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Artigo de método

Coleta de fluido de lavagem nasal murina sem contaminação do sangue

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DOI:

10.3791/68451

⸱

11 de julho de 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Microbiology, Kindai University Faculty of Medicine, 2Department of Arts and Sciences, Kindai University Faculty of Medicine

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

O presente protocolo descreve um novo método para evitar a contaminação do sangue no líquido de lavagem nasal murino (NLF). Como esse método garante a coleta de NLF sem contaminação do sangue, ele permite detecções mais precisas de componentes imunológicos e vários patógenos respiratórios.

Resumo

Amostras das vias aéreas superiores, incluindo fluido de lavagem nasal (NLF) e swabs nasais, são úteis na detecção de patógenos, incluindo vírus e bactérias, que podem causar doenças respiratórias. A NLF tem sido usada para examinar componentes celulares e humorais no sistema respiratório, por exemplo, na avaliação da indução de imunoglobulina (Ig) A após vacinações de mucosa. Em roedores experimentais, as amostras de NLF podem ser coletadas por via transfaríngea ou transtraqueal. Embora a via transfaríngea tenha sido relatada como mais eficiente na coleta de amostras de NLF do que a via transtraqueal, as amostras de NLF coletadas pela via transfaríngea eram frequentemente contaminadas com sangue, afetando os níveis de conteúdo celular e humoral nas amostras originais de NLF. Assim, este estudo teve como objetivo estabelecer um novo método de coleta de NLF em camundongos experimentais para minimizar a contaminação do sangue. Resumidamente, antes que a mandíbula inferior do camundongo fosse separada, bolas de algodão foram colocadas na boca para absorver o sangue. Quando o sangramento foi interrompido, as amostras de NLF foram coletadas inserindo uma micropipeta na coana e lavando com 200 μL de solução salina tamponada com fosfato duas vezes (volume final: 400 μL/camundongo). Para detectar a contaminação do sangue, foi utilizado um teste forense de luminol simples e sensível que detecta hemoglobina. O teste de luminol demonstrou que a contaminação do sangue foi detectável nas amostras de NLF colhidas pelo método convencional (sem bolas de algodão), mas não naquelas colhidas pelo novo método (com bolas de algodão). Devido à contaminação do sangue, as concentrações totais de IgA e IgG nas amostras de NLF foram maiores no método convencional do que no novo método; sabe-se que o sangue contém níveis muito mais altos de IgA e IgG do que NLF. Portanto, este método exclusivo pode ser usado como um método simples e sensível para coletar amostras de NLF de camundongos experimentais para evitar a contaminação do sangue.

Introdução

Tanto na pesquisa clínica quanto na básica, os métodos apropriados de coleta de amostras são mais cruciais para avaliar os resultados. A lavagem nasal é uma técnica de irrigação utilizada para analisar os componentes celulares e humorais do trato respiratório 1,2,3. Clinicamente, o fluido de lavagem nasal (NLF) tem sido usado como uma amostra não invasiva eficaz para a descoberta de biomarcadores, com vários estudos apoiando seu uso em várias doenças respiratórias, incluindo sinusite, fibrose cística e distúrbios respiratórios gerais 4,5,6,7. Em animais experimentais, a NLF também tem sido usada para estudar modelos de doenças respiratórias, incluindo influenza, doença do coronavírus-2019 (COVID-19) e doença alérgica 3,8,9. Esse método é amplamente utilizado para determinar os principais biomarcadores inflamatórios, como células polimorfonucleares e citocinas, que são frequentemente examinados como indicadores de respostas a alérgenos, asma e infecções respiratórias 10,11,12. Mais recentemente, para investigar a eficácia e segurança de potenciais candidatos a vacinas intranasais, amostras de NLF foram frequentemente coletadas de animais experimentais, e os níveis de patógeno e imunoglobulina (Ig) em amostras de NLF foram quantificados como indicadores13.

Em camundongos experimentais, a NLF pode ser coletada usando o método transfaríngeo ou transtraqueal. No método transfaríngeo, a cabeça murina, incluindo a região palatofaríngea, foi separada da laringe e, em seguida, um cateter foi inserido através da abertura faríngea na coana para injetar solução salina tamponada com fosfato (PBS) e coletar NLF da narina14. O método transtraqueal obteve acesso ao trato respiratório através da traqueia sem cortar a cabeça, e o NLF foi coletado da narina, minimizando o risco de contaminação do sangue. Embora esses dois métodos primários tenham sido empregados para coleta de NLF em camundongos experimentais, ambos os métodos convencionais têm suas próprias limitações. O método transtraqueal demonstrou produzir quantidades menores de NLF do que o método transfaríngeo devido ao vazamento de fluido de lavagem transtraqueal para a cavidade oral. O estudo anterior mostrou que, após a injeção de PBS, os volumes de líquidos recuperados em NLF foram de 70%-80% e 90%-100% nos métodos transtraqueal e transfaríngeo, respectivamente14. Embora o método transfaríngeo possa ser considerado melhor com maiores quantidades de NLF do que o método transtraqueal, a contaminação sanguínea durante o procedimento foi inevitável até certo ponto14,15. Da mesma forma, vários estudos relataram que as amostras de NLF eram frequentemente contaminadas com altos níveis de proteínas do soro sanguíneo 16,17,18. Isso pode interferir na detecção e quantificação de biomarcadores específicos da NLF para doenças respiratórias19. Isso também pode afetar as concentrações de Ig, particularmente IgA e IgG, em amostras de NLF, uma vez que o sangue contém maiores quantidades de IgA e IgG do que NLF.

Para enfrentar esses desafios, este estudo teve como objetivo estabelecer um método transfaríngeo único, simples e confiável para coletar amostras de NLF de camundongos experimentais, maximizando o rendimento da amostra e minimizando a contaminação do sangue. Durante os processos experimentais, bolas de algodão foram colocadas na boca do camundongo para inibir a contaminação do sangue e, em seguida, o PBS foi injetado para coletar amostras de NLF da narina. Os níveis de contaminação sanguínea na NLF foram determinados por meio de uma técnica forense, quimioluminescência baseada em luminol, que permite a semiquantificação dos níveis de hemoglobina (Hb) em amostras de NLF; a reação de luminol em NLF coletada pelo novo método foi negativa. Assim, o novo método atual pode melhorar a qualidade da amostra de NLF para vários experimentos biológicos, como ensaios de imunoabsorção enzimática de anticorpos (ELISAs), perfis de citocinas, determinações de biomarcadores imunológicos e médicos e modelos de doenças respiratórias murinas.

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Protocolo

Todos os procedimentos experimentais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Faculdade de Medicina da Universidade de Kindai e realizados de acordo com os critérios descritos pelo National Institutes of Health (NIH)20. Camundongos C57BL/6 machos de 4 meses de idade foram usados neste estudo. As informações sobre reagentes e equipamentos utilizados neste estudo estão listadas na Tabela de Materiais.

1. Coleção NLF

  1. Eutanasiar um camundongo com isoflurano21 a 5% seguindo protocolos aprovados institucionalmente.
  2. Coloque o mouse de costas em uma placa cirúrgica e fixe-o prendendo os quatro membros.
  3. Retire o sangue do coração usando uma seringa de 1 mL.
  4. Abra a cavidade abdominal usando uma tesoura para expor os órgãos viscerais e o diafragma.
  5. Incise o diafragma e as costelas usando uma tesoura para tornar visível o átrio direito.
  6. Perfure o átrio direito usando uma tesoura para remover ainda mais o sangue.
  7. Coloque três bolas de algodão na boca do animal enquanto puxa a língua.
  8. Separe a mandíbula inferior usando uma tesoura enquanto levanta a cabeça (posição do nariz para cima) para inibir a contaminação do sangue na NLF.
  9. Substitua as bolas de algodão por novas para evitar a contaminação do sangue.
  10. Após a interrupção do sangramento, injete 200 μL de PBS estéril na coana e colete o NLF ejetado das narinas em um tubo de 1,5 mL.
  11. Repita a etapa 1.10 mais uma vez.

2. Detecção de contaminação do sangue por quimioluminescência de luminol

  1. Dissolva 1 mg de luminol e 5 mg de peróxido de sódio (Na2O2) com 1 mL de água estéril usando um tubo de 1,5 mL para fazer a solução estoque.
    NOTA: A concentração final é de 1 mg/mL de luminol e 5 mg/mL de Na2O2.
  2. Cubra o tubo com papel alumínio e guarde-o a 4 °C até o uso.
  3. Dilua a solução estoque 10 vezes com água deionizada para fazer uma solução de trabalho.
    NOTA: A concentração final é de 0,1 mg/mL de luminol e 0,5 mg/mL de Na2O2.
  4. Pipetar 2 μL das amostras NLF em poços de uma placa de 96 poços.
  5. Adicione 100 μL da solução diluída de luminol a cada poço.
  6. Agite brevemente a placa de 96 poços para misturar as amostras com a solução de luminol.
  7. Observe diretamente a quimioluminescência do luminol no escuro.
  8. Semiquantificar a concentração de Hb utilizando um luminómetro, se necessário.

3. Quantificação de IgA e IgG por ELISAs

  1. Revestir poços de placas de 96 poços com 100 μL/poço de um anticorpo total anti-camundongo IgA (20 ng/poço; 200 ng/mL) ou IgG (10 ng/poço; 100 ng/mL) (ver Tabela de Materiais).
  2. Selar as placas e incubá-las a 4 °C durante a noite.
  3. Lave as placas três vezes com 300 μL / poço de um tampão de lavagem contendo 0,05% de Tween 20 em PBS de cada vez e, em seguida, seque as placas em papel toalha.
  4. Adicione 200 μL de um diluente de ensaio contendo 10% de soro fetal bovino (FBS) e 0,2% de Tween 20 em PBS a cada poço.
  5. Incubar as placas à temperatura ambiente (RT) durante 60 min.
  6. Aspire o diluente do ensaio e, em seguida, seque as placas em papel toalha.
  7. Prepare 100 ng/mL de um padrão de IgA ou IgG de camundongo com o diluente de ensaio e faça diluições seriadas duplas: 50 ng/mL, 25 ng/mL, 12,5 ng/mL, 6,25 ng/mL, 3,13 ng/mL, 1,56 ng/mL e 0,78 ng/mL.
    NOTA: O volume necessário de cada padrão é de 100 μL por poço.
  8. Diluir as amostras com o diluente de doseamento nas diluições adequadas: soro (104 a 106), NLF (10, 50, 200 e 500) e LBA (101 a 104).
    NOTA: O volume necessário de cada amostra é de 100 μL por poço.
  9. Adicione 100 μL de padrões e amostras de IgA ou IgG aos poços apropriados.
  10. Incubar as placas em RT durante 75 min.
  11. Lave as placas três vezes com 300 μL / poço do tampão de lavagem de cada vez e, em seguida, seque as placas em papel toalha.
  12. Diluir um anticorpo F(ab')2 de ratinho conjugado com peroxidase (ver Tabela de Materiais) com o diluente de ensaio na diluição apropriada: 10 Diluição de4 vezes.
    NOTA: O volume necessário é de 100 μL por poço.
  13. Adicione 100 μL do anticorpo F (ab') 2 de camundongo conjugado com peroxidase diluída a cada poço.
  14. Incubar as placas em RT durante 75 min.
  15. Lave as placas cinco vezes com 300 μL/poço do tampão de lavagem de cada vez e, em seguida, seque as placas em torres de papel.
  16. Adicione 100 μL de uma solução de substrato contendo tetrametilbenzidina (TMB) e peróxido de hidrogênio a cada poço.
  17. Incube as placas em RT por 5 min.
  18. Adicione 50 μL de uma solução de parada, ácido sulfúrico 2 N (2N H2SO4), a cada poço.
  19. Medir a absorvância a 450 nm utilizando um leitor de microplacas.
  20. Determine as concentrações de IgA e IgG em cada amostra utilizando as curvas padrão.

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Resultados

Usando o método convencional ou novo, amostras de NLF foram coletadas de camundongos C57BL/6 por via transfaríngea. Conforme mostrado na Figura 1, as amostras de NLF coletadas pelo método convencional eram levemente tingidas de rosa (Figura 1A); as amostras de NLF coletadas pelo novo método eram claras (Figura 1B). Como a diferença parecia resultar da contaminação do sangue nas amostras de NLF pelo método convencional, a contaminaçã...

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Discussão

A lavagem nasal é uma técnica valiosa para a aquisição de informações bioquímicas, citológicas e biológicas em doenças respiratórias, como influenza e COVID-1923. Além de identificar várias células infiltrantes, a composição não celular do trato respiratório pode ser examinada a partir das amostras de NLF usando vários métodos, como ELISAs, immunoblot e reação em cadeia da polimerase quantitativa 1,19,24

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Agradecemos a Seiichi Omura, Ph.D., Cong Thanh Nguyen, M.D., Ph.D., Kota Moriguchi, M.D., Ph.D., Reona Shiro, M.D., e Sandesh Rimal, M.S., Departamento de Microbiologia, Faculdade de Medicina da Universidade de Kindai, e Hirotaka Ebina, Ph.D., Shinya Okamura, Ph.D., e Yasuo Yoshioka, Ph.D., Grupo de Vacinas de Vírus, BIKEN Innovative Vaccine Research Alliance Laboratories, Instituto de Pesquisa de Doenças Microbianas, Universidade de Osaka, para discussões úteis. Também expressamos nossa gratidão aos membros do Instituto de Pesquisa em Ciências da Vida, da Universidade de Kidai, por sua excelente assistência técnica. Este trabalho foi apoiado pelo Ministério da Educação, Cultura, Esportes, Ciência e Tecnologia do Japão, por meio da Bolsa de Estudo Monbukagakusho (MEXT, 2021-2025) (IA), Subsídio de Auxílio para Pesquisa Científica KAKENHI da Sociedade Japonesa para a Promoção da Ciência (JSPS) JP23K06493 (FS), JP21K07287 / JP24K10500 (AMP) e JP22K18378 / JP24K10163 (TI), e Kindai University Research Enhancement Grant KD2406 (FS) e KD2506 (IT).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Agulha de fixação para animaisNatsume Seisakusho Co., Ltd., Tóquio, JapãoKN-358-AFixamos um rato com agulhas de fixação para animais. Aço inoxidável; comprimento total, 23 mm; e ponta da agulha, 15 mm.
BD OptEIATM  Conjunto de Reagentes de Substrato TMBBD Biosciences, San Diego, CA, EUA555214Adicionamos 100 μ L de solução de substrato TMB por poço.
CampânulaNANA Usamosuma campânula para anestesia.
Placas Imunológicas Não Estéreis de 96 Poços de Fundo Plano Transparente ThermoFisher Scientific, Rochester, NY, EUA442404Usamos placas imunológicas não estéreis de 96 poços transparentes de fundo plano com tratamento de superfície MaxiSorp para ensaios de imunoabsorção enzimática.
Bola de algodãoSansho Co., Ltd., Tóquio, Japão94-1951Usamos bolas de algodão para evitar a contaminação do sangue. O diâmetro das bolas de algodão foi de 7 mm.
Soro fetal bovinoSigma-Aldrich Co., St. Louis, MO, EUA172012-500 MLAdicionamos 10% de soro fetal bovino ao diluente do ensaio.
Fórceps (micro pinças para experimentos de pesquisa, ponta curva)Sansho Co., Ltd., Tóquio, Japão91-1506Usamos fórceps para dissecação. Modelo, HSC 551-10; e em todo o comprimento, 105 mm.
Fórceps (pinças de precisão)Sansho Co., Ltd., Tóquio, Japão91-2772Usamos fórceps para dissecação. Modelo, HSC 607-12; em todo o comprimento, 120 mm; e diâmetro da ponta, 0,3 mm.
IgA-UNLB Anti-Rato de CabraSouthernBiotech, Birmingham, AL, EUA1040-01Nós revestimos Placas Imuno Não Estéreis de Fundo Plano Transparente de 96 Poços com 100 μ L/poço (20 ng/poço) de imunoglobulina A total.
Isoflurano Viatris Inc., Canonsburg, PA, EUANAUsamos isoflurano para anestesia.
Conjunto de reagentes de retração de luminolFUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation, Osaka, Japão124-06511Usamos um conjunto de reagentes de reação de luminol para detectar hemoglobina em amostras de NLF.
MicrotubeWatson Co., Ltd., Tóquio, Japão131-7155CUsamos microtubos para coletar NLF e BALF (microtubo de 1,5 mL com tampa de travamento, fundo redondo, tampa de toque suave).
Água Milli-QMerck KGaA, Darmstadt, AlemanhaMilli-Q Direct 8Usamos água MilliQ para fazer uma solução de retração de luminol.
Mini-Shaker PSU-2TBiosan Ltd., Riga, LetôniaPSU-2TAgitamos placas de 96 poços usando o Mini-Shaler PSU-2T.
Linhagem de camundongosCLEA Japan, Inc., Tóquio, JapãoNAusamos camundongos machos C57BL/6 de 4 meses de idade.
Nunc MicroWell 96-Well, Nunclon Delta-Treated, Microplaca de Fundo PlanoThermo Fisher Scientific Nunc A/S . Kamstrupvej, Roskilde, Dinamarca136101Usamos a microplaca NuncTM MicroWellTM 96-Well, Nunclon Delta-Treated, Flat-Bottom para o teste de luminol.
Fragmento AffiniPure F(ab')2 conjugado com peroxidase IgG anti-camundongo de cabra, F(ab')2 Específico do fragmento (reação cruzada mínima a proteínas de soro humano, bovino e equino)Jackson ImmunoResearch Laboratories, Inc., West Grove, PA, EUA115-036-072Adicionamos 100 μ L de IgG anti-camundongo de cabra de fragmento AffiniPure F(ab')2 conjugado com peroxidase, F(ab')2 específico do fragmento, como o anticorpo de detecção (diluição de 10.000 vezes) para cada poço.
Solução salina tamponada com fosfatoSigma-Aldrich Co., St. Louis, MO, EUAD8537-500MLUsamos solução salina tamponada com fosfato de Dulbecco (modificada sem cloreto de cálcio e cloreto de magnésio, líquida, filtrada estéril, adequada para cultura celular) para coleta de NLF e BALF.
Pipeta Watson Co., Ltd., Tóquio, JapãoNA Usamosum 200-μ L para lavagem nasal.
Ponteira de pipetaWatson Co., Ltd., Tóquio, JapãoNAUsamos um 200-μ L ponta de pipeta multifit para lavagem nasal.
Polioxietileno (20) Monolaurato de sorbitano (Tween 20)FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation, Osaka, Japão167-11515Adicionamos 0,05% de Tween 20 ao tampão de lavagem e 0,2% de Tween 20 ao diluente de ensaio.
Anticorpo IgG (reatividade x mínima) anti-camundongo purificado de cabraBioLegend, San Diego, CA, EUA405301Revestimos placas imunológicas não estéreis de 96 poços de fundo plano transparente com 100 μ L / poço (10 ng / poço) de imunoglobulina G total.
Tesouras pequenas, Sansho Co. de duas pontas, Ltd., Tóquio, Japão91-7005Usamos tesouras para dissecação. Modelo, S-4A; e em todo o comprimento, 115 mm.
Ácido sulfúricoWako Pure Chemical Industries, Ltd, Tóquio, Japão192-04755Nós adicionamos 50 μ L de ácido sulfúrico 2 N para cada poço para interromper a reação.
Cateter intravenoso Surflo Terumo Corporation, Tóquio, Japão SR-FS2032Usamos um cateter intravenoso surflo e injetamos PBS na traqueia para lavagem broncoalveolar. cateter, 20G; comprimento do cateter, 32 mm; diâmetro interno do cateter, 0,80 mm; diâmetro externo do cateter, 1,1 mm; e agulha interna, 22G.
Tesoura reta cirúrgicaSansho Co., Ltd., Tóquio, Japão91-7004Usamos tesouras para dissecação. Modelo, S-3B; e em todo o comprimento, 120 mm.
Placa cirúrgicaNatsume Seisakusho Co., Ltd., Tóquio, JapãoKN-321-BUsamos uma placa de cortiça para dissecação. Profundidade, 20 cm; largura, 15 cm; e altura 3 cm.
Leitor de Microplacas Multimodo Híbrido Synergy H1Agilent Technologies, Inc., Santa Clara, CA, EUANA Medimosa absorbância das amostras a 450 nm, usando o Synergy H1 Hybrid Multi-Mode Microplate Reader.
SeringaTerumo Corporation, Tóquio, Japão SS-01TUtilizamos uma seringa de 1 mL para coleta de sangue do coração.
Thread  Niccho Kogyo Co., Ltd. Tóquio JapãoNAAmarramos um cateter com fio para garantir o posicionamento adequado durante o procedimento.

Referências

  1. Cortegano, I., et al. Age-dependent nasal immune responses in non-hospitalized bronchiolitis children. Front Immunol. 13, 1011607(2022).
  2. Yao, S., et al. Control of pathogenic effector T-cell activities in situ by PD-L1 expression on respiratory inflammatory dendritic cells during respiratory syncytial virus infection. Mucosal Immunol. 8 (4), 746-759 (2015).
  3. Gould, V. M. W., et al. Nasal IgA provides protection against human influenza challenge in volunteers with low serum influenza antibody titre. Front Microbiol. 8, 900(2017).
  4. Casado, B., Pannell, L. K., Viglio, S., Iadarola, P., Baraniuk, J. N. Analysis of the sinusitis nasal lavage fluid proteome using capillary liquid chromatography interfaced to electrospray ionization-quadrupole time of flight-tandem mass spectrometry. Electrophoresis. 25 (8), 1386-1393 (2004).
  5. Hull, J., Skinner, W., Robertson, C., Phelan, P. Elemental content of airway surface liquid from infants with cystic fibrosis. Am J Respir Crit Care Med. 157 (1), 10-14 (1998).
  6. Roponen, M., et al. Inflammatory mediators in nasal lavage, induced sputum and serum of employees with rheumatic and respiratory disorders. Eur Respir J. 18 (3), 542-548 (2001).
  7. Santos Galvão, C. E., et al. Inflammatory mediators in nasal lavage among school-age children from urban and rural areas in São Paulo, Brazil. São Paulo Med J. 122 (5), 204(2004).
  8. Winkler, E. S., et al. SARS-CoV-2 causes lung infection without severe disease in human ACE2 knock-in mice. J Virol. 96 (1), e01511-e01521 (2022).
  9. Kieran, T. J., et al. Exploring associations between viral titer measurements and disease outcomes in ferrets inoculated with 125 contemporary influenza A viruses. J Virol. 98 (2), e01661-e01723 (2024).
  10. Peden, D. B. The use of nasal lavage for objective measurement of irritant-induced nasal inflammation. Regul Toxicol Pharmacol. 24 (1 II), 68-75 (1996).
  11. Rusznak, C., et al. Mechanisms of pollution-induced allergy and asthma. Rev Fr Allergol Immunol Clin. 38 (7 Suppl. 1), 397-402 (1998).
  12. Laumbach, R. J., et al. Nasal effects of a mixture of volatile organic compounds and their ozone oxidation products. J Occup Environ Med. 47 (11), 1182-1189 (2005).
  13. Kawai, A., et al. The potential of neuraminidase as an antigen for nasal vaccines to increase cross-protection against influenza viruses. J Virol. 95 (20), 1180-1201 (2021).
  14. Cho, S. H., et al. Spontaneous eosinophilic nasal inflammation in a genetically-mutant mouse: Comparative study with an allergic inflammation model. PLoS One. 7 (4), e35114(2012).
  15. Puchta, A., Verschoor, C. P., Thurn, T., Bowdish, D. M. E. Characterization of inflammatory responses during intranasal colonization with Streptococcus pneumoniae. J Vis Exp. (83), e50490(2014).
  16. Ghafouri, B., et al. Comparative proteomics of nasal fluid in seasonal allergic rhinitis. J Proteome Res. 5 (2), 330-338 (2006).
  17. Lindahl, M., Ståhlbom, B., Svartz, J., Tagesson, C. Protein patterns of human nasal and bronchoalveolar lavage fluids analyzed with two-dimensional gel electrophoresis. Electrophoresis. 19 (18), 3222-3229 (1998).
  18. Lindahl, M., Ståhlbom, B., Tagesson, C. Identification of a new potential airway irritation marker, palate lung nasal epithelial clone protein, in human nasal lavage fluid with two-dimensional electrophoresis and matrix-assisted laser desorption/ionization-time of flight. Electrophoresis. 22 (9), 1795-1800 (2001).
  19. Schoenebeck, B., et al. Improved preparation of nasal lavage fluid (NLF) as a noninvasive sample for proteomic biomarker discovery. Biochim Biophys Acta Proteins Proteomics. 1854 (7), 741-745 (2015).
  20. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the care and use of laboratory animals. , (2011).
  21. Roustan, A., et al. Evaluating methods of mouse euthanasia on the oocyte quality: Cervical dislocation versus isoflurane inhalation. Lab Anim. 46 (2), 167-169 (2012).
  22. Park, A. M., Tsunoda, I. Forensic luminol reaction for detecting fecal occult blood in experimental mice. Biotechniques. 65 (4), 227-230 (2018).
  23. Gao, K. M., et al. Human nasal wash RNA-Seq reveals distinct cell-specific innate immune responses in influenza versus SARS-CoV-2. JCI Insight. 6 (22), e152288(2021).
  24. Kirkeby, L., et al. Immunoglobulins in nasal secretions of healthy humans: Structural integrity of secretory immunoglobulin A1 (IgA1) and occurrence of neutralizing antibodies to IgA1 proteases of nasal bacteria. Clin Diagn Lab Immunol. 7 (1), 31-39 (2000).
  25. Webb, J. L., Creamer, J. I., Quickenden, T. I. A comparison of the presumptive luminol test for blood with four non-chemiluminescent forensic techniques. Luminescence. 21 (4), 214-220 (2006).
  26. Ahmad, I., et al. Exploring the role of platelets in virus-induced inflammatory demyelinating disease and myocarditis. Int J Mol Sci. 25 (6), 3460(2024).
  27. Olsson, T., Bergström, K., Thore, A. A sensitive method for determination of serum hemoglobin based on iso-luminol chemiluminescence. Clin Chim Acta. 122 (2), 125-133 (1982).
  28. Van der Meer, W., Dinnissen, J. M. B., de Keijzer, M. H. Evaluation of the Sysmex XT-2000i, a new automated haematology analyser. Sysmex. (2002), Available at: https://www.sysmex.co.jp/en/products_solutions/library/journal/vol12_no2/summary03.html (2002).
  29. Oshiro, I., Takenaka, T., Maeda, J. New method for hemoglobin determination by using sodium lauryl sulfate (SLS). Clin Biochem. 15 (2), 83-88 (1982).
  30. Hamaguchi, Y., Oshiro, I., Maeda, J. A study on reaction mechanism of sodium lauryl sulfate-hemoglobin (SLS-Hb), Part 1. Rinsho Byori. 40 (6), 649-654 (1992).
  31. McGee, D. W., McMurray, D. N. The effect of protein malnutrition on the IgA immune response in mice. Immunology. 63 (1), 25(1988).
  32. Castigli, E., et al. Impaired IgA class switching in APRIL-deficient mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (11), 3903-3908 (2004).
  33. Matsuo, K., et al. CCL28-deficient mice have reduced IgA antibody-secreting cells and an altered microbiota in the colon. J Immunol. 200 (2), 800-809 (2018).
  34. McDonald, K. G., et al. Aging impacts isolated lymphoid follicle development and function. Immun Ageing. 8 (1), 1-12 (2011).
  35. Abolins, S., et al. The comparative immunology of wild and laboratory mice, Mus musculus domesticus. Nat Commun. 8 (1), 1-13 (2017).

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Reimpressões e permissões

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Coleta de Amostras MurinasVia FaríngeaVia TraquealImunoglobulina AImunoglobulina GReação de LuminolDetecção por QuimiluminescênciaAnálise do Microbioma
Coleta de fluido de lavagem nasal murina sem contaminação do sangue
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