É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Modelo de camundongo de lesão uterina cirúrgica e resultados subsequentes da gravidez

1.8K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/67977

⸱

27 de junho de 2025

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve um procedimento para induzir lesão uterina em um modelo de camundongo, seguido por análises a jusante durante uma gravidez subsequente.

Resumo

A lesão uterina por cesariana (cesariana) e outros procedimentos (dilatação e curetagem, miomectomias, etc.) podem levar a várias morbidades em gestações subsequentes, incluindo placenta prévia, espectro de acretismo placentário (SAP), gravidez com cicatriz cesariana e ruptura uterina. As cesarianas representam aproximadamente 30% dos partos nos EUA, com taxas projetadas para aumentar. Portanto, uma compreensão mais profunda dos mecanismos pelos quais surgem os distúrbios da gravidez associados a lesões e uma plataforma para testar possíveis intervenções são essenciais. Para atingir esses objetivos, há uma necessidade crítica de modelos animais de lesão uterina, particularmente aqueles que abordam o impacto da lesão nos resultados subsequentes no útero. Este protocolo descreve um novo procedimento cirúrgico para um modelo de lesão uterina induzida mecanicamente em camundongos de laboratório (Mus musculus). São demonstradas as etapas tomadas na preparação para a cirurgia, a indução da própria lesão uterina e os procedimentos de recuperação pós-cirúrgica. Informações adicionais são fornecidas sobre a dissecção a jusante de camundongos não grávidas e prenhes. De modo geral, ao detalhar um conjunto de procedimentos para induzir lesão uterina em um modelo in vivo , este protocolo apresenta um método tratável para elucidar os eventos moleculares e celulares da cicatrização de feridas uterinas e seus efeitos na gravidez subsequente.

Introdução

Embora 1 em cada 3 partos nos EUA seja realizado por cesariana (cesariana), pouco se sabe sobre como o útero cicatriza e como um útero lesionado leva a complicações em gestações subsequentes 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13. Essas complicações incluem ruptura uterina, placenta prévia, SAP e gravidez com cicatriz cesariana, que juntas afetam ~ 2,5% das pacientes que tiveram uma ou mais cesarianas 1,2,6,8,12,14,15,16,17. A placenta prévia é caracterizada pela colocação anormal da placenta na porção inferior do útero 4,16. Isso não apenas causa obstrução física do colo uterino e um risco elevado de sangramento durante a gravidez, mas também é um fator de risco significativo para a condição mais grave e invasiva da SAP 8,12. A SAP é definida pela invasão excessiva da placenta muito profundamente nos tecidos maternos, até mesmo na bexiga ou no reto, e muitas vezes requer uma histerectomia por cesariana para evitar hemorragia materna com risco de vida12,17. As gestações com cicatrizes cesáreas, embora raras, apresentam uma alta taxa de morbidades relacionadas, incluindo aborto espontâneo, morte fetal e parto prematuro18,19. Além das complicações associadas a uma história de cesarianas anteriores, outros procedimentos uterinos, como miomectomia ou dilatação e curetagem (D&C), também levam a morbidades da paciente. Por exemplo, ~ 30% dos pacientes submetidos a um D & C após um aborto espontâneo tardio e até 46% dos pacientes submetidos a uma segunda ressecção histeroscópica para leiomioma desenvolvem aderências intrauterinas características da síndrome de Asherman (AS) 20 , 21 . A EA afeta ~ 2% das mulheres, causando amenorreia, dismenorreia, falha na implantação do embrião, perda recorrente da gravidez, trabalho de parto prematuro e / ou SAP21,22. Portanto, dadas as principais morbidades e mortalidades substanciais associadas ao trauma uterino prévio, um modelo animal experimental é fundamental não apenas para elucidar os mecanismos pelos quais as feridas uterinas cicatrizam e como a lesão uterina afeta os resultados subsequentes da gravidez, mas também como uma plataforma para o desenvolvimento de novos diagnósticos e terapêuticas23,24.

Vários estudos desenvolveram modelos de camundongos de lesão uterina. No entanto, os primeiros estudos não examinaram as consequências da lesão uterina em gestações subsequentes25 ou limitaram o dano à superfície luminal uterina para investigar a implantação do embrião fora da janela de receptividade endometrial em camundongos ovariectomizados26. Para colmatar essas lacunas de conhecimento, o modelo descrito neste protocolo, juntamente com outros estudos recentes, apresenta uma nova metodologia cirúrgica para a introdução de lesão uterina em camundongos 27,28. Este protocolo usa o camundongo de laboratório comum como organismo modelo devido à sua ampla acessibilidade, tratabilidade genética, gestação curta, tempo rápido desde o nascimento até a puberdade, grandes tamanhos de ninhada e custo-benefício. Além disso, a característica anatômica de dois chifres uterinos em camundongos permite um controle interno com um chifre não lesionado em cada animal experimental, bem como a capacidade de separar defeitos locais diretamente na cicatriz vs. defeitos globais em todo o ambiente uterino. A abordagem descrita neste Protocolo envolve uma laparotomia dorsal simples, seguida pelo uso de uma agulha rebarbada para criar uma incisão através das camadas endometrial e miometrial de um único corno uterino. Essa metodologia imita mais de perto as lesões observadas durante cesarianas e miomectomias, embora possa ser facilmente modificada para investigar lesões não incisionais, como D&Cs, que precedem a EA29,30. Após a lesão, os animais podem se recuperar e, em seguida, acasalar com machos reprodutores para gestações programadas para examinar as consequências da lesão nos resultados subsequentes no útero27,28.

Embora semelhante em estratégia geral a outros estudos recentes, existem aspectos desse protocolo que oferecem vantagens distintas. Por exemplo, tanto Li et al. quanto Burke et al. acessaram o útero abdominalmente em oposição a dorsalmente, conforme descrito aqui31,32. Uma abordagem dorsal é mais simples de realizar e mais propícia à rápida recuperação pós-operatória do animal. Para os camundongos não prenhes no estudo de Burke et al., agulhas dobradas ou curetas foram usadas para raspar o endométrio, imitando assim mais de perto as D&Cs, em oposição às lesões incisionais de espessura total neste protocolo que modelam mais de perto cesarianas e miomectomias32. Em camundongos periparto, Burke et al. introduziram incisões no mesometrial em oposição à superfície anti-mesometrial onde os embriões se implantam, conforme descrito aqui. Ao usar uma agulha rebarbada em oposição à tesoura usada por Li et al.31, essa abordagem pode ser mais facilmente modificada de lesões de espessura total para lesões restritas ao endométrio para modelar tanto D&Cs quanto cesarianas e miomectomias. Tanto Li et al. quanto Burke et al. fecharam feridas uterinas com suturas, o que, embora mais fiel aos eventos durante uma cesariana, introduz variabilidade adicional no processo de cicatrização, bem como o potencial de efeitos de corpo estranho 31,32,33,34,35,36. Estudos semelhantes em ratos utilizaram vias abdominais para gerar feridas uterinas incisionais de espessura total37,38 ou excisionais39 que são fechadas com suturas 37,38,39 em animais não prenhes 38,39 e prenhes37. Portanto, o protocolo aqui apresentado é particularmente adequado para pesquisadores interessados em uma abordagem fácil e reprodutível que requer experiência cirúrgica mínima, aborda eventos relacionados à implantação do embrião e à placentação após uma lesão uterina de espessura total e é facilmente adaptável a uma ampla variedade de questões, incluindo lesões semelhantes a D & C no endométrio27,28.

A etapa 1 deste protocolo descreve as etapas pré-operatórias. A etapa 2 descreve o procedimento cirúrgico para induzir lesão a um corno uterino. Finalmente, a Etapa 3 detalha a dissecção de uma mãe grávida para investigar os efeitos da cirurgia uterina em uma gravidez subsequente. Ao todo, este estudo apresenta um modelo cirúrgico exclusivo de roedores de cicatrização de feridas uterinas e resultados de gravidez associados que é rápido de executar e fácil de adotar.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os procedimentos demonstrados neste protocolo foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade da Califórnia, Davis (Protocolo IACUC # 23985). Os procedimentos descritos neste protocolo são normalmente realizados em fêmeas C3H entre 7 e 10 semanas de idade e 19 a 25 g de peso, embora este protocolo seja adequado para camundongos fêmeas de todas as linhagens, idades e pesos, dependendo da pergunta do pesquisador. Monitore os animais antes da cirurgia para garantir que apenas animais saudáveis sem sinais de lesão ou sofrimento sejam usados para estudos. Os detalhes dos reagentes e do equipamento utilizado estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparo da área cirúrgica

  1. Antes do dia da cirurgia, coloque todos os instrumentos cirúrgicos (pinça fina (# 5 ou # 55), porta-agulha, tesoura de íris curva e aplicador de clipe de pele (carregado com clipes)) em bolsas de esterilização e autoclave.
  2. Se estiver usando um anestésico injetável, prepare uma diluição de trabalho de 10 mg / mL de cetamina e 1 mg / mL de xilazina em solução salina de cloreto de sódio a 0,9%.
    NOTA: Alternativamente, o isoflurano administrado via nariz é uma forma aceitável de anestesia40.
  3. Imediatamente antes da cirurgia, coloque equipamento de proteção individual (EPI): jaleco, touca de cabelo cirúrgica, máscara cirúrgica e luvas.
  4. Prepare a área pré-operatória.
    NOTA: Isso pode consistir em um almofada de bancada absorvente forrada com toalhas de papel e uma gaiola na qual o animal pode descansar após receber anestesia antes da cirurgia. Forre a gaiola do animal com toalhas de papel e coloque-a ao lado da almofada do banco pré-operatório.
  5. Pesar o animal designado para cirurgia num copo de plástico ou recipiente semelhante sobre uma balança (figura 1A). Registre o peso para calcular as quantidades apropriadas de anestésico, analgésico e soro fisiológico.
  6. Administre anestesia injetável ao animal através das seguintes etapas:
    1. Encha uma seringa de insulina com o volume apropriado da diluição de trabalho de cetamina/xilazina (ver passo 1.1) para atingir uma dose de 100 mg/kg de cetamina e 10 mg/kg de xilazina (Figura 1B).
      NOTA: Por exemplo, um animal pesando 22 g precisaria de 0,22 mL da solução anestésica de 10 mg/mL de cetamina e 1 mg/mL de xilazina.
    2. Injete a dose apropriada de cetamina / xilazina por via intraperitoneal (IP) após raspar e inverter com segurança o animal em decúbito dorsal41 (Figura 1C).
      NOTA: Um protetor contra arranhões pode ser usado conforme necessário.
  7. Monitore o animal por aproximadamente 3 min. Injete mais 0,02 mL de solução de cetamina / xilazina I.P.41 se o movimento for observado durante esta janela de tempo.
  8. Verifique se há sedação adequada realizando uma pinça do dedo do pé da frente ~ 10 min após a administração da anestesia40,42.
    NOTA: Os animais normalmente atingem um plano cirúrgico de anestesia dentro de 10-15 min. Os camundongos C3H normalmente requerem ~ 20% mais anestésico do que os animais C57BL / 6 ou BALB / c (por exemplo, 0,24 mL de solução de cetamina / xilazina para um animal de 20 g). A dosagem pode precisar ser determinada empiricamente com base em cada cepa individual.
  9. Após a cessação do movimento, injetar41 no animal 0,5 mg/kg de buprenorfina de liberação prolongada (Figura 1D).
    NOTA: Dado o pequeno volume e a natureza viscosa da buprenorfina de liberação prolongada, recomenda-se injetá-la perto da omoplata enquanto cobre a pele com a outra mão.
  10. Para proteger os olhos do animal, aplique pomada oftálmica usando um cotonete estéril (Figura 2A).
  11. Coloque o animal anestesiado no absorvente pré-operatório forrado com papel toalha.
  12. Raspe cuidadosamente o local da incisão na parte inferior e média das costas usando um aparador de pelos (Figura 2B). Remova o excesso de pelos com o uso de toalhas de papel, seguido de um rolo de fiapos (Figura 2C).1.12
    NOTA: O creme depilatório pode ser aplicado usando um cotonete estéril para remoção completa do pelo.
  13. Desinfete o local da incisão usando compressas de preparação com álcool e cotonetes de iodopovidona da seguinte maneira:
    1. Começando no centro do local da incisão pretendida, limpe para fora com a almofada de preparação de álcool em movimentos circulares (Figura 2D).
    2. Em seguida, limpe o local da incisão com um cotonete de iodopovidona de maneira semelhante (Figura 2E).
    3. Alterne entre almofadas de preparação de álcool fresco e cotonetes de iodopovidona por um total de 3 rodadas.
  14. Prepare a área cirúrgica da seguinte forma (ver Figura 3A):
    1. Coloque uma segunda almofada absorvente sob um iluminador, seguida de uma cortina cirúrgica estéril sobre a almofada absorvente.
    2. Esterilize as luvas e o iluminador com etanol 70%.
    3. Coloque ferramentas cirúrgicas estéreis nas bordas da cortina cirúrgica e coloque o animal no centro da área cirúrgica.
  15. Crie um campo estéril colocando uma cortina estéril (por exemplo, Glad Press 'n Seal) sobre o animal, deixando apenas o focinho exposto (Figura 3B).
    NOTA: Durante o uso, ferramentas cirúrgicas limpas podem ser colocadas em superfícies estéreis, como o campo estéril dentro da área cirúrgica.
  16. Corte um pequeno quadrado sobre a região raspada em preparação para gerar uma incisão naquele local (Figura 3C, D). Consulte a NOTA para a etapa 2.1 (abaixo) para a localização específica do local da incisão.

2. Indução cirúrgica de lesão uterina

NOTA: Esta seção descreve a cirurgia e o procedimento para introduzir lesão em um único corno uterino de uma rata não grávida. Primeiro, uma laparotomia dorsal é realizada para expor a parte superior do corno uterino. Em seguida, uma agulha rebarbada de 25 G é inserida no lúmen uterino para danificar o endométrio uterino e, se desejado, cortar o miométrio. Isso cria uma ferida longitudinal no corno uterino lesionado, permitindo mais experimentos para abordar questões como como o útero cicatriza e como a lesão afeta uma gravidez subsequente. É importante que o animal esteja devidamente sedado antes de realizar a cirurgia. Conforme descrito na Etapa 1, vários parâmetros indicam que um animal está adequadamente anestesiado. Isso inclui a cessação do movimento, a redução da frequência respiratória e a ausência de um reflexo nos membros anteriores. Além disso, o reflexo do membro posterior ao toque leve deve estar ausente, embora esse reflexo às vezes permaneça presente apesar da anestesia adequada se for aplicada pressão suficiente40,42.

  1. Corte uma incisão de 2-3 mm na pele dorsal do camundongo usando uma tesoura (tesoura de íris reta ou curva) enquanto segura a pele com uma pinça fina (# 5 ou # 55).
    NOTA: Corte ~1/3 de distância entre a base da cauda e o pescoço e ~0,5 cm da linha média. Veja a Figura 4A.
  2. Faça uma incisão de 2-3 mm na fáscia cobrindo imediatamente a almofada de gordura ovariana (Figura 4B).
  3. Segure suavemente a almofada de gordura ovariana com um par de pinças e extraia-a das incisões na fáscia e na pele (Figura 4C).
    NOTA: Partes da almofada de gordura podem precisar ser cortadas para que o ovário e o útero possam ser removidos da cavidade corporal. Evite ferir qualquer parte do próprio trato reprodutivo feminino, bem como o baço e quaisquer grandes vasos sanguíneos próximos à almofada de gordura.
  4. Após expor o terço superior do útero, faça o seguinte (Figura 4D):
    1. Prenda suavemente a ligadura uterotubária com uma pinça (Figura 5A,B).
    2. Use a ponta afiada de uma agulha rebarbada para criar um pequeno orifício na parte superior do útero (Figura 5A, B).
    3. Insira a agulha com cuidado e comece a raspar a superfície anti-mesomtrial do corno uterino (Figura 5C).
    4. Continue raspando até que a perfuração completa das camadas endometrial e miometrial seja alcançada (Figura 5D).
      NOTA: A pressão excessiva com fórceps e/ou inserção de agulha pode rasgar o útero na ligadura uterotubária, o que resulta na separação do corno uterino do oviduto e do ovário. Se for difícil criar um orifício de entrada no útero com a agulha rebarbada sem danificar a ligadura uterotubária, uma agulha 25 G ou 27 G sem rebarba pode ser usada como alternativa. A agulha rebarbada pode então ser inserida neste orifício para gerar a incisão conforme descrito acima. Na abordagem descrita aqui, incisões de espessura total são introduzidas no corno uterino. No entanto, se for desejado um dano uterino menos extenso, a agulha rebarbada de 25 G pode ser usada para raspar apenas as camadas mais internas do útero, como o endométrio. Além disso, este procedimento não usa suturas para fechar o útero para evitar a introdução de respostas de corpo estranho como uma variável adicional; no entanto, a sutura uterina é uma alternativa aceitável para esse procedimento.
  5. Retorne suavemente o corno uterino lesionado à cavidade corporal usando uma pinça (Figura 6A, B).
  6. Sutura43 a fáscia fechada com sutura tamanho 4-0 e remova qualquer excesso de fio (Figura 6C-E).
    NOTA: Uma única sutura é normalmente suficiente para fechar a incisão na fáscia.
  7. Feche a incisão da pele com clipes usando o aplicador de clipe de pele (Figura 6F).
    NOTA: Um a dois clipes são necessários para fechar a incisão.
  8. Injete por via subcutânea41 10 mg / kg de carprofeno como analgesia e 0,5 mL de solução salina (NaCl 0,9%) para cuidados de suporte pós-operatórios. Veja a Figura 7A.
  9. Use um punção de orelha ou brincos de metal numerados para identificar o animal44.
  10. Coloque o animal em uma gaiola aquecida para recuperação pós-operatória (Figura 7B).
    NOTA: Assim que o animal conseguir levantar a cabeça, coloque-o em uma gaiola normal com roupa de cama. Consulte a etapa 2.12 abaixo.
  11. Se estiver realizando cirurgias adicionais com as mesmas ferramentas cirúrgicas, execute as seguintes etapas:
    1. Primeiro, limpe com etanol 70% e toalhas de papel.
    2. Em seguida, reesterilize as ferramentas colocando-as em um esterilizador de esferas de vidro seco por 30 s.
    3. Deixe as ferramentas esfriarem até a temperatura ambiente antes de usá-las novamente.
  12. Devolução do(s) animal(is) para ser alojado(s) no biotério após a retomada do movimento, ~1-2 horas após a recuperação da cirurgia se cetamina/xilazina for usada ou ~5 min após a anestesia com isoflurano.
  13. Monitore o(s) animal(is) diariamente quanto a sinais de dor e angústia e forneça injeções diárias de 10 mg/kg de carprofeno, conforme necessário, por até 3 dias após a cirurgia.
    NOTA: A escala de careta45 e a pontuação de condição corporal46 são avaliações veterinárias padrão do bem-estar animal.

3. Acasalamento e dissecação de camundongos prenhes para avaliar as consequências da lesão uterina

NOTA: Dependendo da questão de pesquisa específica, várias análises de endpoint podem ser realizadas após a lesão uterina. Por exemplo, animais não prenhes podem ser dissecados em diferentes momentos após a lesão para examinar a cinética da cicatrização de feridas27. Além disso, os animais feridos podem ser engravidados por meio de acasalamento natural ou transferência de embriões para examinar o impacto da lesão nas gestações subsequentes27. Esta etapa descreve a avaliação do desenvolvimento embrionário e placentário em um ambiente uterino danificado. Em particular, esta etapa fornece detalhes sobre a configuração de acasalamentos cronometrados e dissecação de animais no dia embrionário 12.5 de gestação (E12.5, com a manhã do tampão vaginal definida como E0.5; mais informações sobre a identificação de plugues vaginais na etapa 3.2 abaixo). Ao todo, a Etapa 3 fornece um exemplo de análises a jusante que podem ser conduzidas após a lesão para examinar um conjunto específico de questões experimentais.

  1. Após a recuperação pós-operatória, realize acasalamentos cronometrados47 co-alojando a fêmea ferida com um macho garanhão com 11 semanas de idade ou mais.
    NOTA: A duração da recuperação pós-lesão será determinada pela questão de pesquisa específica. Os estudos que usam este protocolo normalmente permitem 30 dias de recuperação (com um intervalo de 5 a 105 dias testados) antes de iniciar os acasalamentos cronometrados. Os acasalamentos em trio ou harém reduzem o custo da habitação e aumentam a eficiência dessa abordagem experimental. No entanto, observe que tais configurações de acasalamento requerem aprovação institucional e destinam-se exclusivamente a fins de dissecação durante a gravidez; Os nascidos vivos de acasalamentos em trio ou harém causam estresse aos animais e geralmente não são aconselhados ou permitidos.
  2. Realize verificações de plugue vaginal todas as manhãs até que um plugue seja identificado (veja a Figura 8), momento em que a fêmea pode ser alojada separadamente do macho do garanhão.
    NOTA: Os tampões aparecerão como uma massa branca no canal vaginal (Figura 8A) ou uma protuberância de toda a área vaginal. Se nenhum sinal de tampão for visível externamente, um buscador de sonda pode ser inserido lentamente no canal vaginal (Figura 8C,D). Qualquer resistência antes da inserção total da ponta até a dobra no buscador de sonda é uma indicação de um plugue. As verificações de plugue devem ser realizadas em ~ 7 da manhã ou o mais cedo possível pela manhã, pois os plugues caem ao longo do dia. Para mais detalhes sobre a verificação de tampões vaginais, ver Behringer et al.48. Para confirmação adicional e mais confiável da gravidez, a ultrassonografia de alta frequência pode ser usada49,50. Se a ultrassonografia não estiver disponível ou for indesejada, o ganho de peso demonstrou predizer a gravidez com razoável precisão por E7.7551.
  3. Sacrifique o animal (seguindo protocolos aprovados institucionalmente) na idade gestacional desejada. Veja a NOTA abaixo para obter detalhes sobre como realizar a eutanásia animal e como selecionar uma idade gestacional para dissecação.
    NOTA: A data do plugue é designada como E0.5. Escolha uma idade gestacional no momento do sacrifício com base na questão experimental que está sendo abordada. Por exemplo, E4.5-E5.5 é apropriado para investigar a biologia peri-implantação. E11.5-E14.5 é aconselhável para investigar defeitos placentários no meio da gestação, incluindo a presença de placentas fundidas. Siga as diretrizes institucionais para a eutanásia animal. Um procedimento aceitável é um período de incubação de CO2 de 8 minutos, seguido por um período de espera e observação de 2 minutos e, finalmente, confirmação secundária de eutanásia por luxação cervical.
  4. Após a eutanásia, prepare-se para a dissecção da seguinte forma (ver Figura 9A):
    1. Coloque o animal em decúbito dorsal em uma superfície de dissecação.
    2. Obtenha as ferramentas de dissecação necessárias (fórceps, tesouras), juntamente com placas de Petri preenchidas com 1× PBS.
    3. Para evitar que fios soltos de pelo adiram ao local da dissecção, primeiro molhe o pelo abdominal com etanol a 70%, água ou 1× PBS antes da dissecção.
  5. Faça uma incisão na parte inferior do abdômen segurando a pele do abdômen com uma pinça e cortando em forma de V ao longo do comprimento do abdômen com uma tesoura até chegar ao fundo da caixa torácica (~ 2 cm de incisão para cada golpe da letra "V"). Veja a Figura 9B-D.
  6. Crie uma incisão em forma de V na parede muscular abdominal subjacente (incisão de ~ 2 cm para cada golpe da letra "V") enquanto a segura com uma pinça e corta em forma de V até que a cavidade abdominal fique visível. Veja a Figura 9E, F.
  7. Exponha o útero movendo suavemente os intestinos e outros conteúdos abdominais. Puxe o útero contendo embriões para fora da cavidade abdominal e para a vista. Veja a Figura 9G.
  8. Remova o útero junto com os embriões fechados da cavidade abdominal. Coloque o útero em uma placa de Petri pré-preenchida com 1× PBS. Veja a Figura 9H.
    NOTA: Use uma pinça para segurar primeiro a almofada de gordura ovariana. Em seguida, use uma tesoura para separar o útero do resto da cavidade do corpo, cortando primeiro a gordura ovariana, seguida pelas artérias mesometrial, a vagina, as artérias mesometrial ao longo do outro corno uterino e, por último, a segunda almofada de gordura ovariana. Mais dissecção pode ser realizada conforme necessário para a análise a jusante desejada, como microscopia ou histologia. Consulte a Figura 10 para obter dados de exemplo.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Após a cirurgia com o uso de cetamina / xilazina como anestésico, os animais são tipicamente parcialmente móveis dentro de ~ 1 h. e totalmente móveis dentro de ~ 4-6 h. A recuperação da anestesia com isoflurano geralmente ocorre em minutos. Quaisquer complicações que possam surgir, como deiscência ou dor da ferida, são normalmente evidentes dentro de 1-3 dias após a cirurgia. Realize verificações diárias de bem-estar para monitorar dores ou complicações até que a incisão na pele cicatrize e os clipes de pele estejam pron...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

As cesarianas representam ~ 33% dos partos nos EUA e até 55% -65% dos partos em países como Brasil e Egito12,52, e ainda pouco se sabe sobre como o útero cicatriza após uma lesão ou como essas lesões afetam as gestações subsequentes. Embora a cesariana prévia seja um importante fator de risco para distúrbios da gravidez, como o espectro de placenta acreta (PAS) e a placenta prévia, os mecanismos pelos quai...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Agradecimentos

Agradecemos aos Serviços de Ensino e Pesquisa de Cuidados com Animais da UC Davis (TRACS) por seu apoio contínuo de criação, procedimentos e logística. Agradecemos ao Animal Model Core do UC Davis Cardiovascular Research Institute (CVRI) e ao diretor do núcleo, Dr. Yi-Je (Jay) Chen, DVM, Ph.D. pela orientação técnica e suporte, bem como pelo uso da suíte cirúrgica para as filmagens. Agradecemos a todos os membros do laboratório Zhang por seu apoio a este trabalho. A Figura 5A foi criada com BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
NaCl a 0,9% para injeção, estérilFresenius Kabi63323-186-10
25 G x 5/8 pol. BD PrecisionGlide™ AgulhaBD305122
70% de etanolFisher CientíficoBP82031GAL
Sutura de vicryl absorvível 4-0ÉticaJ214
Gaiolas para animaisVWR10712-110 e 10715-323As gaiolas fornecidas pelo biotério do pesquisador são aceitáveis
Orelha-perfurador animalFisher Científico13-812-201
Sistema de fechamento de ferida AutoClipFerramentas de Belas Ciências12020-00
Seringa de insulina U-100Fisher Científico14-826-79Marca BD
Cotonetes BetadineMedlineMDS093901
Buprenorfina de liberação prolongada, 1,3 mg / ml (Ethiqa XR)Fidelis Farmacêutica099114Buprenorfina ou Buprenorfina HCl de liberação prolongada alternativa são aceitáveis
Carprofeno (RIMADYL) 50 mg/ml ZoetisRIM-00284R1
Tesoura de íris curvaInstrumentos de precisão mundiaisRolamento 501759G
Esterilizador de ferramentas cirúrgicas de esferas de vidro secoVWR INTERNACIONAL75999-324
Recarga de contas de vidro secoVWR INTERNACIONAL75999-332
Camundongos fêmeas, normalmente de 8 a 12 semanas de idade, por exemplo, cepa C3HRio Charles025
Tesoura fina - curva 10,5 cmFerramentas de Belas Ciências14370-23
Aparador de pêloFisher Científico50-195-4544
Imprensa feliz ' n SeloFisher CientíficoNC1089054
Luvas de nitriloFisher Científico19-130-1597C
H2O, destilado estérilFerramentas de Belas Ciências15230170
Iluminador para cirurgiasAmScopeHL150-AY
Cetamina, 100 mg/mL (Cetamina)Dechra501072
JalecoUlineS-15376W-50
Microscópio ópticoFisher CientíficoS13039
Rolo de fiaposFisher Científico17-018-329
Creme Depilatório NairAlvo049-06-3304
Porta-agulhasFerramentas de Belas Ciências12500-12
Toalhas de papelScott1804
Placa de PetriFisher Científico08-757-100
Solução salina tamponada com fosfato (PBS)Thermo Fisher Científico10010023
Copo de plásticoThermo Fisher Científico12010250
Buscador de sonda com extremidade dobradaFisher Científico08-995
Marca Fisher™ Bolsas de esterilização de selagem instantânea 9 cm (L) x 13,3 cm (A)Fisher Científico181250
Marca Fisher™ Bolsas de esterilização de selagem instantânea 9 cm (L) x 23 cm (A)Fisher Científico181251
Fórceps, Fino, #5Ferramentas de Belas Ciências11254-20
Fórceps, Fino, #55 Ferramentas de Belas Ciências11295-51
EscalaFisher CientíficoS93805
Tesouras cirúrgicasFerramentas de Belas Ciências14060-09
Frasco de sprayFisher CientíficoS413505P
Almofadas de preparação de álcool estérilFisher Científico22-363-750
Pomada veterinária oftálmica estérilPuralubePH-PURALUBE-VET
Cotonetes estéreis para aplicação de pomada ocularFisher Científico18-366-472
Bolsas de esterilizaçãoFisher Científico19-910-673
Campo cirúrgicoFisher Científico50-209-1792
Touca de cabelo cirúrgicaUlineS-10480BLU
Máscaras cirúrgicasFisher Científico18-048-010
Almofada de bancada absorvente Thomas Scientific, almofadas de bancada, 16,5 x 23 pol./42 x 58cmFisher CientíficoNC1588452
Câmara de aquecimento/indução com aquecimento de piso completoFisher Científico14-370-302
Recargas de clipe de feridaFerramentas de Belas Ciências12022-09
xilazina 100mg/mlDechraRompun 100 mg/mL de xilazina

Referências

  1. Bowman, Z. S., et al. Risk factors for placenta accreta: A large prospective cohort. Am J Perinatol. 31 (9), 799-804 (2014).
  2. Miller, D. A., Chollet, J. A., Goodwin, T. M. Clinical risk factors for placenta previa-placenta accreta. Am J Obstet Gynecol. 177 (1), 210-214 (1997).
  3. Solheim, K. N., et al. The effect of cesarean delivery rates on the future incidence of placenta previa, placenta accreta, and maternal mortality. J Matern Fetal Neonatal Med. 24 (11), 1341-1346 (2011).
  4. Biswas, R., Sawhney, H., Dass, R., Saran, R. K., Vasishta, K. Histopathological study of placental bed biopsy in placenta previa. Acta Obstet Gynecol Scand. 78 (3), 173-179 (1999).
  5. Cramer, S. F., Heller, D. s Placenta accreta and placenta increta: An approach to pathogenesis based on the trophoblastic differentiation pathway. Pediatr Dev Pathol. 19 (4), 320-333 (2016).
  6. Khong, T. Y., Robertson, W. B. Placenta creta and placenta praevia creta. Placenta. 8 (4), 399-409 (1987).
  7. Khong, T. Y., Cramer, S. F., Heller, D. S. Chorion laeve accreta - Another manifestation of morbid adherence. Placenta. 74, 32-35 (2018).
  8. Silver, R. M., Barbour, K. D. Placenta accreta spectrum: Accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 42 (2), 381-402 (2015).
  9. Stanek, J., Drummond, Z. Occult placenta accreta: The missing link in the diagnosis of abnormal placentation. Pediatr Dev Pathol. 10 (4), 266-273 (2007).
  10. Tantbirojn, P., Crum, C. P., Parast, M. M. Pathophysiology of placenta creta: The role of decidua and extravillous trophoblast. Placenta. 29 (7), 639-645 (2008).
  11. Zhang, E. T., et al. PRG2 and AQPEP are misexpressed in fetal membranes in placenta previa and percretadagger. Biol Reprod. 105 (1), 244-257 (2021).
  12. Wortman, A. C., Alexander, J. M. Placenta accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 40 (1), 137-154 (2013).
  13. Wu, S., Kocherginsky, M., Hibbard, J. U. Abnormal placentation: Twenty-year analysis. Am J Obstet Gynecol. 192 (5), 1458-1461 (2005).
  14. Chazotte, C., Cohen, W. R. Catastrophic complications of previous cesarean section. Am J Obstet Gynecol. 163 (3), 738-742 (1990).
  15. Jurkovic, D., et al. First-trimester diagnosis and management of pregnancies implanted into the lower uterine segment cesarean section scar. Ultrasound Obstet Gynecol. 21 (3), 220-227 (2003).
  16. Fitzpatrick, K. E., et al. Incidence and risk factors for placenta accreta/increta/percreta in the UK: A national case-control study. PLoS One. 7 (12), e52893(2012).
  17. Jauniaux, E., Gronbeck, L., Bunce, C., Langhoff-Roos, J., Collins, S. L. Epidemiology of placenta previa accreta: A systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 9 (11), e031193(2019).
  18. Silva, B., Viana Pinto, P., Costa, M. A. Cesarean scar pregnancy: A systematic review on expectant management. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 288, 36-43 (2023).
  19. Kaelin Agten, A., et al. First-trimester cesarean scar pregnancy: A comparative analysis of treatment options from the international registry. Am J Obstet Gynecol. 230 (6), 669.e1-669.e9 (2024).
  20. Gilman, A. R., Dewar, K. M., Rhone, S. A., Fluker, M. R. Intrauterine adhesions following miscarriage: Look and learn. J Obstet Gynaecol Can. 38 (5), 453-457 (2016).
  21. Smikle, C., Yarrarapu, S. N. S., Khetarpal, S. Statpearls. , Treasure Island (FL). (2024).
  22. Dreisler, E., Kjer, J. J. Asherman's syndrome: Current perspectives on diagnosis and management. Int J Womens Health. 11, 191-198 (2019).
  23. Hanuman, S., Pande, G., Nune, M. Current status and challenges in uterine myometrial tissue engineering. Bioengineered. 14 (1), 2251847(2023).
  24. Hanuman, S., B, H. K., Pai, K. S. R., Nune, M. Surface-conjugated galactose on electrospun polycaprolactone nanofibers: An innovative scaffold for uterine tissue engineering. ACS Omega. 9 (32), 34314-34328 (2024).
  25. Buhimschi, C. S., Zhao, G., Sora, N., Madri, J. A., Buhimschi, I. A. Myometrial wound healing post-cesarean delivery in the MRL/MPJ mouse model of uterine scarring. Am J Pathol. 177 (1), 197-207 (2010).
  26. Cowell, T. P. Implantation and development of mouse eggs transferred to the uteri of non-progestational mice. J Reprod Fertil. 19 (2), 239-245 (1969).
  27. Zhang, E. T., et al. Uterine injury during diestrus leads to placental and embryonic defects in future pregnancies in mice. Biol Reprod. , (2024).
  28. Zhang, E. T. Mouse surgical model of mechanical uterine injury and subsequent embryo defects. Curr Protoc. 4 (4), e1044(2024).
  29. Freedman, M. F., Schlaff, W. D. Avoiding Asherman's syndrome: Refining our approach to uterine evacuation. Fertil Steril. 116 (4), 961-962 (2021).
  30. Jensen, P. A., Stromme, W. B. Amenorrhea secondary to puerperal curettage (Asherman's syndrome). Am J Obstet Gynecol. 113 (2), 150-157 (1972).
  31. Li, Z., et al. Uterine scarring leads to adverse pregnant consequences by impairing the endometrium response to steroids. Endocrinology. 161 (11), bqaa174(2020).
  32. Burke, S. D., Zsengeller, Z. K., Karumanchi, S. A., Shainker, S. A. A mouse model of placenta accreta spectrum. Placenta. 99, 8-15 (2020).
  33. Anderson, J. M., Rodriguez, A., Chang, D. T. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol. 20 (2), 86-100 (2008).
  34. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Front Bioeng Biotechnol. 9, 622524(2021).
  35. Klopfleisch, R., Jung, F. The pathology of the foreign body reaction against biomaterials. J Biomed Mater Res A. 105 (3), 927-940 (2017).
  36. Itoga, R., et al. Delayed onset of infectious foreign body granuloma for nonabsorbable sutures after open Achilles tendon repair: A case report. J Foot Ankle Surg. 60 (6), 1297-1300 (2021).
  37. Bowers, D., Mckenzie, D., Dutta, D., Wheeless, C. R., Cohen, W. R. Growth hormone treatment after cesarean delivery in rats increases the strength of the uterine scar. Am J Obstet Gynecol. 185 (3), 614-617 (2001).
  38. Kuramoto, G., et al. Human mesenchymal stem cell sheets improve uterine incision repair in a rodent hysterotomy model. Am J Perinatol. 39 (11), 1212-1222 (2022).
  39. Lin, N., et al. The effect of collagen-binding vascular endothelial growth factor on the remodeling of scarred rat uterus following full-thickness injury. Biomaterials. 33 (6), 1801-1807 (2012).
  40. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  41. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  42. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. Ilar Journal. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  43. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1 (Unit 1), 12-14 (2008).
  44. Stewart, K., Schroeder, V. A. Rodent identification I. J Vis Exp. , e10189(2023).
  45. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  46. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: A rapid and accurate method for assessing health status in mice. Lab Anim Sci. 49 (3), 319-323 (1999).
  47. Stewart, K., Schroeder, V. A. Fundamentals of breeding and weaning. J Vis Exp. , e10293(2023).
  48. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harb Protoc. 2016 (8), prot092387(2016).
  49. Phoon, C. K. L., Ren, M. Is my mouse pregnant? High-frequency ultrasound assessment. J Vis Exp. (169), e61893(2021).
  50. Greco, A., et al. High-frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), e77205(2013).
  51. Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (4), 368-371 (2015).
  52. Boerma, T., Ronsmans, C. Global epidemiology of use of and disparities in cesarean sections - Authors' reply. Lancet. 394 (10192), 25(2019).
  53. Alawadhi, F., Du, H., Cakmak, H., Taylor, H. S. Bone marrow-derived stem cell (BMDSC) transplantation improves fertility in a murine model of Asherman's syndrome. PLoS One. 9 (5), e96662(2014).
  54. Park, M., et al. Perivascular stem cell-derived cyclophilin A improves uterine environment with Asherman's syndrome via hif1alpha-dependent angiogenesis. Mol Ther. 28 (8), 1818-1832 (2020).
  55. Kim, J. H., et al. Intrauterine infusion of human platelet-rich plasma improves endometrial regeneration and pregnancy outcomes in a murine model of Asherman's syndrome. Front Physiol. 11, 105(2020).
  56. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  57. Mansouri-Kivaj, N., et al. Homogenous subpopulation of human mesenchymal stem cells and their extracellular vesicles restore function of endometrium in an experimental rat model of Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 14 (1), 61(2023).
  58. Gan, L., et al. Human amniotic mesenchymal stromal cell transplantation improves endometrial regeneration in rodent models of intrauterine adhesions. Cytotherapy. 19 (5), 603-616 (2017).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

CesarianaPlacenta AcretaPlacenta PréviaCicatrização de Feridas UterinasImplantação de EmbriõesProcedimento CirúrgicoCicatrizes Uterinas
Modelo de camundongo de lesão uterina cirúrgica e resultados subsequentes da gravidez
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.