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Artigo de método

Administração orofaríngea de bleomicina no modelo murino de fibrose pulmonar

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DOI:

10.3791/67953

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9 de maio de 2025

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, Division of Pulmonary & Critical Care, David Geffen School of Medicine, University of California, Los Angeles, 2Department of Medicine, Pulmonary & Critical Care Section, VA Greater Los Angeles Healthcare System, 3Department of Microbiology, Immunology and Molecular Genetics, University of California, Los Angeles

Neste artigo

Resumo

Este protocolo demonstra a técnica de aspiração orofaríngea para uso no modelo murino de bleomicina de fibrose pulmonar.

Resumo

A doença pulmonar intersticial (DPI) representa um amplo espectro de distúrbios caracterizados pela cicatrização progressiva e muitas vezes irreversível do parênquima pulmonar, sendo a mais comum a fibrose pulmonar idiopática (FPI). Vários modelos animais de FPI têm sido desenvolvidos, sendo o modelo murino de bleomicina o mais utilizado. A bleomicina é um quimioterápico conhecido por induzir danos ao DNA no epitélio alveolar, resultando em lesão pulmonar aguda e fibrose pulmonar em humanos. Modelos de FPI em roedores usam a administração de bleomicina por vários métodos, sendo o mais comum o intratraqueal (TI). Recentemente, a técnica de aspiração orofaríngea (OA) demonstrou ser tão eficaz quanto a IT para múltiplos agentes fibrosantes, com consideravelmente menos efeitos colaterais e uma via de entrega mais fácil. Este protocolo detalha o método OA de entrega de bleomicina no pulmão murino e destaca exemplos de possíveis aplicações a jusante para quantificação de dados. Essa metodologia oferece uma maneira simples, rápida e segura de utilizar esse modelo animal amplamente utilizado para estudar os mecanismos moleculares subjacentes à FPI.

Introdução

A doença pulmonar intersticial (DPI) refere-se a um grupo heterogêneo de distúrbios caracterizados por cicatrização progressiva e irreversível do espaço alvéolo, interstício e vias aéreas distais1. A fibrose pulmonar idiopática (FPI) é a forma mais comum de DPI e tem uma sobrevida mediana de aproximadamente três anos2. A FPI é uma condição terminal, sendo o transplante pulmonar ortotópico uma terapia de resgate para pacientes selecionados. Atualmente, existem duas terapias aprovadas pela FDA para FPI, ambas apenas diminuem a taxa de progressão em vez de estabilizar ou melhorar a função pulmonar dos pacientes 3,4. Esforços significativos de pesquisa estão em andamento para elucidar os fundamentos da FPI e identificar novos alvos terapêuticos. Existem inúmeros modelos animais para estudar a patogênese da FPI, cada um com suas próprias vantagens e desvantagens5. Embora nenhum modelo seja capaz de recapitular completamente a complexidade da doença humana, essas abordagens oferecem uma visão significativa dos mecanismos moleculares da FPI e podem complementar os estudos translacionais.

O modelo murino de bleomicina continua sendo o modelo in vivo mais amplamente utilizado e bem caracterizado da FPI6. A bleomicina é um agente peptídico que induz quebras de DNA de fita simples e dupla. Após sua descoberta em 1962, a bleomicina mostrou-se eficaz no tratamento de vários tipos de câncer, incluindo tumores testiculares e linfoma, no entanto, seu uso foi limitado pela pneumonite dose-dependente e pela fibrose pulmonar resultante 7,8. Essa toxicidade pulmonar é recapitulada em camundongos. Quando administrada em dose única, após uma fase inflamatória inicial, a fibrose pode ser observada a partir do dia 5, com pico nos dias 14-21 9,10,11 (Figura 1). A resolução espontânea ocorre após cerca de 6 semanas, embora alterações fibróticas permanentes possam ser alcançadas com doses repetitivas12. Dada a natureza transitória e inflamatória, existem algumas desvantagens inerentes ao modelo de bleomicina13, no entanto, ele oferece um sistema rápido, robusto e reprodutível para começar a responder a algumas das principais lacunas na compreensão da DPI em nosso campo e permite que os investigadores comparem os resultados nas últimas cinco décadas. Outras abordagens de instalação incluem os modelos de asbestose e sílica murina, que oferecem cursos de tempo semelhantes (dias 14-28)6,14,15,16. No entanto, esses modelos geram um padrão histológico mais consistente com pneumoconiose do que FPI e requerem o uso de partículas transportadas pelo ar, necessitando de manuseio cuidadoso. Alternativamente, existem modelos animais que utilizam a expressão de transgenes impulsionados por epitelial, como toxina diftérica e TGF-β1. Estes recapitulam a lesão de células epiteliais alveolares tipo 2 não inflamatórias observada na FPI, mas demoram um pouco mais (21-30d) e requerem o uso de animais especializados que devem ser retrocruzados em quaisquer modelos transgênicos existentes de interesse. Por fim, a superexpressão de citocinas mediada por adenovírus, incluindo TGF-β1, IL-β1 e TNF-α, demonstrou induzir fibrose pulmonar em roedores, geralmente no dia 14 17,18,19. Esses modelos de superexpressão de citocinas permitem uma administração intranasal conveniente, embora exijam purificação e manuseio cuidadosos.

Existem múltiplas abordagens para a administração de bleomicina, incluindo vias intratraqueal (IT), intranasal, intraperitoneal, subcutânea e intravenosa6. A administração de TI é o método mais comum, tradicionalmente envolvendo intubação endotraqueal ou traqueostomia cirúrgica20, ambas as quais requerem sedação profunda, sutileza técnica e estão associadas à morbidade e mortalidade perioperatórias. Recentemente, a técnica de aspiração orofaríngea (OA) tem se mostrado tão eficaz quanto a TI, com consideravelmente menos efeitos colaterais e uma via de parto mais fácil 14,21,22,23,24,25,26. Aqui, apresentamos um protocolo visual detalhado para o método OA de entrega de bleomicina no pulmão murino e destacamos várias aplicações potenciais a jusante para quantificação de dados.

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Protocolo

Os estudos em animais descritos nesses experimentos foram conduzidos sob protocolos (ARC-2021-025, ARC-2010-039) aprovados pelo Comitê de Pesquisa Animal da UCLA (ARC) e pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC). A conformidade total com todos os regulamentos e políticas estaduais e federais relativos ao uso de animais de laboratório foi mantida. Os animais foram alojados no Centro de Cuidados com Animais da UCLA e cuidados pela equipe qualificada da Divisão de Laboratório e Medicina Animal da UCLA (DLAM) em condições livres de patógenos. Camundongos C57BL/6 do tipo selvagem foram obtidos comercialmente e aclimatados por pelo menos 14 dias. Camundongos machos com idades entre 8 e 12 semanas foram usados para esses estudos, com peso corporal médio de 20 a 25 g. Camundongos fêmeas também podem ser usados, embora seja importante para animais de correspondência de sexo e idade em grupos e condições experimentais27. Os detalhes comerciais dos animais, reagentes e equipamentos usados neste estudo estão listados na Tabela de Materiais.

1. Administração orofaríngea de bleomicina

  1. Preparação de bleomicina
    NOTA: Use bleomicina de grau farmacêutico para garantir consistência e reprodutibilidade entre animais e experimentos. Dose a bleomicina em unidades de medicamento por kg de animal (U / kg), não miligramas (mg) por kg.
    1. Dissolva a bleomicina em pó em PBS estéril de grau farmacêutico até uma concentração de estoque de 10 U / mL. A bleomicina deve ser preparada sob um capuz químico usando as devidas precauções quimioterápicas. Conservar as alíquotas a -20 °C durante um período máximo de 6 meses.
    2. Preparar a concentração final de trabalho. A dose é baseada no peso (0,5-3 U/kg) e os ajustes são feitos conforme necessário, dependendo da bleomicina usada e do objetivo do experimento (por exemplo, sobrevivência ou dosagem letal).
    3. Ajuste o volume final de administração conforme necessário. Para esses estudos, dilua a bleomicina a 0,375 U / mL, o que equivale a 50 μL para um camundongo de 25 g, resultando em uma concentração final de trabalho de 0,75 U / kg.

2. Indução da anestesia

  1. Prepare o coquetel de anestesia diluindo cetamina e xilazina em PBS para concentrações de trabalho de 10 mg / mL e 1 mg / mL, respectivamente. Execute esta etapa em condições estéreis usando reagentes de grau farmacêutico e de acordo com protocolos aprovados institucionalmente.
  2. Administrar 10 μL do coquetel por grama de peso corporal do animal (concentração de trabalho: cetamina 100 mg / kg, xilazina 10 mg / kg) por injeção intraperitoneal usando uma agulha de 27,5 G e uma seringa de 1 mL.
    1. Certifique-se de que o mouse esteja devidamente anestesiado e não responda a estímulos nocivos, como beliscar o dedo do pé. Os efeitos devem ser observados dentro de 5 min. Se ainda estiver responsivo, administre cetamina/xilazina adicionais em incrementos de 20 μL até que o nível desejado de anestesia seja alcançado. Aplique pomada oftálmica para evitar o ressecamento dos olhos durante a anestesia.
      NOTA: A cetamina é preferida a outros anestésicos e sedativos injetados devido ao seu perfil de efeitos colaterais favorável. Tem efeitos mínimos na hemodinâmica, incluindo frequência cardíaca e respiratória. O isoflurano inalado pode ser usado como agente anestésico alternativo. Nesses estudos, a cetamina/xilazina é preferida porque resulta em sedação prolongada e tosse mínima ou refluxo de bleomicina após a administração.

3. Administração orofaríngea

  1. Uma vez devidamente sedado, suspenda o mouse na plataforma processual em um ângulo de 60 ° a 80 °, pendurando-o pelos incisivos frontais para abrir efetivamente a orofaringe ( Figura 2A ).
  2. Oclua a passagem nasal com uma pinça microvascular lisa, forçando o camundongo a respirar pela orofaringe.
  3. Retraia a língua para fora da orofaringe usando uma pinça.
  4. Usando uma pipeta de passo com uma ponta de ponta de leur, coloque suavemente o volume desejado de bleomicina, ou controle salino, na parte de trás da orofaringe. Certifique-se de que uma bolha de líquido esteja grosseiramente visível (Figura 2B).
  5. Continue segurando a língua no lugar até que o animal aspire a solução. Isso deve ser visível e muitas vezes audivelmente aparente.
    NOTA: Se o animal aspirar rapidamente a solução, a visualização na parte posterior da orofaringe pode ser transitória, em poucos segundos. Independentemente disso, se for bem-sucedido, o animal demonstrará uma mudança abrupta e transitória em seu padrão respiratório, respirando rapidamente e superficialmente. Pode ocorrer borbulhamento do fluido, indicando ainda que o fluido entrou com sucesso no trato respiratório inferior. Tosse ocasional também pode ocorrer. Este é geralmente um volume insignificante da solução de bleomicina e não deve afetar os resultados experimentais, permitindo que o animal permaneça incluído no estudo. Evite a dosagem repetitiva, pois aumenta o risco de asfixia e altera a dosagem final com base no peso.
  6. Após a confirmação da aspiração, remova cuidadosamente o clipe nasal.
  7. Observe o animal na posição de suspensão por 15-30 s para garantir que não haja refluxo da solução de bleomicina e, em seguida, devolva-o à gaiola.
    NOTA: Recomenda-se um volume máximo de 50 μL para minimizar o risco de asfixia. Dependendo da dose desejada de bleomicina e do peso do camundongo, ajuste a concentração da solução de bleomicina conforme necessário. Ao praticar essa técnica, use um corante à base de água, como o azul de Evans, para confirmar que a solução é administrada no trato respiratório inferior, e não no estômago14.

4. Recuperação de animais

  1. Após o tratamento, coloque o animal de lado em sua gaiola com uma almofada de aquecimento embaixo para manter a termoneutralidade.
  2. Monitore os ratos até que estejam totalmente conscientes. Isso normalmente leva de 1 a 2 horas, dependendo da dose de cetamina usada e do metabolismo do animal. Aperte suavemente os dedos dos pés e mantenha os animais eutérmicos para facilitar o despertar.
  3. Monitore clinicamente os camundongos diariamente quanto a mudanças no peso corporal, higiene, nível de atividade e estado respiratório. Semelhante a outros métodos de administração de bleomicina, os animais podem experimentar perda de peso significativa ao longo do curso de 14 a 21 dias, o que é um marcador chave da eficácia do modelo.
  4. De acordo com os protocolos ARC e IACUC, sacrificar animais se a perda de peso exceder 20% do peso inicial do animal. A prevalência e a gravidade da perda de peso dependem da dose de bleomicina usada e da demografia dos camundongos (veja acima).

5. Coleta de tecidos, processamento e análise de ponto final

  1. Dependendo da questão experimental e do ponto de tempo desejado, eutanasiar os camundongos seguindo os protocolos IACUC e colher seus pulmões28 no momento apropriado. Os efeitos da bleomicina são frequentemente aparentes visualmente em comparação com o controle, indicando administração bem-sucedida. Nesses estudos, os camundongos foram sacrificados nos dias 7, 14 e 21.
  2. Para histologia, dissecar os pulmões em bloco e fixá-los em PFA a 4% por 24 h. Prossiga com a inclusão de parafina, seccionamento, hematoxilina e eosina (H & E) e / ou coloração tricrômica de Masson conforme descrito anteriormente 28,29,30.
  3. Para a medição do colágeno, homogeneizar o pulmão direito e usar um kit disponível comercialmente (ver Tabela de Materiais) para medir o conteúdo de hidroxiprolina conforme descrito anteriormente31.
  4. Para citometria de fluxo, digerir o pulmão direito usando o dissociador de tecido e uma solução enzimática para obter uma suspensão de célula única. Realize a coloração e análise por citometria de fluxo conforme descrito anteriormente 32,33,34.

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Resultados

O protocolo aqui descrito resume a via de administração da aspiração orofaríngea no modelo murino de bleomicina. Nesses experimentos, os animais foram tratados com bleomicina (0,75U/kg de peso corporal) ou PBS para controle simulado. Nos dias 7, 14 e 21, os camundongos foram sacrificados, seus pulmões explantados e o tecido fixado, conforme descrito anteriormente35. A fibrose foi avaliada por meio de coloração histológica de hematoxilina e eosina (H&E). No dia 7, a alteração fibrótica dos sept...

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Discussão

Um protocolo de vídeo detalhado é fornecido sobre a técnica de aspiração orofaríngea para administração de bleomicina para uso no modelo murino de fibrose pulmonar. Além disso, destacamos potenciais aplicações a jusante para quantificar alterações fibróticas e inflamatórias induzidas pela bleomicina OA.

Embora nenhum animal recapitule totalmente a complexidade da doença humana, o modelo de camundongo com bleomicina tem sido usado nas últimas cinco décadas e co...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pelo Prêmio de Serviço Nacional de Pesquisa (NRSA) do NIH Ruth L. Kirchstein Bolsa de Treinamento em Pesquisa Institucional (T32) concedido a RW (2T32HL072752-16). Os autores também gostariam de agradecer o apoio do Centro de Saúde Pulmonar da Fundação Saul e Joyce Brandman.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
anti-rato CD45, Brlliant Violet 605BioLegend103155
anti-rato CD64, AlexaFluor 647BioLegend139322
anti-rato Ly6G, AlexaFluor 700BioLegend127622
anti-rato MerTK, PE/Cy7BioLegend151522
anti-rato SiglecF, PEBD Biosciences552126
Adaptadores Luer-Stub BDFisher Scientific13-681-21
BleomicinaMcKesson1129996Da NorthStar Rx 16714088601
Kit de Intubação Endotraqueal para CamundongosKent ScientificETI-MSE
Fixável Violeta Viva/MortaThermoL34955
Software FlowJo v10FlowJo
gentleMACS DissociadorMiltenyi130-093-235
Kit de Ensaio de HidroxiprolinaSigmaMAK463
Liberase TMRoche5401127001
Moria Braçadeira de VasoFine ScienceTools 18350-11
Kit de Intubação Endotraqueal de MouseETI-MSE
Pipeta de PassoDymaxTI15469
Camundongos Wildtype C57BL/6 Jackson LaboratoriesJAX, mancha #000664
Kent

Referências

  1. Martinez, F. J., et al. Idiopathic pulmonary fibrosis. Nat Rev Dis Primers. 3, 17074(2017).
  2. Hutchinson, J., Fogarty, A., Hubbard, R., Mckeever, T. Global incidence and mortality of idiopathic pulmonary fibrosis: A systematic review. Eur Respir J. 46 (3), 795-806 (2015).
  3. Richeldi, L., et al. Efficacy and safety of nintedanib in idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2071-2082 (2014).
  4. King, T. E. Jr, et al. A phase 3 trial of pirfenidone in patients with idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2083-2092 (2014).
  5. Moore, B. B., et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (2), 167-179 (2013).
  6. Moore, B. B., Hogaboam, C. M. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 294 (2), L152-L160 (2008).
  7. Umezawa, H. Chemistry and mechanism of action of bleomycin. Fed Proc. 33 (11), 2296-2302 (1974).
  8. Muggia, F. M., Louie, A. C., Sikic, B. I. Pulmonary toxicity of antitumor agents. Cancer Treat Rev. 10 (4), 221-243 (1983).
  9. Degryse, A. L., et al. Repetitive intratracheal bleomycin models several features of idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 299 (4), L442-L452 (2010).
  10. Kolb, P., et al. The importance of interventional timing in the bleomycin model of pulmonary fibrosis. Eur Respir J. 55 (6), 1901105(2020).
  11. Izbicki, G., Segel, M. J., Christensen, T. G., Conner, M. W., Breuer, R. Time course of bleomycin-induced lung fibrosis. Int J Exp Pathol. 83 (3), 111-119 (2002).
  12. Chung, M. P., et al. Role of repeated lung injury and genetic background in bleomycin-induced fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 29 (3 Pt 1), 375-380 (2003).
  13. Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. The bleomycin animal model: A useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis. Int J Biochem Cell Biol. 40 (3), 362-382 (2008).
  14. Lakatos, H. F., et al. Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation. Exp Lung Res. 32 (5), 181-199 (2006).
  15. Sanchez, V. C., Pietruska, J. R., Miselis, N. R., Hurt, R. H., Kane, A. B. Biopersistence and potential adverse health impacts of fibrous nanomaterials: What have we learned from asbestos. Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol. 1 (5), 511-529 (2009).
  16. Barbarin, V., et al. The role of pro- and anti-inflammatory responses in silica-induced lung fibrosis. Respir Res. 6 (1), 112(2005).
  17. Sime, P. J., Xing, Z., Graham, F. L., Csaky, K. G., Gauldie, J. Adenovector-mediated gene transfer of active transforming growth factor-beta1 induces prolonged severe fibrosis in rat lung. J Clin Invest. 100 (4), 768-776 (1997).
  18. Kolb, M., Margetts, P. J., Anthony, D. C., Pitossi, F., Gauldie, J. Transient expression of il-1beta induces acute lung injury and chronic repair leading to pulmonary fibrosis. J Clin Invest. 107 (12), 1529-1536 (2001).
  19. Sime, P. J., et al. Transfer of tumor necrosis factor-alpha to rat lung induces severe pulmonary inflammation and patchy interstitial fibrogenesis with induction of transforming growth factor-beta1 and myofibroblasts. Am J Pathol. 153 (3), 825-832 (1998).
  20. Orlando, F., et al. Induction of mouse lung injury by endotracheal injection of bleomycin. J Vis Exp. (146), e58922(2019).
  21. Barbayianni, I., Ninou, I., Tzouvelekis, A., Aidinis, V. Bleomycin revisited: A direct comparison of the intratracheal micro-spraying and the oropharyngeal aspiration routes of bleomycin administration in mice. Front Med (Lausanne). 5, 269(2018).
  22. Egger, C., et al. Administration of bleomycin via the oropharyngeal aspiration route leads to sustained lung fibrosis in mice and rats as quantified by ute-MRI and histology. PLoS One. 8 (5), e63432(2013).
  23. Bale, S., Sunkoju, M., Reddy, S. S., Swamy, V., Godugu, C. Oropharyngeal aspiration of bleomycin: An alternative experimental model of pulmonary fibrosis developed in Swiss mice. Indian J Pharmacol. 48 (6), 643-648 (2016).
  24. Scotton, C. J., et al. Increased local expression of coagulation factor x contributes to the fibrotic response in human and murine lung injury. J Clin Invest. 119 (9), 2550-2563 (2009).
  25. Jenkins, R. G., et al. An official American Thoracic Society Workshop report: Use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  26. Rao, G. V., et al. Efficacy of a technique for exposing the mouse lung to particles aspirated from the pharynx. J Toxicol Environ Health A. 66 (15), 1441-1452 (2003).
  27. Redente, E. F., et al. Age and sex dimorphisms contribute to the severity of bleomycin-induced lung injury and fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 301 (4), L510-L518 (2011).
  28. Birjandi, S. Z., et al. CD4(+)CD25(hi)Foxp3(+) cells exacerbate bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am J Pathol. 186 (8), 2008-2020 (2016).
  29. Hubner, R. H., et al. Standardized quantification of pulmonary fibrosis in histological samples. Biotechniques. 44 (4), 507-514 (2008).
  30. Joshi, N., et al. A spatially restricted fibrotic niche in pulmonary fibrosis is sustained by M-CSF/M-CSFR signalling in monocyte-derived alveolar macrophages. Eur Respir J. 55 (1), 1900646(2020).
  31. Belperio, J. A., et al. Interaction of IL-13 and C10 in the pathogenesis of bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 27 (4), 419-427 (2002).
  32. Misharin, A. V., Morales-Nebreda, L., Mutlu, G. M., Budinger, G. R., Perlman, H. Flow cytometric analysis of macrophages and dendritic cell subsets in the mouse lung. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (4), 503-510 (2013).
  33. Misharin, A. V., et al. Monocyte-derived alveolar macrophages drive lung fibrosis and persist in the lung over the life span. J Exp Med. 214 (8), 2387-2404 (2017).
  34. Tighe, R. M., et al. Improving the quality and reproducibility of flow cytometry in the lung. An official American Thoracic Society workshop report. Am J Respir Cell Mol Biol. 61 (2), 150-161 (2019).
  35. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research. J Vis Exp. 102, e52964(2015).
  36. Adamson, I. Y., Bowden, D. H. The pathogenesis of bleomycin-induced pulmonary fibrosis in mice. Am J Pathol. 77 (2), 185-197 (1974).
  37. Southam, D. S., Dolovich, M., O'byrne, P. M., Inman, M. D. Distribution of intranasal instillations in mice: Effects of volume, time, body position, and anesthesia. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 282 (4), L833-L839 (2002).
  38. Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol (1985). 90 (3), 1111-1117 (2001).
  39. Schrier, D. J., Kunkel, R. G., Phan, S. H. The role of strain variation in murine bleomycin-induced pulmonary fibrosis. Am Rev Respir Dis. 127 (1), 63-66 (1983).
  40. Hecker, L., et al. Reversal of persistent fibrosis in aging by targeting nox4-nrf2 redox imbalance. Sci Transl Med. 6 (231), 231ra247(2014).
  41. Chaudhary, N. I., Schnapp, A., Park, J. E. Pharmacologic differentiation of inflammation and fibrosis in the rat bleomycin model. Am J Respir Crit Care Med. 173 (7), 769-776 (2006).
  42. Kim, S. N., et al. Dose-response effects of bleomycin on inflammation and pulmonary fibrosis in mice. Toxicol Res. 26 (3), 217-222 (2010).
  43. Wells, A. U., Denton, C. P. Interstitial lung disease in connective tissue disease--mechanisms and management. Nat Rev Rheumatol. 10 (12), 728-739 (2014).
  44. Idiopathic Pulmonary Fibrosis Clinical Research Network. Prednisone, azathioprine, and n-acetylcysteine for pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 366 (21), 1968-1977 (2012).
  45. Raghu, G., et al. An official ATS/ERS/JRS/ALAT statement: Idiopathic pulmonary fibrosis: Evidence-based guidelines for diagnosis and management. Am J Respir Crit Care Med. 183 (6), 788-824 (2011).
  46. Kolb, M., et al. Differences in the fibrogenic response after transfer of active transforming growth factor-beta1 gene to lungs of "fibrosis-prone" and "fibrosis-resistant" mouse strains. Am J Respir Cell Mol Biol. 27 (2), 141-150 (2002).
  47. Sisson, T. H., et al. Targeted injury of type ii alveolar epithelial cells induces pulmonary fibrosis. Am J Respir Crit Care Med. 181 (3), 254-263 (2010).
  48. Pierce, E. M., et al. Therapeutic targeting of cc ligand 21 or cc chemokine receptor 7 abrogates pulmonary fibrosis induced by the adoptive transfer of human pulmonary fibroblasts to immunodeficient mice. Am J Pathol. 170 (4), 1152-1164 (2007).

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