Artigo de método

Isolamento e Identificação de Cepas Bacterianas da Pele de Anfíbios Terrestres

DOI:

10.3791/67862

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17 de junho de 2025

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1Department of Life, Health, and Environmental Sciences (MeSVA), University of L'Aquila

Neste artigo

Resumo

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Este é um método para amostragem e isolamento de bactérias cultiváveis da microbiota cutânea de salamandras pletodontídeas europeias (gênero Speleomantes). Aqui, apresentamos um protocolo para amostragem da pele da salamandra com swabs e processamento usando abordagens cultiváveis. Descrevemos a amostragem, o isolamento e o estabelecimento da cultura axênica com caracterização da cepa bacteriana.

Resumo

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A microbiota é um elemento vital dos organismos superiores, com a microbiota cutânea contribuindo significativamente para a defesa do organismo contra agentes externos. Não existe um método padrão para amostrar comunidades microbianas da pele de Speleomantes (Amphibia: Plethodontidae) para a abordagem de cultura microbiana. Para resolver isso, desenvolvemos um protocolo prático para isolar bactérias da pele dos indivíduos e uma prática recomendada para manusear e armazenar amostras. As etapas são diretas: os cotonetes são armazenados em uma solução salina fisiológica suplementada com glicerol após a amostragem. Uma vez transferidos em laboratório, os swabs podem ser armazenados a +4 °C por no máximo 10 dias para garantir a integridade da comunidade microbiana. Este estudo oferece insights interessantes sobre a investigação da microbiota cutânea de espécies de anfíbios terrestres, como as pertencentes ao gênero Speleomantes. Esta abordagem contribui para a implementação, monitorização e conservação de medidas para espécies ameaçadas e pode melhorar o conhecimento da função da microbiota na saúde e ecologia dos anfíbios. Este protocolo também pode ter um significado mais amplo para a pesquisa do microbioma em muitos cenários de conservação da vida selvagem.

Introdução

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Todos os organismos abrigam uma variedade de simbiontes microbianos em suas superfícies epiteliais, tecidos e órgãos1. A pele é a principal interface entre o hospedeiro e seu ambiente, fornecendo um habitat para diversos microrganismos2. A pele é o maior órgão dos vertebrados e atua como barreira às agressões mecânicas, químicas e microbianas3. No entanto, essa ampla exposição da pele às condições ambientais provavelmente a torna a fronteira ecológica mais crítica que medeia a interação do organismo com fatores bióticos e abióticos externos4.

A microbiota cutânea de anfíbios tem sido intensamente estudada na última década, e a relação entre essa comunidade microbiana e seu hospedeiro tem sido profundamente explorada 5,6,7,8,9,10. A biodiversidade da microbiota da pele é amplamente determinada pelo tipo de hospedeiro (ou seja, comunidade específica da espécie), mas outros fatores ambientais podem promover maior diversidade interespecífica11. A microbiota cutânea dos anfíbios tem uma composição distinta de outros animais. Sabe-se que os anfíbios demonstraram ter uma relação mutualística com os micróbios da pele, sendo capazes de biossintetizar compostos antimicrobianos ou proteger seu hospedeiro contra doenças infecciosas emergentes12.

O isolamento de bactérias da pele geralmente é alcançado após a realização de diferentes etapas. O primeiro passo inclui a obtenção de uma coleta de amostra representativa por swab e evitar contaminação externa. As amostras microbianas são suspensas em solução salina estéril ou tampão. A suplementação de líquidos em suspensão com protetores (por exemplo, glicerol) pode melhorar a integridade da comunidade bacteriana durante a transferência laboratorial13,14. Uma vez transferidas para o laboratório, as amostras podem ser processadas imediatamente ou após um curto período de tempo para manter a integridade da comunidade microbiana. A abordagem microbiana clássica envolve o processamento de amostras por diluição em série para reduzir a densidade microbiana e garantir uma melhor separação de colônias nas placas de Petri. As diluições de amostra e em série são então colocadas em meios não específicos e não seletivos, como ágar Luria-Bertani (LBA)15, soja tríptica (TSA)16, ágar extrato de levedura triptona (TYEA)17,18,19 ou nutriente (NA)20 que suportam o crescimento de uma ampla gama de bactérias. Enriquecimentos não seletivos durante a amostragem e processamento são usados, pois é necessário cultivar uma ampla gama de micróbios. Os métodos de estrias ou placas espalhadas distribuem a suspensão microbiana uniformemente sobre a superfície do ágar21. A distribuição uniforme permite que diferentes espécies microbianas presentes na amostra formem colônias distintas. Após incubação a 20-37 °C por 2-7 dias, as colônias microbianas são contadas e distinguidas com base na morfologia. A caracterização morfológica da colônia bacteriana foi realizada com base na pigmentação, forma, elevação, margem, opacidade e superfície. Colônias bem isoladas nas diluições mais altas são subcultivadas em placas de ágar fresco para purificar culturas microbianas. A pureza das colônias é garantida com base na uniformidade celular e afinidade pela coloração de Gram. Vários testes bioquímicos ou moleculares também podem ser realizados para verificar a pureza das colônias22. As culturas puras de cepas isoladas podem ser armazenadas em inclinações de ágar a 4 ° C para uso a curto prazo ou preservadas a longo prazo a -80 ° C em crioprotetores (por exemplo, uma proporção de glicerol para meio de 20:80 ou 50:50) 23 .

Neste protocolo, relatamos a abordagem de melhores práticas para isolar bactérias da microbiota da pele de salamandras de cavernas Speleomantes , anfíbios estritamente terrestres que podem viver tanto em ambientes superficiais quanto subterrâneos24. Dada a falta de protocolos universalmente aplicados na literatura, este estudo teve como objetivo desenvolver uma boa prática para amostragem e preservação de amostras de microbiota cutânea desses anfíbios terrestres. Para testar este protocolo, utilizamos a salamandra cavernícola italiana (Speleomantes italicus) como modelo, amostrando 12 indivíduos de uma população cavernícola localizada em Abruzzo (Itália). Os indivíduos foram coletados manualmente e repetidamente esfregados (pelo menos 5 vezes) em seus lados dorsais, ventrais e flancos. Os cotonetes usados foram embebidos em água destilada estéril. Os swabs foram então imersos em solução salina fisiológica a 0,9% com e sem suplementação de glicerol. Após a transferência para o laboratório, a preservação da amostra foi testada em várias condições: temperatura ambiente não controlada, 4 °C e -20 °C por 10 dias. As comunidades microbianas cultiváveis foram comparadas usando métodos baseados em cultura em meios genéricos e semi-seletivos (LBA, TSYEA, TSA, NA).

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Protocolo

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Este protocolo apresenta as melhores práticas para obtenção e manuseio de amostras de pele de Speleomantes para uma abordagem microbiológica cultivável para isolar cepas bacterianas. O material útil nas etapas a seguir está listado na Tabela de Materiais. O protocolo segue as diretrizes de cuidados com os animais do artigo 11 do DPR 357/97 mediante autorização do Ministério do Meio Ambiente italiano (PNM 74554 de 22/04/2024).

1. Preparação de mídia

  1. Calcule e pese a quantidade de ingredientes em pó (consulte as instruções do fabricante para a quantidade de pó usada para LBA, TSYEA, TSA, NA ou outros meios).
  2. Siga as instruções do fabricante para dissolver os ingredientes em água destilada. Dependendo do meio e do produto adquirido, podem ser necessárias etapas de fervura.
  3. Leve o meio ao volume final quando os ingredientes se dissolverem totalmente e controle o pH. Se o valor for maior ou menor do que o esperado, ajuste-o usando as soluções sugeridas nas instruções do fabricante. As soluções de HCl e NaOH são comumente usadas para diminuir e aumentar o pH, respectivamente.
  4. Adicione o ágar (2% p / v), aqueça até 95 ° C e ferva por cerca de 1 min para dissolver o ágar antes da autoclavagem.
  5. Esterilize o meio em autoclavagem, seguindo as instruções do fabricante. Os processos comuns de autoclavagem incluem 121-134 °C para tratamento de 15-30 min.
  6. Após a autoclavagem, resfrie o meio de ágar a cerca de 45-50 ° C e despeje-o em placas de Petri estéreis sob uma coifa de fluxo laminar previamente esterilizada
  7. Após a solidificação, rotule as placas de acordo com o tipo de meio e a data de preparação.

2. Coleta de amostras

  1. Enxágue a pele da salamandra (gênero Speleomantes) em água destilada estéril para remover as comunidades microbianas transitórias.
  2. Colete cotonetes de pele de anfíbios usando cotonetes estéreis em um tubo de ensaio. Esfregue suavemente os cotonetes sobre a superfície da pele para coletar amostras microbianas sem prejudicar o indivíduo.
    1. Passe um cotonete embebido em água destilada estéril em cada lado de todo o corpo, incluindo todas as extremidades, cinco vezes (cinco movimentos para frente e para trás) para amostrar os indivíduos.
      NOTA: A suplementação com aditivos não é recomendada, pois pode prejudicar os indivíduos.
    2. Colocar os swabs em tubos contendo solução salina fisiológica (NaCl 0,9%) suplementada com glicerol (20%).
  3. Misture a amostra com a solução, empurrando o cotonete em direção às paredes do tubo enquanto aperta o tubo e gira o cotonete completamente (10 vezes no sentido horário e 10 vezes no sentido anti-horário).
  4. Após a mistura, fechar o swab dentro do tubo e transferir as amostras microbiológicas para o laboratório, mantendo a amostra a 4 °C até a análise microbiana.
    NOTA: Todas as etapas são realizadas usando material estéril novo e luvas para cada indivíduo para evitar contaminação e exposição do operador a contaminantes biológicos e químicos.

3. Inoculação e Incubação

  1. Misture bem a amostra microbiológica antes de processar.
  2. Preparar diluições seriadas da amostra cutânea com solução salina (NaCl 0,9%), variando de 10-1 a 10-6.
  3. Inocular 100 μL de amostra no estado em que se encontra e diluições seriadas nas placas de ágar preparadas. Usando uma alça estéril em forma de L, listre a amostra pela superfície do meio de ágar, distribuindo-a uniformemente sem aplicar pressão excessiva para evitar danificar o ágar.
  4. Inverter as placas inoculadas numa incubadora a 20-25 °C durante 3-5 dias. Essa faixa de temperatura é favorável para o cultivo de muitas bactérias mesofílicas e psicotrópicas ambientais que habitam a pele dos anfíbios.
    NOTA: Todas as etapas são realizadas com material estéril sob uma capa laminar previamente esterilizada. Cinco repetições independentes são preparadas para cada unidade experimental. Como a densidade inicial é desconhecida e imprevisível, incluir uma ampla gama de diluições é sempre útil.

4. Purificação e identificação de cepas

  1. Selecione colônias bacterianas com morfologias distintas para análise posterior após a incubação.
    1. Primeiro, escolha colônias bem isoladas para evitar contaminação ou sobreposição e evite áreas lotadas onde as colônias possam se fundir. Além disso, escolha colônias com aparências diferentes (por exemplo, cor, tamanho, forma, borda, superfície ou textura) para garantir a amostragem de espécies ou cepas potencialmente diferentes.
      NOTA: Esta etapa é crucial para selecionar as diferentes cepas bacterianas cultiváveis da microbiota da pele.
  2. Subcultive as colônias selecionadas.
    1. Transferir assepticamente uma colónia bem isolada da placa de ágar original para uma nova placa de ágar utilizando uma alça de inoculação. Listre a colônia para isolá-la e depois incube-a adequadamente.
    2. Repita esta etapa várias vezes em placas de ágar fresco para obter culturas puras de cada isolado bacteriano até que as colônias isoladas pareçam semelhantes. Repita a subcultura usando meios seletivos e genéricos.
      NOTA: A combinação de manuseio asséptico, exame visual e microscópico e identificação molecular garante uma cepa livre de contaminação.
  3. Verificar a pureza das culturas microbianas por meio de observações microscópicas (objetivas de 5x a 100x), afinidade de coloração de Gram (fixação, coloração e observação de colônias) e testes bioquímicos (por exemplo, catalase, oxidase, urease e teste de fermentação de açúcar)21,25.
    NOTA: As culturas puras devem mostrar morfologia uniforme da colônia, características microscópicas consistentes e características bioquímicas.
  4. Realize a identificação molecular.
    1. Extraia DNA de colônias bacterianas purificadas e realize o sequenciamento do gene 16S rRNA para identificar as espécies bacterianas. Realizar amplificação por PCR do gene 16S rRNA usando primers universais bacterianos, seguido de sequenciamento e comparação com sequências conhecidas em bancos de dados como GenBank26.
  5. Estabeleça culturas de biobancos.
    1. Testar a esterilidade das culturas axênicas (ou puras), inoculando-as em um meio não seletivo e verificando a ausência de crescimento de contaminantes. Armazene culturas axênicas para uso a médio e longo prazo.
      NOTA: Os métodos padrão incluem listras de colônias em inclinações de ágar do meio seletivo e armazenamento em temperatura ambiente, suspensão da cultura em soluções de estoque preparadas com uma mistura do meio seletivo e glicerol (20:80 ou 50:50) ou liofilização da cultura em caldo (liofilização) e congelamento a -80 ° C.

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Resultados

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O fluxo de trabalho da abordagem experimental é ilustrado na Figura 1.

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Figura 1: Fluxo de trabalho da amostragem, manuseamento e processamento das amostras de pele dos anfíbios. Clique aqui para ver uma...

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Discussão

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Desenvolvemos um protocolo de melhores práticas para obter a comunidade de bactérias cultiváveis da microbiota da pele de anfíbios e demonstramos isso em Speleomantes italicus. Conforme demonstrado na aplicação acima, várias etapas devem ser tomadas para garantir o isolamento microbiano bem-sucedido da pele dos anfíbios. A coleta, usando uma técnica de swab suave e materiais estéreis, é muito importante para coletar material microbiano suficiente e evitar contaminação. ...

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Divulgações

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Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

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Agradecemos o apoio financeiro da Universidade de L'Aquila nos projetos "Progetti di Ateneo per la Ricerca di base 2024 UNIVAQ: Ecotoxicology of the endangered European cave salamanders" e "Analisi delle divergenze inter- e intraspecifiche del microbiota dei pletodontidi europei - FFORIC24.35" da Biodiversa+, a Parceria Europeia para a Biodiversidade, no contexto do projeto Sub-BioMon - Developing and testing approaches to monitoran underground biodiversity in karst no âmbito do projeto Concurso conjunto BiodivMon 2022–2023, e o Plano Nacional de Recuperação e Resiliência (NRRP), Missão 4, Componente 2, Investimento 1.1, Concurso n.º 1409 publicado em 14.9.2022 pelo Ministério Italiano da Universidade e Pesquisa (MUR), financiado pela União Europeia - NextGenerationEU- Código do Projeto: P2022CYF9L, Título do Projeto As espécies cavernícolas facultativas são condutoras de contaminantes metálicos em ambientes subterrâneos? (METALCAVE) - COPO E53D23015380001.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Ágar Lauria-BertaniMerk MilliporeL3027
Ágar Soja TrípticaMerk Millipore22091
Extrato de levedura de soja triptona Ágar ÁgarMerk Millipore17221
Ágar NutrienteMerk Millipore70148
Solução de glicerolMerk Millipore49781

Referências

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  1. McFall-Ngai, M., et al. Animals in a bacterial world, a new imperative for the life sciences. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3229-3236 (2013).
  2. Belkaid, Y., Tamoutounour, S. The influence of skin microorganisms on cutaneous immunity. Nat Rev Immunol. 16 (6), 353-366 (2016).
  3. Kligman, A. M. What is the 'true' function of skin. Exp Dermatol. 11 (2), 159-187 (2002).
  4. Ross, A. A., Rodrigues Hoffmann, A., Neufeld, J. D. The skin microbiome of vertebrates. Microbiome. 7 (1), 79(2019).
  5. Kueneman, J. G., et al. Community richness of amphibian skin bacteria correlates with bioclimate at the global scale. Nat Ecol Evol. 3 (3), 381-389 (2019).
  6. Rebollar, E. A., MartínezUgalde, E., Orta, A. H. The amphibian skin microbiome and its protective role against chytridiomycosis. Herpetologica. 76 (2), 167(2020).
  7. Wuerthner, V. P., HernándezGómez, O., Hua, J. Amphibian skin microbiota response to variable housing conditions and experimental treatment across space and time. J Herpetol. 53 (4), 324(2019).
  8. HernándezGómez, O., Wuerthner, V., Hua, J. Amphibian host and skin microbiota response to a common agricultural antimicrobial and internal parasite. Microb Ecol. 79 (1), 175-191 (2020).
  9. SotoCortés, E., et al. Host species and environment shape the skin microbiota of Mexican axolotls. Microb Ecol. 87 (1), 98(2024).
  10. Cramp, R. L., McPhee, R. K., Meyer, E. A., Ohmer, M. E., Franklin, C. E. First line of defence: the role of sloughing in the regulation of cutaneous microbes in frogs. Conserv Physiol. 2 (1), cou012-cou012 (2014).
  11. Colston, T. J., Jackson, C. R. Microbiome evolution along divergent branches of the vertebrate tree of life: what is known and unknown. Mol Ecol. 25 (16), 3776-3800 (2016).
  12. Rebollar, E. A., et al. The skin microbiome of the neotropical frog Craugastor fitzingeri: inferring potential bacterialhostpathogen interactions from metagenomic data. Front Microbiol. 9, 466(2018).
  13. Li, X., Ricke, S. C. Comparison of cryoprotectants for Escherichia coli lysine bioavailability assay culture. J Food Process Preserv. 28 (1), 39-50 (2004).
  14. Patra, J. K., Das, G., Das, S. K., Thatoi, H. Isolation, Culture, and Biochemical Characterization of Microbes. In A Practical Guide to Environmental Biotechnology. , Springer. Singapore. (2020).
  15. Bertani, G. Studies on lysogenesis i. J Bacteriol. 62 (3), 293-300 (1951).
  16. Forbes, B. A., Sahm, D. F., Weissfeld, A. S. Diagnostic Microbiology. , Mosby. St Louis. (2007).
  17. O'Reilly, T., Niven, D. F. Tryptoneyeast extract broth as a culture medium for Haemophilus pleuropneumoniae and Haemophilus parasuis to be used as challenge inocula. Can J Vet Res. 50 (3), 441(1986).
  18. O'Reilly, T., Rosendal, S., Niven, D. F. Porcine haemophili and actinobacilli: characterization by means of API test strips and possible taxonomic implications. Can J Microbiol. 30 (10), 1229-1238 (1984).
  19. Niven, D. F. The cytochrome complement of Haemophilus parasuis. Can J Microbiol. 30 (6), 763-773 (1984).
  20. Lapage, S., Shelton, J. E., Mitchell, T. Methods in Microbiology. , Academic Press. London. (1970).
  21. Smibert, R. M. General Characterization. Manual of Methods for General Bacteriology. , American Society for Microbiology. Washington, DC. (1981).
  22. Sharma, N., Sharma, N., Sharma, S., Sharma, P., Devi, B. Identification, Morphological, Biochemical, and Genetic Characterization of Microorganisms. Basic Biotechniques for Bioprocess and Bioentrepreneurship. , Elsevier, Academic Press. (2023).
  23. Hubálek, Z. Protectants used in the cryopreservation of microorganisms. Cryobiology. 46 (3), 205-229 (2003).
  24. Lanza, B., Pastorelli, C., Laghi, P., Cimmaruta, R. A review of systematics, taxonomy, genetics, biogeography and natural history of the genus Speleomantes Dubois, 1984 (amphibia caudata plethodontidae). Atti Museo Civ St Natl, Trieste. 52, 5-135 (1984).
  25. Cappuccino, J. G., Welsh, C. T. Microbiology: A Laboratory Manual, Global Edition. , Pearson Education Limited: Pearson. Essex, England. (2017).
  26. Farda, B., et al. The "Infernaccio" gorges: microbial diversity of black deposits and isolation of manganesesolubilizing bacteria. Biology (Basel). 11 (8), 1204(2022).
  27. Lunghi, E., et al. Thermal equilibrium and temperature differences among body regions in European plethodontid salamanders. J Therm Biol. 60, 79-85 (2016).
  28. Woodhams, D. C., et al. Hostassociated microbiomes are predicted by immune system complexity and climate. Genome Biol. 21 (1), 23(2020).
  29. Stolp, H., Starr, M. P. Principles of Isolation, Cultivation, and Conservation of Bacteria. The Prokaryotes. , Springer. Berlin, Heidelberg. (1981).
  30. El Baz, S., et al. Resistance to and accumulation of heavy metals by actinobacteria isolated from abandoned mining areas. Sci World J. 2015 (1), 761834(2015).
  31. Le Pioufle, O., Declerck, S. Reducing water availability impacts the development of the arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus irregularis MUCL 41833 and its ability to take up and transport phosphorus under in vitro conditions. Front Microbiol. 9, 1254(2018).
  32. Freitas, F., Alves, V. D., Reis, M. A. M. Advances in bacterial exopolysaccharides: from production to biotechnological applications. Trends Biotechnol. 29 (8), 388-398 (2011).
  33. Sanders, E. R. Aseptic laboratory techniques: plating methods. J Vis Exp. (63), e3064(2012).
  34. De Paoli, P. Biobanking in microbiology: from sample collection to epidemiology, diagnosis and research. FEMS Microbiol Rev. 29 (5), 897-910 (2005).
  35. Dal Pizzol, M., et al. Antifungal efficacy and safety of cycloheximide as a supplement in OptisolGS. Drug Des Devel Ther. 15, 2091-2098 (2021).
  36. Overmann, J. Principles of Enrichment, Isolation, Cultivation, and Preservation of Prokaryotes. The Prokaryotes. , Springer. Berlin, Heidelberg. (2013).
  37. Madhuri, R. J., et al. Recent Approaches in the Production of Novel Enzymes from Environmental Samples by Enrichment Culture and Metagenomic Approach. Recent Developments in Applied Microbiology and Biochemistry. , Elsevier, Academic Press. (2019).
  38. BaichmanKass, A., Song, T., Friedman, J. Competitive interactions between culturable bacteria are highly nonadditive. Elife. 12, e83398(2023).
  39. Cevallos, M. A., et al. Genomic characterization of antifungal Acinetobacter bacteria isolated from the skin of the frogs Agalychnis callidryas and Craugastor fitzingeri. FEMS Microbiol Ecol. 98 (12), fiac126(2022).
  40. Lauer, A., Simon, M. A., Banning, J. L., Lam, B. A., Harris, R. N. Diversity of cutaneous bacteria with antifungal activity isolated from female fourtoed salamanders. ISME J. 2 (2), 145-157 (2008).
  41. Niederle, M. V., et al. Skinassociated lactic acid bacteria from North American bullfrogs as potential control agents of Batrachochytrium dendrobatidis. PLoS One. 14 (9), e0223020(2019).
  42. MuletzWolz, C. R., et al. Antifungal bacteria on woodland salamander skin exhibit high taxonomic diversity and geographic variability. Appl Environ Microbiol. 83 (9), e00186-e00217 (2017).
  43. Woodhams, D. C., et al. Antifungal isolates database of amphibian skin-associated bacteria and function against emerging fungal pathogens. Ecology. 96 (2), 595-595 (2015).
  44. Woodhams, D. C., et al. Interacting symbionts and immunity in the amphibian skin mucosome predict disease risk and probiotic effectiveness. PLoS One. 9 (4), e96375(2014).
  45. Pessier, A. P. An overview of amphibian skin disease. Sem Avian Exot Pet Med. 11 (3), 162-174 (2002).
  46. HernándezGómez, O., Hua, J. From the organismal to biosphere levels: environmental impacts on the amphibian microbiota. FEMS Microbiol Rev. 47 (1), fuad002(2023).
  47. Stevens, E. J., Bates, K. A., King, K. C. Host microbiota can facilitate pathogen infection. PLoS Pathog. 17 (5), e1009514(2021).
  48. Kostanjšek, R., Prodan, Y., Stres, B., Trontelj, P. Composition of the cutaneous bacterial community of a cave amphibian, Proteus anguinus. FEMS Microbiol Ecol. 95 (3), fiz007(2019).
  49. Indriani, S., Karnjanapratum, S., Nirmal, N. P., Nalinanon, S. Amphibian skin and skin secretion: an exotic source of bioactive peptides and its application. Foods. 12 (6), 1282(2023).
  50. Gao, Y., et al. Targeted modification of a novel amphibian antimicrobial peptide from Phyllomedusa tarsius to enhance its activity against MRSA and microbial biofilm. Front Microbiol. 8, 628(2017).
  51. Wang, Y., Zhang, Y., Lee, W., Yang, X., Zhang, Y. Novel peptides from skins of amphibians showed broad-spectrum antimicrobial activities. Chem Biol Drug Des. 87 (3), 419-424 (2016).
  52. Barra, D., Simmaco, M. Amphibian skin: a promising resource for antimicrobial peptides. Trends Biotechnol. 13 (6), 205-209 (1995).
  53. RollinsSmith, L. A. The importance of antimicrobial peptides (AMPs) in amphibian skin defense. Dev Comp Immunol. 142, 104657(2023).
  54. RomeroContreras, Y. J., et al. Bacteria from the skin of amphibians promote growth of Arabidopsis thaliana and Solanum lycopersicum by modifying hormonerelated transcriptome response. Plant Mol Biol. 114 (3), 39(2024).

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