Artigo de método

Caracterização comportamental de convulsões induzidas por pentilenotetrazol: indo além da escala de Racine

2.6K vistas

⸱

DOI:

10.3791/68112

⸱

8 de julho de 2025

 ,  , 
1Brain Institute, Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN

Neste artigo

Resumo

O protocolo apresenta um método inovador para analisar e visualizar comportamentos associados a convulsões induzidas por pentilenotetrazol em camundongos. Essa abordagem se estende além das pontuações tradicionais de Racine, fornecendo uma avaliação mais abrangente da diversidade e dinâmica temporal dos comportamentos ictais.

Resumo

A caracterização comportamental detalhada das convulsões é essencial em modelos animais de epilepsia. Embora existam vários protocolos para induzir convulsões, a escala de Racine continua sendo o método mais amplamente adotado para sua quantificação. Inicialmente desenvolvida para pontuar o recrutamento progressivo de comportamentos durante o acendimento elétrico de estruturas límbicas, a escala tornou-se o padrão para classificar convulsões em modelos com etiologias variadas.

No entanto, um exame cuidadoso do comportamento após a administração de pentilenotetrazol (PTZ), um modelo de convulsão comumente usado, revela que a escala de Racine não pode capturar todo o espectro de alterações comportamentais induzidas por esse antagonista GABAérgico. Após uma única injeção subcutânea de PTZ em altas doses, os camundongos primeiro exibem comportamentos não convulsivos, como hipotonia, deambulação reduzida, parada comportamental e tremores. Estes são sucedidos por comportamentos ictais, incluindo espasmos, espasmos mioclônicos e convulsões límbicas, embora apenas o último seja quantificado pela escala de Racine.

Para superar essas limitações, é empregada uma abordagem refinada que combina marcação de vídeo com rastreamento de animais para distinguir espasmos e mioclonia como expressões comportamentais distintas de convulsões límbicas. Esses comportamentos precoces podem facilitar o recrutamento de estruturas límbicas, eventualmente desencadeando convulsões límbicas. O método é simples de implementar e permite uma avaliação mais abrangente das convulsões agudas induzidas por PTZ. Sua utilidade é ainda mais evidente no protocolo de kindling PTZ, no qual baixas doses repetidas de PTZ resultam em alterações temporais nos espasmos, mioclonia e gravidade das convulsões límbicas. Essa abordagem tem potencial para melhorar a reprodutibilidade na pesquisa de convulsões e epilepsia.

Introdução

A caracterização comportamental das convulsões é a leitura mais empregada em estudos da fisiopatologia da epilepsia e da atividade convulsiva, sendo amplamente utilizada para a triagem de novos medicamentos anticonvulsivantes 1,2. A maioria dos trabalhos publicados nos últimos 50 anos utilizou o sistema de pontuação progressiva desenvolvido por Ronald J. Racine para descrever a gravidade das crises comportamentais durante a amígdala e o hipocampo3. A escala de Racine mostrou uma forte correlação entre comportamento e atividade paroxística eletrofisiológica em ratos3 e gatos4. Classifica a expressão comportamental da convulsão em cinco estágios progressivos: "(i) movimentos da boca e do rosto, (ii) balançar a cabeça, (iii) clônus do membro anterior, (iv) empinar e (v) empinar e cair"3. Devido à sua simplicidade, facilidade de uso e interpretação, velocidade de pontuação e reprodutibilidade, o uso da escala de Racine em estudos de epilepsia e convulsões continua a crescer até os dias atuais (Figura 1).

figure-introduction-1
Figura 1: Número de citações anuais recebidas pelo estudo de Racine de 1972. Observe o aumento constante no número de citações nos últimos 50 anos. Uma pesquisa no Web of Science realizada em 27 de novembro de 2024 revelou 6.040 citações, e 91 registros não continham informações no campo 'ano de publicação'. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

A escala foi então aplicada a outros modelos animais de epilepsia e convulsão, incluindo aqueles que usam drogas para induzir convulsões. As primeiras descrições de convulsões induzidas por ácido caínico5 e estado de mal epiléptico (SE) 6, bem como SE local7 e induzido por pilocarpina sistêmica8, usaram a escala de Racine para quantificar as convulsões induzidas e espontâneas. Curiosamente, essas drogas não induziram apenas convulsões límbicas, como observado nos animais eletricamente estimulados e descritos por Racine, mas também provocaram um conjunto diferente de comportamentos que foram mal ou menos frequentemente descritos9.

As limitações da escala de Racine para compreender a diversidade de comportamentos ictais foram identificadas precocemente por pesquisadores usando modelos de convulsões nos quais o foco da convulsão está em outras regiões do cérebro além do sistema límbico. Por exemplo, Garcia-Cairasco foi um dos primeiros a utilizar ferramentas etológicas para avaliar o comportamento em crises audiogênicas10, revelando a complexidade e a progressão temporal dos comportamentos ictais 10,11. Recentemente, Ivan Soltesz usou uma sofisticada análise de profundidade de vídeo e codificação temporal detalhada para revelar "impressões digitais comportamentais ocultas" em ratos eletricamente inflamados12. Com base nessas abordagens, um novo sistema de codificação é introduzido aqui para convulsões agudas induzidas por pentilenotetrazol em camundongos.

O pentilenotetrazol (PTZ) leva a convulsões ao inibir a neurotransmissão GABAérgica13, resultando em aumento da excitabilidade neuronal e ativação síncrona de populações neuronais 14,15. Após uma única dose alta (40-80 mg / kg) de PTZ sistêmico, os roedores exibem mobilidade reduzida, movimentos inespecíficos do bigode, espasmos de corpo inteiro e espasmos mioclônicos, clônus orofacial e da pata e convulsões límbicas completas16. Ao contrário dos modelos de estado de mal epiléptico, o comportamento anormal após a PTZ dura até 1 h e remite espontaneamente 16,17,18. Autores anteriores propuseram uma versão revisada da escala de Racine para ratos17 e camundongos18. Apesar de sua tentativa de fornecer novos insights sobre a diversidade de comportamentos ictais, sua nova escala incorpora um ou dois novos níveis, associados a corridas e/ou saltos selvagens (nível 6, van Erum et al.18) e extensão tônica levando à parada respiratória (nível 7, van Erum et al.18).

Este protocolo apresenta uma nova abordagem para quantificar e representar comportamentos ictais induzidos por PTZ, com foco específico em espasmos e mioclonia. Esses comportamentos estão entre os mais prevalentes após a administração sistêmica de PTZ, mas são frequentemente negligenciados em estudos de convulsões e epilepsia. Assim, essa abordagem aborda uma lacuna metodológica crítica, fornecendo critérios específicos para identificar espasmos e mioclonias e distingui-los comportamentalmente das convulsões límbicas. Isso demonstra que espasmos e mioclonias exibem dinâmicas temporais distintas após administrações únicas e repetidas de PTZ. Este sistema de codificação é fácil de implementar, integra novos parâmetros de atividade anormal em metodologias existentes e oferece novos insights sobre os mecanismos de geração de convulsões. Finalmente, essa nova estratégia tem o potencial de padronizar a quantificação do comportamento ictal entre os laboratórios, melhorar a reprodutibilidade e ampliar as perspectivas sobre os mecanismos de convulsão.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os procedimentos experimentais foram aprovados pelo comitê de ética local da Universidade Federal do Rio Grande do Norte (Protocolo nº 043/2022, Licença nº 307.043/2022). Camundongos C57BL/6 machos com idade entre 3 e 4 meses foram utilizados neste protocolo, com um tamanho de amostra recomendado de 6 a 10 animais de acordo com os protocolos de indução de PTZ estabelecidos16.

1. Preparação da arena observacional

  1. Use uma arena quadrada ou circular com pelo menos 10 x 10 cm de área de superfície e 30 cm de altura da parede. Certifique-se de que a arena esteja bem iluminada. Se necessário, use iluminação infravermelha para garantir a aquisição de imagens saturadas (Figura 2A).
  2. Coloque pelo menos uma câmera de vídeo sobre a arena, com uma visão de cima para baixo de todo o piso da arena e pelo menos 10 cm da parede (para capturar o comportamento de criação sem cortar a cabeça do mouse, Figura 2B).
  3. Se desejar, coloque uma segunda câmera de vídeo com vista frontal da arena. Nesse caso, certifique-se de que uma das paredes da arena seja transparente.
  4. Certifique-se de que a temperatura (21-24 °C) e a umidade (50-70%) correspondem às condições do biotério, monitorando-as com um termo-higrômetro e ajustando conforme necessário.
  5. Coloque a cama necessária para cobrir o fundo da arena e certifique-se de que o animal seja visível ao fundo. Disponibilize gratuitamente água e pellets de comida durante toda a duração do experimento.
  6. Inicie os experimentos preferencialmente no início da fase de luz (por exemplo, entre 7:00 e 10:00 da manhã). Mantenha uma iluminação consistente na sala experimental (900-1.100 lux) com um ciclo claro/escuro de 12/12 h, com as luzes acesas às 6h. Use um medidor de lux para verificar as condições de iluminação próximas à arena de gravação, garantindo uma qualidade de gravação de vídeo uniforme.
  7. Conecte a câmera ao dispositivo de gravação de vídeo para adquirir o vídeo com pelo menos 24 quadros por segundo (fps).

2. Preparação da solução PTZ

NOTA: Comportamentos ictais (ou seja,., espasmos) podem ser induzidos com doses a partir de 40 mg / kg. Convulsões límbicas são observadas em doses de 60 mg / kg e doses mais altas. Convulsões tônicas associadas a parada respiratória e morte são comumente observadas a partir de uma dose de 80 mg / kg ou superior. Para o protocolo de kindling, foi utilizada uma dosagem de 40 mg/kg.

A dose pode variar para diferentes estirpes de ratinhos. Recomenda-se realizar um experimento piloto para definir a dose de PTZ que melhor se aplica à questão de pesquisa.

  1. Administre 10 mL / kg por meio de injeções sistêmicas nos camundongos. Portanto, dissolva o pó de PTZ em água deionizada para atingir a concentração final de 4 ou 6 mg/mL (para as doses de 40 e 60 mg/kg, respectivamente).
    NOTA: Para reduzir a variabilidade, prepare uma única solução PTZ para todo o lote experimental.

3. Administração de PTZ

  1. Antes de colocar o animal na arena, meça seu peso corporal usando uma balança.
  2. Calcule o volume de solução de PTZ necessário para cada animal com base em seu peso corporal.
    NOTA: Para uma dose de 60 mg / kg e um peso corporal de 30 g, injete no animal 0,3 mL de uma solução de PTZ de 6 mg / mL.
  3. Registre o comportamento por pelo menos 1 h antes da injeção de PTZ.
    NOTA: Este período de habituação diminui a deambulação e a ansiedade induzidas pela novidade, enquanto também pode ser usado para extrair a atividade basal.
  4. Administrar PTZ por via intraperitoneal (i.p.) ou subcutânea (s.c.)15,16. Para administração s.c., prenda o animal com uma mão, beliscando suavemente a pele entre as omoplatas (Figura 2C).
  5. Usando uma seringa de 1 mL conectada a uma agulha de 26 1/2 G, insira a agulha dentro do espaço subcutâneo, paralelamente à orientação do corpo, e injete lentamente a solução no espaço subcutâneo. Remova suavemente a agulha quando a injeção estiver completa, segurando a pele na saída da agulha para evitar que a solução seja derramada devido à pressão da cavidade (Figura 2C).
    NOTA: As injeções não devem ser administradas muito rapidamente, pois o acúmulo rápido da solução pode levar ao derramamento do local da injeção ou vazamento após a remoção da agulha.
  6. Anote qualquer vazamento, pois isso afetará a expressão de comportamentos ictais. Considere a possibilidade de injeção imediata de 50 μL adicionais da mesma solução de PTZ.
  7. Posicione o animal de volta na arena por 1 h de gravação de vídeo contínua.
  8. Uma hora após a injeção de PTZ (ou mais), pare as gravações e copie o arquivo para pós-processamento (rastreamento de vídeo e codificação comportamental).

figure-protocol-1
Figura 2: Configuração experimental e procedimento de injeção. (A) Quatro arenas quadradas transparentes com câmeras de visão de cima para baixo colocadas sobre o centro foram usadas para registrar comportamentos e rastrear as posições dos animais antes e depois da administração de PTZ. (B) Instantâneo de um vídeo representativo obtido com a configuração descrita em A. (C) Exemplo de injeção subcutânea de PTZ. A agulha é colocada entre as omoplatas do animal no espaço subcutâneo. (D) Representação esquemática da aquisição e análise de dados comportamentais utilizada no presente estudo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

4. Bem-estar dos animais

  1. Remova e eutanasiar os animais se uma convulsão durar mais de 5 minutos para evitar a morte celular e danos ao tecido cerebral, especialmente durante os protocolos de injeções repetidas.
  2. Monitorizar diariamente o peso dos animais durante todo o período experimental.
  3. Monitore o estado geral dos animais, incluindo ingestão de alimentos, locomoção, postura, higiene e sinais de dor ou angústia.
  4. Administre tratamento anti-inflamatório (ibuprofeno, 5 mg / kg) e controle da dor, conforme necessário. Forneça comida ou água suplementar, se necessário.
  5. Remover os animais se apresentarem uma perda de peso superior a 20% que não possa ser recuperada dentro de 2 dias após a suplementação individual, lesões epidérmicas ou quaisquer sinais de dor crônica ou desconforto que não respondam ao tratamento farmacológico.
  6. Eutanásia de todos os animais de acordo com as diretrizes éticas internacionais e institucionais.

5. Instalação, configuração e uso do software

  1. Para a análise descrita neste estudo, use o MouseLabTrack19 e o Solomon Coder. Baixe-os e siga o procedimento de instalação (consulte Arquivo Suplementar 1 e Arquivo Suplementar 2).
    NOTA: Enquanto o MouseLabTrack é executado na estrutura MATLAB, o Solomon Coder é um executável para o sistema operacional Windows. Ambos os softwares são de código aberto.
  2. Clique em Solomon no menu Iniciar do Windows ou procure por Solomon Coder e abra o software.
    1. Se um arquivo de configuração estiver disponível (consulte Arquivo Suplementar 3), vá para Arquivo | Configuração de carga. A tela carregará as configurações predefinidas.
    2. Se nenhum arquivo de configuração estiver disponível,
      1. Clique com o botão direito do mouse na área livre para criar um novo botão. Clique com o botão direito do mouse no botão recém-criado para abrir a tela de configuração .
      2. No campo Nome do Botão , renomeie o botão para representar o comportamento desejado.
      3. No campo Cor da face do botão , selecione uma cor.
      4. No campo Categorias , renomeie Padrão para Comportamentos (este será o nome da coluna).
      5. No campo Tecla de atalho , atribua uma tecla do teclado para marcar o comportamento durante a análise de vídeo (por exemplo, tecla "1").
      6. (Opcional) Marque a caixa acima Tecla de atalho se o evento for instantâneo, o que significa que ele registrará um único evento quando a tecla for pressionada e liberada. Se desmarcada, o comportamento permanecerá registrado até que a tecla seja liberada.
    3. Para abrir um vídeo, vá para Arquivo | Abra o vídeo.
    4. Pressione Reproduzir para iniciar o vídeo.
    5. À medida que os comportamentos são observados, clique com o botão esquerdo do mouse ou pressione a tecla do teclado atribuída para marcá-los.
    6. Para salvar os dados como um arquivo de valores separados por vírgula (.csv), vá para Analisar | Salvar saída como. Para salvar a folha de codificação Solomon (.arch), vá para Arquivo | Salve a folha de codificação.
  3. Para abrir e carregar o MouseLabTracker.
    1. Abra o MATLAB, no console, digite 'main()' e pressione Enter.
    2. Para carregar o vídeo, clique no botão abrir. Após o carregamento, a tela adjacente exibirá o vídeo com fundo verde e o animal em branco.
    3. Especifique o intervalo de tempo a ser analisado no vídeo. Clique em Iniciar para definir o início da análise. Clique em Finalizar para definir o final da análise.
      NOTA: Se nenhum intervalo for definido, o software analisará todo o vídeo.
    4. Para definir as configurações de rastreamento, vá para a guia Configurações de rastreamento .
      1. Selecione Objetos escuros / Fundo claro para indicar que o animal é mais escuro que o fundo.
      2. Para ajustar o número de animais, vá para Assuntos e altere o número para 1.
      3. Para ajustar os parâmetros de detecção, altere a configuração do parâmetro Limite para que os valores de raio estejam entre 30 e 40.
      4. Defina a cor do animal clicando em Cor e selecionando a cor apropriada.
      5. Para definir a arena, clique em Definir arena, selecione o canto superior esquerdo da arena e, em seguida, selecione o canto inferior direito da arena.
    5. Para iniciar o processo de rastreamento, clique em Rastrear. Aguarde até que a barra de progresso atinja 100%.
    6. Quando o rastreamento estiver concluído, salve o arquivo de saída da análise clicando em Salvar resultados.

6. Comportamentos de codificação

  1. Primeiro, marque o tempo de administração do PTZ quando o mouse reaparecer no quadro de vídeo após ser colocado na arena observacional. Esse momento serve como tempo zero, servindo como referência temporal para todos os outros comportamentos, incluindo cálculos de latência.
  2. Observar espasmos e mioclonia alguns minutos após a injeção de PTZ (Figura 3), seguidos de possíveis convulsões límbicas. Os espasmos são contrações breves, transitórias e rápidas dos músculos axiais, incluindo flexão bilateral da orelha, contração dos músculos das costas, elevação da cauda (cauda de Straub) e, raramente, uma resposta de salto de sobressalto (Figura 3A). Codifique espasmos como eventos discretos, associando-os a um único quadro de vídeo sem duração.
    NOTA: Quantifique a diversidade e combinação de diferentes partes do corpo na expressão de espasmos (consulte a seção Resultados representativos).
  3. Para codificar a mioclonia, observe eventos com mais de 200 ms; Eles são caracterizados por um empurrão mioclônico forte e abrupto envolvendo a cabeça, pescoço e patas. Pode estar associada a tremores e perda da postura corporal (Figura 3B). A subclassificação inclui mioclonia com tremores ou com perda de postura para frente, para a esquerda ou para a direita. A duração normalmente varia de 1 a 2 s. Devido ao seu comprimento, a mioclonia requer codificação em várias unidades de tempo para um único evento.
  4. Para codificar convulsões límbicas, observe eventos que se assemelham ao descrito por Racine e podem ser codificados usando a escala de Racine. Geralmente começa com parada comportamental ou um período de olhar fixo, seguido por automatismos olfativos e gustativos, movimentos orofaciais, mioclonia do membro anterior e/ou da cabeça, empinação com ou sem queda, corrida ou salto selvagem e convulsão tônica com parada respiratória. Use a escala de Racine modificada18 para subclassificar as convulsões límbicas, que duram mais de 10-15 s e são distinguíveis de espasmos e mioclonia.
  5. Inclua classes comportamentais adicionais com base no protocolo experimental, permitindo uma triagem mais abrangente de comportamentos.
  6. Marque o final da sessão de gravação em um único período de tempo (1 h após a injeção de PTZ). Se o animal morrer após uma convulsão tônica, identifique a hora da morte com a marca final.
    NOTA: A folha de codificação pode ser salva a qualquer momento durante o processo de codificação e reaberta no software conforme necessário para codificação ou modificações contínuas.

figure-protocol-2
Figura 3: Instantâneos dos comportamentos ictais observados após a administração de PTZ. (A) Este é um exemplo representativo de um dos primeiros espasmos observados após a injeção de PTZ. Todos os quadros são mostrados (amostragem de 30 fps). Observe que o espasmo dura menos de 200 ms e se move na direção rostrocaudal. Neste exemplo, não ocorreu nenhum levantamento de cauda evidente. (B) Um exemplo representativo de mioclonia associada à inclinação para a frente. Neste exemplo, a mioclonia durou mais de 1 s, onde ocorreu múltiplos clônus da cauda e do membro anterior. (C) Exemplo representativo de uma convulsão límbica. Antes do estágio 1 de Racine, o camundongo apresentava mioclonia sustentada nos membros, incluindo perda da postura corporal. A sequência mostra todos os cinco estágios tradicionais da escala de Racine convencional. Nesse caso, o mouse receberia uma pontuação de 5. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

7. Análise e visualização de dados

  1. Calcule a latência da primeira ocorrência de cada uma das categorias de comportamento (por exemplo, espasmo, mioclonia, convulsão, etc.) subtraindo o tempo de injeção de PTZ de seu tempo registrado na folha de codificação.
  2. Calcule a duração de cada mioclonia e evento convulsivo e, em seguida, some-os para obter a duração total de cada categoria.
  3. Calcule a taxa de ocorrência de cada comportamento dividindo o número total de eventos pela duração da gravação.
  4. Calcule o intervalo entre eventos para cada comportamento encontrando a diferença de tempo entre eventos consecutivos.
  5. Defina os episódios de acordo com a distribuição temporal dos comportamentos ictais em cada sessão de gravação, quando aplicável. Calcule os parâmetros acima para cada episódio.
    NOTA: O fim das crises leva a um período de supressão pós-ictal, marcando a conclusão de um episódio para este protocolo. O reaparecimento de comportamentos ictais marca o início de um novo episódio.
    NOTA: Na ausência de convulsões, classifique a sessão de gravação com base na distribuição temporal de espasmos e mioclonia.
  6. Teste de normalidade usando o teste de Shapiro-Wilk para cada grupo.
  7. Para comparações paramétricas entre vários grupos, use o teste de análise de variância (ANOVA) unidirecional. Para dados pareados, use um teste t pareado ou ANOVA de medidas repetidas, dependendo da estrutura de dados.
  8. Definir significância estatística para valor de p de < 0,05. Além disso, arredonde os valores-p abaixo de 0,0001 e relate-os como <0,0001.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Para avaliar a estratégia de codificação e sua capacidade de detalhar comportamentos ictais durante convulsões induzidas por PTZ, três doses de PTZ foram testadas primeiro e seus efeitos em camundongos C57BL / 6 observados (40, 60 e 80 mg / kg, N = 7, 5 e 5, respectivamente). Os resultados comportamentais observados em três doses de PTZ revelaram claras diferenças dependentes da dose após uma única injeção. Os animais tratados com PTZ de 40 mg/kg apresentaram espasmos, mas sem convulsões límbicas ou mioclonia. Em contras...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Este estudo empregou uma categorização de comportamentos com base nas expressões motoras para fornecer uma estrutura mais abrangente para analisar a dinâmica das convulsões. Essa abordagem permite a quantificação de parâmetros-chave, incluindo latência, duração e frequência de espasmos, mioclonia e convulsões límbicas. Os resultados das injeções semanais de PTZ demonstraram que a exposição repetida altera significativamente o tempo e a frequência das convulsões límbicas, com uma redução ...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

Este trabalho foi parcialmente financiado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq, processos nº 308110/2020-0 e 316441/2023-6), Fundação de Amparo e Promoção da Ciência, Tecnologia e Inovação do Rio Grande de Norte (FAPERN, processo nº 042/2022) e Fundação Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES, processo nº #385/2019), e Propesq-UFRN (processo número PVP18039-2020).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Solução de cloreto de sódio a 0,9%Fresenius Kabi Brasil Ltda74MK3168Sistema fechado para uso intravenoso; solução injetável, 250 mL.
Balança AnalíticaShimadzuATY224Capacidade máxima: 220 g, Capacidade mínima: 10 mg, Resolução do aluno: 0,1 mg. Nº de série: 1311070096
CâmeraJortanJortan-8816AHDCâmera IR CCD, sistema NTSC, resolução de 2,0 MP, lente de 3,6 mm, fonte de alimentação DC 12 V.
Medidor de Lux DigitalMinipaMLM-1011Mede a intensidade da luz em unidades de lux.
SeringaDescarpack353101Tamanho 26,5 G.
Mouses--Camundongos machos C57BL / 6 do tipo selvagem. Dois a três meses de idade.
PentilenotetrazolSigma-Aldrich (Merck)Pág. 6500-25GPó, estimulante do SNC. Comprado: 25 g. Armazenamento: -25 °C.
Software: MouseLabTracker  Giuliano Vilela-Software de código aberto, documento de referência: DOI: 10.1016/j.jneumeth.2006.04.005.
Site: https://neuro.ufrn.br/softwares/mouselabtracker
Software: Solomon CoderAndré s Pé ter-Software de código aberto, v.19.08.02.
Site:  https://solomon.andraspeter.com/
Termo-higrômetroHikariHK-T240Mede temperatura e umidade.

Referências

  1. Rogawski, M. A., Löscher, W. The neurobiology of antiepileptic drugs. Nat Rev Neurosci. 5 (7), 553-564 (2004).
  2. Löscher, W. Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs. Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).
  3. Racine, R. J. Modification of seizure activity by electrical stimulation: II. Motor seizure. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 32 (3), 281-294 (1972).
  4. Delgado, J. M. R., Sevillano, M. Evolution of repeated hippocampal seizures in the cat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 13 (5), 722-733 (1961).
  5. Lothman, E. W., Collins, R. C. Kainic acid induced limbic seizures: metabolic, behavioral, electroencephalographic and neuropathological correlates. Brain Res. 218 (1-2), 299-318 (1981).
  6. Lévesque, M., Avoli, M. The kainic acid model of temporal lobe epilepsy. Neurosci Biobehav Rev. 37 (10 Pt 2), 2887-2899 (2013).
  7. Castro, O. W., et al. Comparative neuroanatomical and temporal characterization of FluoroJade-positive neurodegeneration after status epilepticus induced by systemic and intrahippocampal pilocarpine in Wistar rats. Brain Res. 1374, 43-55 (2011).
  8. Turski, W. A., et al. Limbic seizures produced by pilocarpine in rats: behavioural, electroencephalographic and neuropathological study. Behav Brain Res. 9 (3), 315-335 (1983).
  9. Leite, J. P., Garcia-Cairasco, N., Cavalheiro, E. A. New insights from the use of pilocarpine and kainate models. Epilepsy Res. 50 (1-2), 93-103 (2002).
  10. Garcia-Cairasco, N., et al. New insights into behavioral evaluation of audiogenic seizures. A comparison of two ethological methods. Behav Brain Res. 48 (1), 49-56 (1992).
  11. Garcia-Cairasco, N., Rossetti, F., Oliveira, J. A. C., Furtado, M. deA. Neuroethological study of status epilepticus induced by systemic pilocarpine in Wistar audiogenic rats (WAR strain). Epilepsy Behav. 5 (4), 455-463 (2004).
  12. Gschwind, T., et al. Hidden behavioral fingerprints in epilepsy. Neuron. 111 (9), 1440-1452.e5 (2023).
  13. Macdonald, R. L., Barker, J. L. Specific antagonism of GABA-mediated postsynaptic inhibition in cultured mammalian spinal cord neurons: a common mode of convulsant action. Neurology. 28 (4), 325-330 (1978).
  14. Dhir, A. Pentylenetetrazol (PTZ) kindling model of epilepsy. Curr Protoc Neurosci. 58 (1), 9.37.1-9.37.12 (2012).
  15. Samokhina, E., Samokhin, A. Neuropathological profile of the pentylenetetrazol (PTZ) kindling model. Int J Neurosci. 128 (11), 1086-1096 (2018).
  16. Shimada, T., Yamagata, K. Pentylenetetrazole-induced kindling mouse model. J Vis Exp. (136), e56573(2018).
  17. Lüttjohann, A., Fabene, P. F., Van Luijtelaar, G. A revised Racine's scale for PTZ-induced seizures in rats. Physiol Behav. 98 (5), 579-586 (2009).
  18. Van Erum, J., Van Dam, D., De Deyn, P. P. PTZ-induced seizures in mice require a revised Racine scale. Epilepsy Behav. 95, 51-55 (2019).
  19. Tort, A. B. L., et al. A simple webcam-based approach for the measurement of rodent locomotion and other behavioural parameters. J Neurosci Methods. 157 (1), 91-97 (2006).
  20. Gelinas, J. N., Khodagholy, D., Thesen, T., Devinsky, O., Buzsáki, G. Interictal epileptiform discharges induce hippocampal-cortical coupling in temporal lobe epilepsy. Nat Med. 22 (6), 641-648 (2016).
  21. Nizinska, K., et al. Behavioral characteristics as potential biomarkers of the development and phenotype of epilepsy in a rat model of temporal lobe epilepsy. Sci Rep. 11 (1), 8665(2021).
  22. Monteiro, ÁB., et al. Pentylenetetrazole: A review. Neurochem Int. 180, 105841(2024).
  23. Barker-Haliski, M., Steve White, H. Validated animal models for antiseizure drug (ASD) discovery: Advantages and potential pitfalls in ASD screening. Neuropharmacology. 167, 107750(2020).
  24. Santucci, V., et al. EEG effects of IV infusion of pentylenetetrazol in rats: A model for screening and classifying antiepileptic compounds. Psychopharmacology. 87 (3), 337-343 (1985).
  25. Swinyard, E. A., Brown, W. C., Goodman, L. S. Comparative assays of antiepileptic drugs in mice and rats. J Pharmacol Exp Ther. 106 (3), 319-330 (1952).
  26. Krall, R. L., Penry, J. K., White, B. G., Kupferberg, H. J., Swinyard, E. A. Antiepileptic drug development: II. Anticonvulsant drug screening. Epilepsia. 19 (4), 409-428 (1978).
  27. Kandratavicius, L., et al. Animal models of epilepsy: use and limitations. Neuropsychiatr Dis Treat. 10, 1693-1705 (2014).
  28. McIntyre, D. C., Poulter, M. O., Gilby, K. Kindling: some old and some new. Epilepsy Res. 50 (1-2), 79-92 (2002).
  29. Yuskaitis, C. J., et al. Factors influencing the acute pentylenetetrazole-induced seizure paradigm and a literature review. Ann Clin Transl Neurol. 8 (7), 1388-1397 (2021).
  30. da Silva, L. F., Pereira, P., Elisabetsky, E. A Neuropharmacological analysis of PTZ-induced kindling in mice. Gen Pharmacol. 31 (1), 47-50 (1998).
  31. Copping, N. A., Adhikari, A., Petkova, S. P., Silverman, J. L. Genetic backgrounds have unique seizure response profiles and behavioral outcomes following convulsant administration. Epilepsy Behav. 101, 106547(2019).
  32. Medina, A. E., Manhães, A. C., Schmidt, S. L. Sex differences in sensitivity to seizures elicited by pentylenetetrazol in mice. Pharmacol Biochem Behav. 68 (3), 591-596 (2001).
  33. Pollo, M. L. M., Gimenes, C., Covolan, L. Male rats are more vulnerable to pentylenetetrazole-kindling model but females have more spatial memory-related deficits. Epilepsy Behav. 129, 108632(2022).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Crises induzidas por PentilenetetrazolCrises L mbicasEventos de MiocloniaAn lise de EspasmosRastreamento por V deoModelos Animais de EpilepsiaQuantifica o de CrisesAntagonista GABA rgico

Artigos relacionados