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Artigo de método

Utilizando biossensores de células inteiras para medir mercúrio iônico em amostras de água

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DOI:

10.3791/68257

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3 de julho de 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratorio de Moléculas Individuales, Laboratorios de Investigación y Desarrollo, Facultad de Ciencias e Ingeniería, Universidad Peruana Cayetano Heredia, 2Kenniscentrum AI, Erasmushogeschool Brussel, 3Open BioLab Brussels, Erasmushogeschool Brussel

Neste artigo

Resumo

Este artigo apresenta protocolos para a utilização de dois biossensores de células inteiras (Mer-Blue e Mer-RFP) para detectar mercúrio iônico. Ao fornecer procedimentos detalhados para sua operação e análise de resultados, o estudo visa facilitar a adoção mais ampla e o desenvolvimento dessas tecnologias para monitorar poluentes específicos.

Resumo

Os biossensores de células inteiras (WCBs) são plataformas instrumentais para descobrir e caracterizar elementos regulatórios e avançar na bioengenharia. Eles também são imensamente promissores para o monitoramento ambiental e alimentar. Embora esforços significativos tenham sido investidos para aumentar sua sensibilidade e portabilidade, a padronização de seu manuseio e análise de dados permanece relativamente subdesenvolvida. Este artigo apresenta um guia abrangente para a utilização de dois WCBs desenvolvidos recentemente, Mer-Blue e Mer-RFP, comprovadamente capazes de detectar mercúrio iônico em níveis abaixo dos limites de água potável da Organização Mundial da Saúde. Os protocolos aqui detalhados abrangem a preparação da cultura microbiana, calibração do sensor, aquisição e análise de dados. Para o biossensor fluorométrico Mer-RFP, um novo teorema de alocação de biossíntese é empregado para identificar o intervalo de tempo para medições de dose-resposta confiáveis e precisas. Para o biossensor colorimétrico Mer-Blue, uma configuração de câmera de baixo custo permite medições rigorosas em ambientes sem espectrofotômetros e fluorímetros caros, facilitando o monitoramento descentralizado da poluição. Os procedimentos usados para testar amostras de água doce são descritos e as limitações desses biossensores em relação aos tipos de amostra são discutidas. Ao compartilhar essas técnicas de manuseio e análise, incentivamos grupos de pesquisa mais amplos a adotar e melhorar esses dispositivos biológicos para desenvolver soluções eficazes de monitoramento ambiental. Em última análise, esta pesquisa visa facilitar a adoção generalizada de tecnologias de biossensores na comunidade de ciências ambientais, contribuindo para um monitoramento mais eficaz e eficiente da poluição por oligoelementos em vários ecossistemas.

Introdução

À medida que crescem as preocupações com a poluição ambiental e a segurança do abastecimento de água e alimentos, os biossensores surgiram como uma alternativa atraente e acessível aos métodos tradicionais de química analítica. Os metais pesados são poluentes altamente tóxicos que têm se tornado cada vez mais prevalentes devido às atividades humanas 1,2,3,4. No entanto, os métodos convencionais de detecção5 são muitas vezes dispendiosos e inacessíveis.

Os WCBs sensíveis ao mercúrio aproveitam a notável especificidade e sensibilidade do fator de transcrição MerR 6,7,8. Em sua função nativa, o MerR regula a expressão de proteínas efetoras, cuja atividade desintoxicante confere resistência ao mercúrio9. A capacidade do MerR de regular a expressão gênica de maneira dependente do mercúrio foi reaproveitada para a regulação de proteínas repórter em sistemas de detecção de mercúrio 10,11,12,13,14,15,16. Apesar da pesquisa promissora, esses WCBs ainda não foram adotados para monitoramento no mundo real. Fatores como fragilidade biológica, requisitos de manuseio especializado e ausência de protocolos padronizados e materiais de referência certificados têm dificultado a aplicação prática 17,18,19,20.

Um sistema WCB para detecção de mercúrio iônico foi desenvolvido usando MerR acoplado a duas proteínas repórter diferentes. O Mer-Blue expressa uma proteína cromogênica e serve como um biossensor colorimétrico, permitindo a detecção visual ou baseada em câmera. O Mer-RFP, um biossensor fluorescente, permite o monitoramento contínuo do acúmulo de sinal. Ao controlar cuidadosamente o tempo de exposição da amostra durante a fase de crescimento, uma reprodutibilidade robusta foi alcançada em ambos os sistemas15.

Este artigo apresenta protocolos detalhados para operar o Mer-Blue e o Mer-RFP, juntamente com uma análise abrangente de suas saídas de sinal. Para Mer-RFP, a análise é baseada em um teorema recentemente introduzido de alocação de biossíntese de proteínas21. Para o Mer-Blue, a análise colorimétrica pode ser digitalizada usando software de processamento de imagem, como o ImageJ. Para garantir configurações consistentes de aquisição de imagem, é apresentada uma configuração de câmera DIY de baixo custo chamada PelletCam. Em ambos os casos, é fornecido um software automatizado para facilitar a operação. Ao compartilhar metodologias experimentais acessíveis e padronizadas e técnicas de análise de dados, a adoção mais ampla de WCBs é incentivada para o desenvolvimento de soluções de monitoramento baseadas em biossensores confiáveis e econômicas.

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Protocolo

Os reagentes e os equipamentos utilizados neste estudo estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação de soluções iônicas de mercúrio

  1. Pese uma pequena massa de pó de HgBr2 (normalmente entre 0,1 e 0,2 g) usando luvas de proteção apropriadas e uma máscara para evitar a inalação e a exposição da pele.
  2. Calcular a quantidade de água necessária para obter uma solução de 4 mM dissolvendo a massa medida de pó sólido em ddH2O, utilizando a fórmula:
    figure-protocol-1
    NOTA: O volume esperado é próximo a 100 mL; Pode ser utilizada uma fórmula simplificada:
    figure-protocol-2
    1. Alternativamente, ao usar HgCl2, aplique a fórmula:
      figure-protocol-3
  3. Conservar a solução-mãe num recipiente hermeticamente fechado em ambiente refrigerado (4 °C) para evitar a evaporação.
  4. Prepare diluições seriadas antes de cada ensaio de titulação, começando com 1 mL de 2 mM Hg2+ e diluindo até 40 nM, conforme mostrado na Tabela 1.
    NOTA: A concentração de mercúrio iônico pode mudar durante o armazenamento, provavelmente devido à redução espontânea e evaporação do mercúrio elementar (Hg °). Embora a refrigeração e o uso de recipientes herméticos de alta qualidade possam reduzir esses efeitos, evite usar soluções armazenadas por mais de 6 semanas - especialmente para concentrações de 250 nM de Hg2+ ou menos.

2. Preparando o meio M9

  1. Dissolver os pós reagentes em frascos separados, utilizando água ultrapura, para preparar as seguintes soluções-mãe: M9 5×, 1 M MgSO4, 1 M CaCl2, 20% (p/v) de glicose e 20% (p/v) de ácidos Casamino.
  2. Em um frasco de vidro de 500 mL ou 1 L, misture 50 mL de M9 5×, 2,5 mL de ácidos Casamino a 20% (p/v) e adicione água ultrapura até atingir um volume total de 246.475 mL.
  3. Autoclave a mistura e as soluções de reserva acima indicadas a 121 °C durante 20 min.
  4. Deixe todas as soluções esfriarem completamente para evitar a precipitação de CaCl2.
  5. Adicione à mistura resfriada: 25 μL de CaCl2 1 M, 500 μL de MgSO4 1 M e 3 mL de glicose a 20% (p / v).
    NOTA: Isso resulta em um meio M9 ricamente suplementado com as seguintes concentrações finais: 0,24% (p / v) de glicose, 0,2% (p / v) de ácidos Casamino, 2 mM MgSO4, 1 mM CaCl2, 3 g / L KH2PO4, 0,5 g / L NaCl, 6,78 g / L Na2HPO4, 1 g / L NH4Cl.

3. Ativando o biossensor Mer-Blue / Mer-RFP

  1. Use células Escherichia coli DH5α transformadas com o plasmídeo pUC-Mer-RFP ou pUC-Mer-Blue (consulte a Tabela de Materiais).
  2. Prepare uma placa de Petri LB-agar contendo 100 μg / mL de ampicilina.
  3. Células de sementes de um estoque de glicerol criopreservado na placa de ágar LB usando o método de estrias.
  4. Incubar a placa durante a noite a 37 °C.
  5. No dia seguinte, escolher uma única colônia da placa de ágar-LB para inocular uma cultura de 10 mL usando meio M9 (Figura 1A).
  6. Incubar a cultura a 37 °C com agitação constante a 220 rpm durante a noite (~16 h) (Figura 1B).

4. Experiência de titulação utilizando Mer-RFP

  1. Medir a densidade óptica da cultura bacteriana durante a noite a 600 nm (OD600).
  2. Calcular o volume da cultura durante a noite necessário para atingir uma DO600 de 0,05 num volume total de 10 ml de meio fresco M9 utilizando a fórmula:
    figure-protocol-4
    onde C1 é o OD600 da cultura noturna e V1 é o volume a ser retirado dela.
  3. Centrifugar V1 ml do pré-inóculo a 3500 × g durante 5 min. Descarte o meio M9 antigo e ressuspenda o pellet bacteriano em 10 mL de meio M9 fresco (Figura 1C).
  4. Adicione 195 μL da cultura ressuspensa a cada poço de uma microplaca de 96 poços. Certifique-se de que cada microcultura seja preparada em triplicado para medições precisas.
  5. Adicione 5 μL de soluções de mercúrio iônico de 40 nM a 40 μM, conforme descrito na etapa 1, a cada poço para atingir concentrações finais variando de 1 nM a 1 μM (Figura 1D).
  6. Coloque a microplaca em um leitor de microplacas multimodo com controle de temperatura, ajustado para os seguintes parâmetros (Figura 1E) - Temperatura: 37 °C, Agitação: Agitação constante a 60 rpm, Intervalo de tempo: Leia a cada 15 min por 16 h, Medição de densidade óptica: Leia a 600 nm, Medição de fluorescência: Excitação a 570 nm e emissão a 615 nm.
  7. Após completar o período de incubação de 16 horas, colete os dados do leitor de microplacas (Figura 1F).

5. Análise de dados para resultados do Mer-RFP

  1. Use o software de planilha preferido ou ferramentas de gerenciamento de dados para visualizar os valores brutos de OD600 ao longo do tempo para todas as culturas individuais (Figura 1G). Verificar se o fim da fase de latência e o início da fase estacionária ocorrem aproximadamente ao mesmo tempo em todos os replicados dentro de cada condição de concentração de mercúrio. Exclua quaisquer culturas que se desviem em mais de 1 h do tempo médio.
  2. Calcular a DOmédia de 600 para cada ponto temporal em todos os replicados dentro de cada condição de concentração de mercúrio. Para cada condição de cultura triplicada, uma única curva de crescimento OD600 média e três saídas de intensidade fluorescente estarão disponíveis em diferentes momentos.
  3. Plote o OD médio600 vs. Tempo para a cultura sem mercúrio. Identifique visualmente e selecione o intervalo de tempo em que a taxa de crescimento é positiva (consulte a Figura 2). Exclua os pontos de dados restantes de todas as culturas.
  4. Para cada cultura, calcule a taxa de crescimento específico em cada momento, encontrando a alteração do OD600 em relação ao momento anterior e dividindo essa alteração pelo valor do OD600 nesse momento, utilizando a seguinte fórmula:
    figure-protocol-5
  5. Da mesma forma, calcule a taxa de produção de fluorescência específica para cada cultura encontrando a mudança na intensidade de fluorescência do ponto de tempo anterior e dividindo essa mudança pelo valor OD600 nesse momento, usando a fórmula:
    figure-protocol-6
  6. Para cada cultura, representar graficamente a taxa de crescimento específico em relação à taxa de produção de fluorescência (ver figura 3). Identifique um intervalo linear dentro dos pontos de tempo tardios. Exclua os pontos de tempo iniciais até que uma regressão linear com o R2 mais alto, com base em um mínimo de 12 pontos (aproximadamente 3 h), seja alcançada.
    NOTA: A inclinação desta regressão linear representa a fração de expressão, ou seja, a proporção da síntese proteica total alocada à proteína repórter21.
  7. Para todas as culturas, extraia tendências lineares de aproximadamente o mesmo intervalo de tempo e registre o valor da inclinação para cada condição.
    NOTA: Alcançar o valor R2 mais alto possível em todas as culturas usando o mesmo intervalo de tempo pode exigir várias tentativas. Para análise automatizada, o seguinte Jupyter Notebook (estrutura do Google Colab) está disponível em https://github.com/frank-britto/Mer_RFP. Este caderno serve como um modelo para otimizar a extração de tendências lineares e perfis adicionais de dose-resposta.
  8. Pegue a inclinação média entre as réplicas para cada concentração de mercúrio.
  9. Representar graficamente os valores médios de inclinação em relação à concentração de mercúrio (ver figura 4A). Ajuste uma função Hill aos dados:
    figure-protocol-7
    Onde: fRFP é a fração de expressão para a Proteína Fluorescente Vermelha, H representa a expressão máxima possível para o circuito, [Hg2+] é a concentração de mercúrio iônico, kHg está relacionado à afinidade pelo mercúrio iônico, n é o coeficiente de Hill que expressa a cooperatividade da resposta ao Hg2+.

6. Experiência de titulação utilizando o biossensor Mer-Blue

  1. Centrifugar uma cultura densa durante a noite, obtida conforme descrito no passo 3, a 3 500 × g , durante 10 min.
  2. Rejeitar o meio M9 gasto e ressuspender o sedimento bacteriano em meio M9 fresco até um OD600 de 1,0. Certifique-se de que um mínimo de 5 mL de cultura nessa densidade seja obtido (Figura 1C).
    NOTA: Se não estiver disponível um espectrofotómetro, aproximar as condições iniciais ressuspendendo o sedimento bacteriano num volume de meio M9 fresco igual ao dobro do volume original da cultura densa.
  3. Adicione 9,5 mL de meio M9 e 10 μL de uma solução estoque de ampicilina a 100 mg / mL aos tubos de cultura de vidro esterilizados (Figura 1H).
  4. Inocular o meio M9 suplementado com 500 μL da cultura do biossensor preparada na etapa 6.2 (OD600 = 1,0).
  5. Adicione 10 μL das soluções de mercúrio iônico preparadas (consulte a etapa 1) para atingir as concentrações finais de 0 nM, 1 nM, 2 nM, 5 nM, 10 nM, 25 nM, 50 nM, 100 nM, 125 nM e 250 nM.
  6. Incubar as culturas a 37 °C durante 16 h com agitação vigorosa a 220 rpm (figura 1I).

7. Aquisição e análise de dados para resultados Mer-Blue

  1. Transfira aproximadamente 1,3 mL de cada cultura para um microtubo de 1,5 mL (Figura 1J).
  2. Centrifugue os microtubos em velocidade máxima por 3 min para obter pellets apertados. Descarte o sobrenadante.
  3. (Opcional) Para obter pellets maiores, repita a centrifugação e a remoção do sobrenadante até seis vezes.
  4. Fotografe o fundo de cada microtubo, focando no pellet (Figura 1K). Use um suporte de microtubo e um tripé ou uma PelletCam (consulte a etapa 8) para garantir configurações consistentes e reproduzíveis de orientação, iluminação e cor em todas as imagens (consulte a Figura 5).
  5. Determine os valores de intensidade de cor de cada imagem de pellet nos canais vermelho, verde e azul (RGB).
    1. Se estiver usando ImageJ: Carregue a imagem e navegue até Image > Type > RGB Stack para criar uma pilha de três fatias (canais vermelho, verde e azul). Use a ferramenta de seleção para desenhar uma região de interesse (ROI) ao redor da área do pellet. Navegue até Analisar > Medir para obter os valores médios de intensidade para a área selecionada em cada canal.
    2. Se estiver usando PelletCam: Abra o arquivo .csv que contém os valores médios de intensidade de cor para uma área representativa de nove pixels da imagem pellet.
  6. Calcule a resposta do biossensor para cada amostra calculando a distância euclidiana no espaço RGB em relação a uma imagem de pellet de referência branca ( E. coli não transformada), conforme descrito anteriormente22, usando a equação:
    figure-protocol-8
    Aqui, a amostra R, aamostra G e a amostra B representam as intensidades médias de cor de cada canal RGB na área selecionada da imagem do pellet da amostra do biossensor, enquanto Rref, Gref e Bref denotam os valores correspondentes para um pellet de referência de E. coli não transformada.
  7. Representar graficamente as distâncias euclidianas calculadas em função das concentrações de mercúrio iónico correspondentes (ver figura 6). Ajuste uma função Hill aos dados (consulte a Figura 4B) usando a seguinte equação:
    figure-protocol-9
    Aqui, E é a distância euclidiana, H representa a coloração máxima possível para o circuito, [Hg2+] é a concentração de mercúrio iônico, kHg está relacionado à afinidade pelo mercúrio iônico e n é o coeficiente de Hill que expressa a cooperatividade da resposta ao Hg2+.

8. Construindo uma PelletCam

  1. Baixe os arquivos para construir um sistema de microcontrolador fechado para medição de cor em pellets bacterianos do site (https://github.com/EhbAIGit/PelletCam-OPENBIOLAB-AI).
    NOTA: Conhecimentos básicos de corte a laser, impressão 3D, ESP32 e Arduino são úteis. Um guia introdutório ao ESP32-CAM está disponível em (https://lastminuteengineers.com/getting-started-with-esp32-cam/?utm_content=cmp-true). Recomenda-se adquirir o ESP32-CAM junto com o adaptador MB para facilitar a programação. Para usuários não familiarizados com o ESP32, é recomendável seguir o tutorial https://lastminuteengineers.com/esp32-arduino-ide-tutorial/ primeiro.
  2. Use o LasercutterBox.ai file para cortar e gravar um multiplex de 3 mm com um cortador a laser.
  3. Construa as peças a partir do arquivo ESP32SET.stl com uma impressora 3D. Este arquivo .stl pode ser importado diretamente por quase todos os softwares de impressora 3D; por exemplo, Bambu studio (https://bambulab.com/en/download/studio).
  4. Instale o ESP32 (módulo de câmera Bluetooth WiFi ESP32-CAM-MB 2640) colocando o .cpp e .h e .ino files em uma única pasta. Em seguida, abra o arquivo .ino com o software Arduino IDE e clique em >Upload. Uma vez carregado, o ESP32 será iniciado automaticamente.
  5. Neste ponto, o usuário deve ser capaz de se conectar ao ponto de acesso WiFi chamado >PELLET e senha >PELLETCAM, conforme especificado no arquivo .ino do ESP32. O endereço IP da PelletCam será exibido no monitor serial do Arduino IDE. Abra um navegador da Web e navegue até o endereço: http://192.168.4.1.
    NOTA: Isso permitirá visualizar a imagem ou tirar uma nova imagem (>CAPTURAR FOTO), girar a imagem (>GIRAR) ou definir a luminância da faixa de LED (>LEDs).
  6. Conecte o ESP32 Arduino à faixa de LED (NeoPixel Stick - LED RGB 8 x 5050 com drivers integrados) e um cabo USB de 5V de acordo com o esquema no arquivo InstallationManual.pptx.
  7. Use uma pistola de cola para colar o ESP32 e a faixa de LED nos suportes impressos em 3D.
  8. Insira um microtubo com fundo colorido (ou um pellet bacteriano) na frente impressa em 3D da PelletCam. Posicione o suporte ESP32-LED aproximadamente 5 cm mais longe e tire uma foto através do web. Se for obtida uma imagem nítida e devidamente iluminada, cole o suporte ESP32-LED na parte inferior da caixa de madeira. Caso contrário, ajuste a distância entre a frente e o suporte do LED ESP32 e repita o procedimento até obter uma distância satisfatória.
  9. Monte a caixa usando fita adesiva e colando todas as peças com cola de madeira.
  10. Conecte a PelletCam através do cabo USB a uma fonte de alimentação USB que possa fornecer pelo menos 1 A.
    NOTA: Certifique-se de ter o Python 3.9 ou uma versão posterior instalada.
  11. Abra um prompt de comando ou janela de terminal. Navegue até o diretório que contém o arquivo pellet.py . Execute o script usando o comando >python pellet.py.
  12. Se o script pellet.py não puder ser executado, pode ser devido à falta de bibliotecas do Python. Instale as bibliotecas necessárias usando o comando >pip install pillow tkinter pathlib statistics. Para obter orientação adicional para configurar seu próprio sistema, consulte o documento PelletCam Example.docx.

9. Medição de amostras de água ambiental

  1. Colete amostras de fontes ambientais, como rios ou lagoas, e armazene-as em recipientes herméticos em baixas temperaturas para minimizar a evaporação. Para obter detalhes, consulte a seção Discussão.
  2. Centrifugar as amostras a 3.500 × g por 10 min para sedimentar areia e detritos orgânicos, isolando a fração aquosa.
  3. Esterilize a amostra clarificada usando um filtro de seringa de 0,22 μm.
    NOTA: Evite a esterilização por calor, pois o mercúrio é volátil e pode evaporar durante o processo.
  4. (Opcional) Preparar uma alíquota acidificada separada adicionando 5% de HCl para medição independente, utilizando técnicas de química analítica normalizadas. Use apenas a amostra não acidificada para ensaios de biossensores.
  5. Misture 5 mL da amostra ambiental filtrada estéril com 4,5 mL de meio 2× M9, resultando em uma diluição de 1:2 da amostra.
  6. Inocular a mistura diluída de meio de amostra com 0,5 ml de uma cultura durante a noite (preparada conforme descrito no passo 5.4). Essa inoculação corresponde a uma diluição de 20 vezes da cultura, resultando em uma OD600 de 0,05 para iniciar o ensaio.
    1. Se estiver usando Mer-RFPT, transfira 200 μL da mistura de meio de amostra para um poço de microplaca e inicie as medições usando um leitor de microplacas, conforme descrito na etapa 3.6.
    2. Se estiver usando Mer-Blue: Incubar a mistura de 10 mL de meio de amostra a 37 °C por 16 h com agitação vigorosa a 220 rpm, conforme descrito na etapa 5.6.

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Resultados

Ambos os biossensores não exibem expressão basal detectável de suas respectivas proteínas repórter em condições livres de mercúrio. As culturas Mer-Blue normalmente começam a exibir coloração visível a olho nu entre 6-8 h após a inoculação em concentrações de HgBr2 de 25 nM e acima. Quando conduzidos adequadamente, os experimentos de titulação usando Mer-RFP ou Mer-Blue produzem respostas que se encaixam em uma função de Hill com um coeficiente de Hill próximo a 1, indicando comportamento de ligação não cooper...

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Discussão

Os circuitos biossensores utilizados aqui são idênticos, diferindo apenas na proteína repórter. Ambos são totalmente codificados em plasmídeos de alta cópia, permitindo sua implantação em células de Escherichia coli de várias cepas. Embora funcional em células de cepa de E. coli B, um sinal colorido mais forte de Mer-Blue foi observado em cepas K-12, especificamente DH5α e células de E. coli quimicamente competentes15.

Observamos que alcançar ...

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Agradecimentos

Esta pesquisa é apresentada graças ao apoio do Programa Nacional de Investigación Científica y Estudios Avanzados PROCIENCIA através do programa EF-041-2024-01 "Proyectos de Investigación aplicada", contrato de subvenção PE501086520-2024-PROCIENCIA. O desenvolvimento dos biossensores de mercúrio foi financiado pelo VLIR-UOS por meio do código de concessão da South Initiative PE2020SIN292B122. MD agradece a VLIRUOS, DGD e ao Conselho das Universidades Flamengas de Ciências Aplicadas e Artes pela bolsa XREI no âmbito do projeto Global Minds BE2017GMHVLHC106.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Madeira multiplex de 3 mm de espessuraMuitos distribuidores
Cabo USB de 5 VMuitos distribuidores
96 poços de poliestireno de fundo plano transparente Microplacas tratadas com TC Pó deCorning3599
HiMediaGRM026
AmpicilinaGold Biotechnology, Inc.A-301-100
CaCl2Millipore208290
Casamino ÁcidosCalbiochem2040OP
D-(+)-GlucoseCentral Drug House (P) Ltd.506250
ESP32-CAM-MB 2640 Bluetooth WiFi Módulo de Câmera USB para Porta Serial Placa de Desenvolvimento Auto Download (Tipo C)Muitos distribuidores
Tubos de cultura de vidroCorning9825
HgBr2, Brometo de mercúrio (II)Merck200085
HgCl2< / sub>, Cloreto de mercúrio (II)Merck21465
Caldo Luria (Miller)Sigma-AldrichL3522
M9 sais mínimosSigma-AldrichM6030
MgSO4HiMediaGRM684
NeoPixel Stick - 8 x 5050 RGB LED com Drivers IntegradosAdafruit1426
Plasmid: pUC-Mer-Blue Nossogrupo-Sequênciacompleta disponível em https://www.mdpi.com/article/10.3390/bios14050246/s1
Plasmídeo: pUC-Mer-RFP Nossogrupo-Sequênciacompleta disponível em https://www.mdpi.com/article/10.3390/bios14050246/s1
Filtros de seringa, hidrofílicos, tamanho de poro 0,22 mícronsMilliporeSLGV004SLPara esterilizar amostras ambientais.
ágar

Referências

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