decidual no ciclo menstrual 16,17. No entanto, o mecanismo molecular da decidualização permanece obscuro. Vários fatores, incluindo imunócitos e células endoteliais, podem desempenhar um papel na decidualização. Este modelo fornece uma maneira limitada de examinar a interferência indireta entre células estromais e epiteliais durante o processo decidual. Além disso, os níveis e papéis dos marcadores biológicos durante a decidualização ainda não estão claros, o que justifica uma exploração mais aprofundada

Divulgações

Os autores declaram não ter conflitos de interesse.

Agradecimentos

Queremos agradecer a todos os sujeitos envolvidos neste estudo. Também agradecemos a assistência de imagem da Light Innovation Technology Ltd, Shenzhen. Este estudo foi apoiado pelo Financiamento de Ciências Naturais da China (Grant No. 82201851), Programa de Ciência e Tecnologia de Shenzhen (Grant No. JCYJ20210324141403009, RCYX20210609104608036), Fundo de Construção de Disciplina Médica Chave de Shenzhen (Grant No. SZXK028) e o Hospital Feminino e Infantil de Shenzhen Baoan (Grant No. BAFY 2023003).

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
10x Hanks′ Solução salina balanceadaSolarbioH10461/10
12-well Clear TC-treated PlatesCorning3513-25
cm² Frasco de Cultura de CélulasCorning430639-Alumínio
Markforged6061-T6-DMEM
/F12Sigma-aldrichD2906-Dulbecco
' s Modified Eagle Medium GibcoC11995500BT
FBSGibco10099141C1/10
Soro fetal bovinoGibco10099141C
ITS PremixBiocoat3543501/100
Matriz MatrigelCorning354248ECM
Metal XMarkforgedM F-PR-5000-Penicilina-Estreptomicina
Gibco151401221/100
Lamínula RedondaBiosharpBS-18-RC-TrypLE
Select (10X)GibcoA1217701enzima de dissociação

Referências

  1. Iske, J., Elkhal, A., Tullius, S. G. The fetal-maternal immune interface in uterus transplantation. Trend Immunol. 41 (3), 213-224 (2020).
  2. Dey, S. K., et al. Molecular cues to implantation. Endocrine Rev. 25 (3), 341-373 (2004).
  3. Li, X., et al. Three-dimensional culture models of human endometrium for studying trophoblast-endometrium interaction during implantation. Reprod Biol Endocrinol. 20 (1), 120(2022).
  4. Goss, S., et al. Mod3d: A low-cost, flexible modular system of live-cell microscopy chambers and holders. PLoS One. 17 (6), e0269345(2021).
  5. Zheng, J., Liu, L., Wang, S., Huang, X. Sumo-1 promotes Ishikawa cell proliferation and apoptosis in endometrial cancer by increasing sumoylation of histone h4. Int J Gynecol Cancer. 25 (8), 1364-1368 (2015).
  6. Damdimopoulou, P., et al. Human embryonic stem cells. Best Pract Res Clin Obst Gynaecol. 31, 2-12 (2016).
  7. Gargett, C. E., Schwab, K. E., Deane, J. A. Endometrial stem/progenitor cells: The first 10 years. Hum Reprod Update. 22 (2), 137-163 (2015).
  8. Lerman, M. J., Lembong, J., Gillen, G., Fisher, J. P. 3d printing in cell culture systems and medical applications. Appl Phys Rev. 5 (4), 041109(2018).
  9. Palmara, G., Frascella, F., Roppolo, I., Chiappone, A., Chiadò, A. Functional 3d printing: Approaches and bioapplications. Biosens Bioelectron. 175, 112849(2021).
  10. Li, S., et al. Multiscale architecture design of 3d printed biodegradable zn-based porous scaffolds for immunomodulatory osteogenesis. Nat Comm. 15 (1), 3131(2024).
  11. Arnold, J. T., Lessey, B. A., Seppälä, M., Kaufman, D. G. Effect of normal endometrial stroma on growth and differentiation in Ishikawa endometrial adenocarcinoma cells1. Cancer Res. 62 (1), 79-88 (2002).
  12. Casper, R. F., Yanushpolsky, E. H. Optimal endometrial preparation for frozen embryo transfer cycles: Window of implantation and progesterone support. Fertil Steril. 105 (4), 867-872 (2016).
  13. Cooke, P. S., et al. Stromal estrogen receptors mediate mitogenic effects of estradiol on uterine epithelium. Proc Natl Acad Sci U S Am. 94 (12), 6535-6540 (1997).
  14. Owusu-Akyaw, A., Krishnamoorthy, K., Goldsmith, L. T., Morelli, S. S. The role of mesenchymal-epithelial transition in endometrial function. Hum Reprod Update. 25 (1), 114-133 (2019).
  15. Evans, J., Hutchison, J., Salamonsen, L. A., Azlan, A. Endometrial inflammasome activation accompanies menstruation and may have implications for systemic inflammatory events of the menstrual cycle. Hum Reprod. 35 (6), 1363-1376 (2020).
  16. Gołąbek-Grenda, A., Olejnik, A. In vitro modeling of endometriosis and endometriotic microenvironment - challenges and recent advances. Cellular Signal. 97, 110375(2022).
  17. Berger, C., Boggavarapu, N. R., Menezes, J., Lalitkumar, P. G. L., Gemzell-Danielsson, K. Effects of ulipristal acetate on human embryo attachment and endometrial cell gene expression in an in vitro co-culture system. Hum Reprod. 30 (4), 800-811 (2015).

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Implanta o Embrion riaReceptividade EndometrialArcabou o Impresso em 3DC lulas Tronco Embrion rias HumanasC lulas de IshikawaSemeadura CelularModelo In VitroIntera o Celular
Modelo de co-cultura usando dois tipos de linhagens celulares aderentes
Entre em contato
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.