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Artigo de método

Ligadura da Artéria Coronária Descendente Anterior em Ratos para o Desenvolvimento de Modelo de Infarto do Miocárdio Oclusivo

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DOI:

10.3791/68143

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3 de outubro de 2025

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1Department of Pharmacology, Khalsa College of Pharmacy, 2Khalsa College of Veterinary and Animal Sciences, 3Department of Molecular Biology and Biochemistry, Guru Nanak Dev University, 4Universal Diagnostics, 5Histopathology Department, Fortis Memorial Research Institute

Neste artigo

Resumo

O protocolo mostra o desenvolvimento de um modelo de infarto do miocárdio (IM) por meio da ligação permanente da artéria coronária descendente anterior em ratos. A sobrevivência animal pós-IM é essencial para salvar cardiomiócitos na zona isquêmica, prevenir a expansão do infarto e reduzir a inflamação e fibrose pós-miocárdica.

Resumo

A doença cardiovascular (DCV), incluindo doença cardíaca isquêmica e acidente vascular cerebral, é uma das principais causas de mortalidade e morbidade em todo o mundo. O infarto do miocárdio é uma síndrome clínica de cardiopatia isquêmica que ocorre devido à isquemia prolongada. O miocárdio isquêmico sofre alterações funcionais, metabólicas e estruturais, levando a danos irreversíveis a uma porção do miocárdio devido à necrose. Modelos experimentais de infarto do miocárdio são cruciais para a compreensão das alterações celulares, moleculares e morfológicas agudas e crônicas que ocorrem durante e pós-infarto do miocárdio e para o desenvolvimento e otimização de novos alvos ou estratégias de tratamento. O modelo cirúrgico de IM em pequenos animais que emprega o fechamento permanente da artéria coronária descendente anterior (DA) se assemelha quase ao IM humano. O objetivo deste estudo é estabelecer um modelo de IM induzido cirurgicamente envolvendo o fechamento da artéria coronária da DA de forma indelével em ratos. O protocolo experimental inclui indução inicial da anestesia com cetamina 80 mg/kg e xilazina 12 mg/kg i.p., intubação de cânula endotraqueal com otoscópio sem realização de traqueostomia sob ventilação ventilada com uso de pressão extrínseca positiva final (PEEP) para evitar o colapso dos alvéolos. Foi adotado um procedimento de toracotomia que limita as lesões causadas aos músculos esqueléticos durante a cirurgia. Essa abordagem é minimamente invasiva, repetível e reduz a mortalidade pós-cirúrgica. Nesse modelo, os animais sobreviveram 4 dias após o infarto do miocárdio para entender as alterações patobiológicas de curto prazo, principalmente a inflamação pós-infarto, a angiogênese como um processo natural de cicatrização do infarto e, finalmente, a fibrose no miocárdio infartado.

Introdução

A doença cardiovascular (DCV), composta principalmente por doença cardíaca isquêmica (DIC) e acidente vascular cerebral, é uma das principais causas de mortalidade e morbidade em todo o mundo. De acordo com a Federação Mundial do Coração, 20,5 milhões de pessoas morreram por doenças cardiovasculares em 2021 1,2. O infarto do miocárdio (IM), também conhecido como ataque cardíaco, é uma síndrome clínica aguda de DIC. Durante o IM, o tecido miocárdico sofre danos irreversíveis em decorrência da isquemia prolongada, que geralmente é causada por um trombo oclusivo formado sobre uma placa aterosclerótica rompida em uma artéria coronária3.

A reperfusão oportuna com intervenção coronária percutânea (ICP) ou trombolíticos é a principal terapia para salvar o miocárdio isquêmico da necrose 3,4. Nos países desenvolvidos, devido à maior implementação da ICP, a mortalidade após o IM diminuiu, mas a incidência de IM está aumentando em países em desenvolvimento como o sul da Ásia5. Após o infarto do miocárdio, uma porção do miocárdio que sofre necrose é circundada por uma zona de células miocárdicas reversivelmente danificadas e uma zona isquêmica. O miocárdio isquêmico sofre remodelamento ventricular pós-IM que pode levar à dilatação e disfunção ventricular, evoluindo para insuficiência cardíaca6.

Atualmente, extensas pesquisas estão sendo realizadas para promover a regeneração de cardiomiócitos danificados por meio da terapia com células-tronco7 e para facilitar o reparo miocárdico estimulando a angiogênese dentro da zona isquêmica8. No entanto, melhorias consideráveis nas estratégias são necessárias para o sucesso clínico de ambas as abordagens. Assim, modelos experimentais que mimetizam infarto do miocárdio ou isquemia são cruciais para a compreensão das alterações patológicas, celulares, moleculares e morfológicas que ocorrem durante e pós-IM, para que novos alvos terapêuticos ou estratégias de tratamento possam ser identificados e otimizados para tradução clínica. Neste estudo, um modelo experimental de IM é desenvolvido realizando o fechamento da artéria coronária descendente anterior (DA) de forma irreversível em ratos. Primeiramente, a intubação endotraqueal foi realizada em animais anestesiados sem traqueostomia sob ventilação ventilada por meio da aplicação de pressão expiratória final positiva extrínseca (PEEP) para evitar atelectasia (desinsuflação/colapso dos sacos aéreos nos pulmões). Um procedimento minimamente invasivo foi adotado para abrir a cavidade torácica, evitando qualquer lesão da musculatura esquelética durante a cirurgia. A localização da ligadura envolve a origem do primeiro ramo diagonal da DA, que produz infarto suficiente e mimetiza a condição clínica de Infarto Oclusivo do Miocárdio (OMI). Como o local da ligadura é a região média da ADA, a taxa de mortalidade após a cirurgia, assim como as complicações pós-cirúrgicas, émenor9. Neste modelo, os animais sobreviveram 4 dias após o infarto do miocárdio para entender as modificações de curto prazo que ocorrem no tecido miocárdico pós-infarto do miocárdio e identificar novos alvos e estratégias para tratar o infarto do miocárdio.

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Protocolo

Os procedimentos experimentais foram realizados de acordo com o protocolo após aprovação do Comitê Institucional de Ética Animal (IAEC) [Protocolo nº. (AICE/KCP/2023/009)]. As diretrizes do Comitê para fins de controle e supervisão (CCSEA) e do Ministério do Meio Ambiente, Florestas e Mudanças Climáticas, Governo da Índia, foram seguidas no manejo e cuidado de animais experimentais.

1. Anestesia e intubação da cânula endotraqueal (Duração: 10-15 min)

  1. Use ratos Wistar de ambos os sexos, pesando 200 - 240 g, com idade superior a 6 meses. Registre o peso dos ratos. Anestesiar o rato administrando cetamina (80 mg/kg) e xilazina (12 mg/kg) de acordo com o peso corporal por via intraperitoneal.
    NOTA: A cetamina, um anestésico dissociativo, produz anestesia rápida, mas imobilização muscular parcial10. Assim, é usado em combinação com a xilazina para produzir relaxamento muscular e atingir um estado de anestesia cirúrgica11.
  2. Aperte a cauda para garantir a extensão da anestesia. Se o rato mostrar reflexos, administre 1/3 da dose de cetamina. Conecte uma almofada de aquecimento ao ventilador para colocar sobre a mesa de operação para fornecer aquecimento homeotérmico.
  3. Coloque o rato em decúbito dorsal na almofada de aquecimento (Figura 1A). Mantenha o rato nesta posição aplicando fitas adesivas e coloque a mesa de operação em uma posição inclinada.
  4. Ajuste os parâmetros respiratórios do ventilador com o volume corrente em 8 mL/kg (2-3 mL/min), frequência respiratória em 77 respirações por minuto (bpm) e pressão de pico (pressão inspiratória de pico) em 15 cm H2O. Para evitar o colapso dos pulmões, ajuste a pressão expiratória final positiva (PEEP) para 2 cm H2O.
  5. Para realizar a intubação endotraqueal, segure a língua e levante-a com uma pinça romba. Insira um otoscópio (Figura 1B) na boca para visualizar as pregas vocais e introduza a cânula endotraqueal (Figura 1B e Figura 2A) através das pregas vocais. Para ver claramente a epiglote, projete uma lanterna ao redor da garganta de cima.
  6. Conecte a cânula endotraqueal ao tubo do ventilador (Figura 1A e Figura 2B) e monitore os movimentos do tórax para confirmar a intubação correta. O inchaço do abdômen indica suspeita de intubação esofágica, repita a intubação conforme o passo 1.8.
  7. Depois de toda a configuração, use um estereomicroscópio cirúrgico para ligadura LAD (Figura 1A) e use uma lâmpada de aquecimento durante a operação para manter a temperatura corporal do rato em 37 ° C.
  8. Aplique o creme de depilação no pescoço e na região torácica do rato e deixe por 10 a 20 min. Remova suavemente o pelo do rato do pescoço até a região torácica.

2. Indução cirúrgica de infarto do miocárdio (Duração: 20 - 25 min)

  1. Use a pinça para arrancar a pele do processo xifóide e faça uma leve incisão (cerca de 1 cm) com o auxílio de uma tesoura, seguida de corte longitudinal começando no processo xifóide, direcionado para o músculo esternocleidomastóideo.
    1. Evite danificar a fáscia para evitar sangramento grave. Se houver sangramento, use lenços umedecidos embrulhados para pressionar suavemente a área de sangramento.
  2. Da base do músculo esternocleidomastóideo até a5ª a 6ª costela, corte a fáscia e os músculos peitorais ao longo do lado esquerdo do esterno.
  3. Use uma pinça para fazer uma punção no3º e4º espaço intercostal em direção ao lado esquerdo do esterno. Não danifique o coração ou os pulmões ao criar um orifício (cerca de 6-8 mm). Aplique o pio nesta etapa.
  4. Use uma pinça de corte de costela para cortar a4ª, 5ª e 6ª costelas junto com os músculos intercostais e descole os músculos intercostais restantes com uma pinça (Figura 2C).
  5. Insira o afastador de costela suavemente para manter as costelas separadas e expor o coração (Figura 2D). Para visualizar claramente o átrio esquerdo, separe o pericárdio e o timo da parte frontal do coração usando uma pinça e uma tesoura curva.
  6. Identificar a localização da artéria coronária descendente anterior (DA) para ligadura por sutura.
    1. Depois de remover cuidadosamente o pericárdio, identifique a DAE como uma artéria superficial proeminente que corre diagonalmente da base do coração até o ápice ao longo do sulco interventricular. A DA divide-se em dois conjuntos de ramos: primeiro, os ramos septais (S1 e S2) que perfuram o septo interventricular. O segundo conjunto de ramos, denominado ramos diagonais (D1 e D2), perfura a parte anterior do ventrículo esquerdo.
    2. Identifique as três regiões da DA, a saber, regiões proximal, média e distal. DAE proximal: a região da DAE desde sua origem até o primeiro ramo, que pode ser septal ou diagonal; DAE média: a região entre o primeiro ramo e o segundo ramo diagonal; DAE distal: a região além do segundo ramo diagonal é conhecida como DAE distal (Figura 2E).
    3. A DAE aparece como uma artéria avermelhada pulsátil com paredes mais espessas. Para confirmar sua localização, pressione suavemente com uma micro pinça e uma pulsação é sentida.
  7. Realize o fechamento permanente do LAD passando por 8-0 sutura de seda na região média da ADA, próxima à origem do primeiro ramo diagonal D1, utilizando-se porta-agulha e puxando a sutura suavemente, evitando qualquer dano ao coração (Figura 2E).
  8. Usando uma pinça, faça dois nós de ligadura em orientação idêntica (nó do cirurgião). Prenda a ligadura fazendo vários nós em uma direção de dois lados com a ajuda de uma pinça.

3. Cirurgia simulada

  1. Execute as etapas 2.1 a 2.6. Depois de realizar uma toracotomia do lado esquerdo, exponha o coração, passe uma sutura de seda e puxe por baixo da artéria coronária esquerda (DA) sem ligar.

4. Administração de medicamento de tratamento (Duração: 2-5 min)

  1. Após a ligadura da ADA, injetar imediatamente Doxazosina 0,06 mg/kg por via intravenosa através da veia caudal no grupo de tratamento (Figura 3)

5. Fechamento da cavidade torácica após procedimento cirúrgico (Duração: 5 min)

  1. Remova os afastadores para que as costelas e os músculos intercostais voltem à sua posição original. Feche a cavidade torácica suturando os músculos intercostais esquerdo e direito usando uma sutura de seda 6-0. Faça pontos com sutura de Prolene 4-0 para fechar a pele (Figura 2F).

6. Cuidados e monitoramento pós-operatório (Duração: 40 min - 60 min)

  1. Siga o rato operado para recuperação da anestesia por 40 min ou mais. Garanta a recuperação completa levantando ou beliscando a cauda.
  2. Remova a conexão do ventilador temporariamente e garanta a respiração autorregulada do rato, examinando o movimento normal da região torácica.
  3. Desligue o ventilador e remova a cânula endotraqueal. Solte as fitas adesivas presas aos membros.
  4. Injete Tramadol (12,5 mg / kg) por via intraperitoneal para aliviar a dor pós-operatória.
  5. Mantenha o rato na almofada de aquecimento para manter a temperatura corporal a 37 °C por pelo menos 30 min. Monitore continuamente o rato em busca de condições mórbidas, como respiração irregular ou dificuldade, ou quaisquer sinais perigosos de infarto.
  6. Quando o rato for capaz de se movimentar livremente, considere-o em um estado de recuperação completa da anestesia. Mesmo que o rato não seja capaz de se mover voluntariamente, mantenha-o na gaiola dentro de 45 minutos após a remoção do ventilador.
  7. Observe o rato diariamente durante os primeiros 4 dias. No 4º dia, sacrifique o rato usando uma câmara de eutanásia de CO2 .

7. Análise de marcadores bioquímicos de infarto do miocárdio

  1. Avaliar o nível de troponina como biomarcador de infarto do miocárdio 6 h e 4 dias após a cirurgia em amostras de sangue de animais.
    1. Coleta e preparação de amostras: Coletar amostra de sangue (200 μL) da veia da cauda após 6 h de infarto em tubos revestidos com EDTA ou revestidos com heparina e por punção retroorbital (1 mL) após 4 dias de infarto.
      NOTA: Uma amostra de sangue total anticoagulado é preferida para o teste de troponina T.
    2. Aplique 150 μL de amostra na tira de teste usando pipetas cardíacas e seringas dosadoras descartáveis fornecidas no kit.
    3. Incube em temperatura ambiente por 15-20 minutos e, em seguida, interprete os resultados com base na aparência de uma linha de sinal (linha avermelhada) na zona de detecção dentro de 15-20 min. Use os seguintes parâmetros: Nenhuma linha de detecção, apenas linha de controle = negativo; linha de detecção visível e linha de controle = positivo (Figura 6B).
  2. Detecte troponina I em uma amostra de soro usando o analisador Standard F.
    1. Coleta e preparação de amostras: Coletar amostras de sangue (200 μL) de uma veia da cauda após 6 h de infarto em tubos revestidos com EDTA ou revestidos com heparina e por punção retroorbital (1 mL) após 4 dias de infarto.
    2. Deixe o kit e a amostra de sangue à temperatura ambiente antes do teste. Verifique a data de validade na parte de trás da bolsa de alumínio. Abra a bolsa de alumínio e verifique o dispositivo de teste (Figura 4).
    3. Insira o dispositivo de teste no slot de teste do analisador. O analisador lê os dados do código de barras e verifica se o dispositivo de teste é válido (Figura 4).
    4. Colete 100 μL de amostra com um conta-gotas de volume fixo (100 μL). Dispensar a amostra recolhida no tubo tampão de extracção. Em seguida, descarte o conta-gotas de volume fixo usado (100 μL).
    5. Misture a amostra e tampão 2x-3x com o conta-gotas descartável (100 μL). Em seguida, colete 100 μL da mistura de amostras.
    6. Depois de aplicar a amostra no poço de amostra do dispositivo de teste, pressione imediatamente o botão TEST START do analisador. O analisador exibirá automaticamente o resultado do teste em 10 minutos.
      NOTA: Se a troponina I (TnI) estiver presente, ela estará ligada à micropartícula de európio. Este complexo será capturado pelo anticorpo de captura na linha de teste, e a intensidade da luz de fluorescência será detectada pelo analisador.

8. Análise da área de infarto

  1. Após sacrificar os ratos 4 dias após a infração, determinar a área de infarto usando o método macroscópico de corante de cloreto de 2,3,5-trifeniltetrazólio (TTC).
    1. Retirar o coração do corpo do animal e conservar durante a noite a 4 °C. Extirpar as aurículas, a raiz da aorta e o ventrículo direito. Corte o ventrículo esquerdo congelado em fatias de 2-4 mm de espessura usando uma lâmina cirúrgica. Incubar as fatias ventriculares a 37 °C em solução TTC a 1% (preparada com tampão Tris 0,1 M mantido a pH 7,8) durante 20 min.
    2. Analise o padrão de coloração como o miocárdio viável, que contém uma enzima desidrogenase e um cofator NADH, corado de vermelho tijolo com TTC devido à formação de um formazan, enquanto a área miocárdica que sofre infarto permanece sem coloração.
  2. Determinar a área enfarte pelo método do volume.
    1. Coloque as fatias ventriculares entre duas lâminas de vidro e uma grade de plástico transparente com 100 quadrados em 1 cm colocada sobre ela.
    2. Calcule a área média de cada corte ventricular contando o número de quadrados de cada lado. Da mesma forma, calcule o número de quadrados que caem em áreas manchadas e não manchadas em ambos os lados. A área amarela opaca não corada representou a porção infartada e a área vermelha representou a porção viável.
    3. Expresse o tamanho do infarto como uma porcentagem do volume total do ventrículo esquerdo (% VVE).

9. Análise histopatológica

  1. Coloração de hematoxilina e eosina
    1. Para achados histopatológicos, sacrifique o animal 4 dias após a ligadura LAD, remova o coração, lave com tampão fosfato (PBS, pH 7,4) e conserve em solução de formalina (10%) imediatamente.
    2. Realize o processamento do tecido desidratando o tecido por 1 h em uma série de concentrações crescentes de álcool (70%, 80%, 95%, 95% e álcool absoluto) para que a água seja removida do tecido e o álcool entre no interior do tecido. Realize a limpeza do álcool do tecido por imersão em xileno.
    3. Após a limpeza, transfira o tecido usando uma pinça para cera de parafina derretida em um molde de aço inoxidável. O agente de limpeza se difunde e a cera derretida se infiltra no tecido. Resfrie o molde na placa fria para solidificar a parafina. Quando a cera estiver completamente resfriada e endurecida (30 min), remova facilmente o bloco de parafina do molde.
    4. Cortar os blocos de parafina contendo tecido incorporado em secções de 4 μm de espessura utilizando um micrótomo. Coloque a fita de seções de parafina em banho-maria a 40-45 °C. Monte as seções em uma lâmina e seque ao ar ou aqueça suavemente a lâmina. Em seguida, desparafinize as seções lavando-as com xileno e reidratando-as com álcool absoluto e água.
    5. Manchar com hematoxilina por 15 min. Lave as seções manchadas com água e trate-as com uma mistura de álcool ácido a 1% por 20 s.
    6. Após a lavagem com água, manche as secções com contra-coloração (solução aquosa de eosina a 1%) durante 2 min. Observe as lâminas ao microscópio para visualizar as alterações histopatológicas com aumento de 10x e 40x.
  2. Coloração tricrômica de Masson
    1. Prepare os seguintes reagentes.
      1. Solução de Bouin: Adicione 75 mL de ácido pícrico saturado, 25 mL de formaldeído a 40% e 5 mL de ácido acético glacial. Solução de hematoxilina de ferro de Weigert: Prepare a solução estoque A contendo hematoxilina 1 g em 100 mL de álcool a 95%. Prepare a solução-mãe B contendo 29% de cloreto férrico em 4 mL de água, 1 mL de ácido clorídrico concentrado e 95 mL de água destilada. Adicione partes iguais da solução estoque A e B para uso. A mistura só é estável por no máximo 3 meses.
      2. Solução de Fuschin de Ácido Escarlate Biebrich: Adicione 90 mL de Escarlate de Biebrich aquoso a 1%, 10 mL de Fuschin de ácido aquoso a 1% e 1 mL de ácido acético glacial. Solução de ácido fosfomolíbdico-fosfotúngstico: Adicione 25 mL de ácido fosfomolíbdico a 5% e 25 mL de ácido fosfotúngstico a 5%. Solução de azul de anilina: Adicione 2,5 g de azul de anilina e 2 mL de ácido acético glacial a 100 mL de água destilada. Solução de ácido acético glacial a 1%.
    2. Desparafinizar as seções cardíacas embebidas em parafina usando xileno, seguido de reidratação em diferentes concentrações de álcool.
    3. Incube as seções cardíacas com a solução de Bouin por 30 min a 56 ° C para aumentar a intensidade final da cor. Enxágue as seções em água corrente da torneira até que a cor amarela seja removida.
    4. Pinte o tecido com hematoxilina por 1 min e, em seguida, lave com água corrente da torneira por 2-3 min. Manchar as secções com solução de fucsina de ácido escarlate de Biebrich durante 15 min.
    5. Diferencie com 5% de ácido fosfomolíbdico - fosfotístico por 5 a 8 min. Transfira a seção diretamente (sem enxaguar) para uma solução de azul de anilina por 6-8 min.
    6. Lave com água destilada. Em seguida, diferencie com solução de ácido acético a 1%. Desidratar com etanol a 95%, limpar com xileno, montar na lâmina e examinar ao microscópio12.

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Resultados

A intubação endotraqueal é necessária para auxiliar a ventilação durante o procedimento de ligadura da DA envolvendo procedimentos torácicos de tórax aberto em ratos. O sucesso da intubação é confirmado pelos parâmetros respiratórios basais antes da cirurgia e pela manutenção da respiração, volume corrente e volume minuto estáveis durante o procedimento cirúrgico (Figura 5).

O sucesso do procedimento de ligadura da LAD foi confirmado pela avaliação da troponina T ...

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Discussão

Nosso presente estudo representa a indução do Infarto do Miocárdio através do fechamento permanente da artéria coronária descendente anterior (DA) em ratos. Neste protocolo cirúrgico, o anestésico Cetamina 80 mg/kg administrado por via intraperitoneal induziu anestesia rápida, juntamente com a administração intraperitoneal de Xilazina 12 mg/kg, produziu relaxamento muscular suficiente, facilitando todo o procedimento cirúrgico de forma eficaz, bem como uma recuperação pós-operatória suav...

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Divulgações

Todos os autores divulgaram todo e qualquer conflito de interesse.

Agradecimentos

Dr. Ravi Kumar Dhawan, Diretor, Khalsa College of Pharmacy, Amritsar, por fornecer orientação e suporte para comprar todos os equipamentos cirúrgicos; Gestão do Conselho de Administração do Khalsa College para fornecimento de fundos; Dr. Harish Kumar Verma, Diretor, Faculdade Khalsa de Ciências Veterinárias e Animais, Amritsar, por fornecer amostra de presente de Cetamina e Xilazina; Dra. Rekha Singh, Departamento de Histopatologia, Fortis Memorial Research Institute, Gurugram para instalações e classificação de histopatologia; Sr. Hemaant Arora, M.D., Universal Diagnostics fornecendo facilidade para avaliação de Troponina I; Dra. Rachna Hora, Professora Associada, Departamento de Biologia Molecular e Bioquímica para técnicas de blotting.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cânula intravenosa de calibre 18Kent scientific, EUA
Cânula intravenosa de calibre 20Kent scientific, EUA
4-0 Sutura de polipropilenoKhanna Cirúrgica
Sutura de seda 6-0Nanak Cirúrgico
8-0 sutura de sedaNanak Cirúrgico
Pinça AdsonNanak Cirúrgico
Aparelho de anestesiaOrquídea Científica
Câmara de indução anestésicaOrquídea Científica
Tesoura curvaNanak Cirúrgico
Tubo de intubação endotraquealKent Scientific, EUA
Creme depilatórioNanak Cirúrgico
Almofada de aquecimentoKent scientific, EUA
Pinça com ganchoNanak Cirúrgico
CetaminaAmostra de presente de KVAS, Amritsar
Micro porta-agulhasNanak Cirúrgico
Luvas de nitrilo Nanak Cirúrgico
Tabela de operação
OtoscópioNanak Cirúrgico
Pinça de ervilhaNanak Cirúrgico
Afastador de costelasNanak Cirúrgico
Pinça retaNanak Cirúrgico
Pinça do estreitoNanak Cirúrgico
Touca de cabelo cirúrgicaNanak Cirúrgico
Máscara cirúrgicaNanak Cirúrgico
Estereomicroscópio cirúrgicoMagnus do Olimpo24B1187Zoom estéreo Microscópio MSZ-TR com suporte de braço boom, taxa de zoom: 1:7 zoom objetivo: 0,65 - 4,5x Ocular 10x/22 mm Ampliação: 6,5 - 45x com 10x ocular iluminação do anel LED
Pinça desdentadaNanak Cirúrgico
TramadolAmostra de presente do hospital Amandeep, ASR
PinçasNanak Cirúrgico
VentiladorRoVent (Kent Scientific,  EUA)RV-04-220Ventilador automático com controle de volume e pressão e aquecimento e monitoramento de temperatura
xilazinaAmostra de presente de KVAS, Amritsar

Referências

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