Artigo de método

Rastreamento in vivo guiado por imagem de células progenitoras epiteliais pulmonares distais transplantadas para fibrose pulmonar usando imagens de partículas magnéticas

763 vistas

⸱

DOI:

10.3791/68477

⸱

27 de junho de 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Department of Pediatrics and Human Development, Michigan State University, 4Lyman Briggs College, Michigan State University, 5College of Social Science, Michigan State University, 6Department of Chemistry, Hunter College, 7Corewell Health Medical Group, 8Institute for Quantitative Health Science and Engineering (IQ), Michigan State University, 9Department of Biomedical Engineering, College of Engineering, Michigan State University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

A terapia celular oferece uma intervenção promissora para a fibrose pulmonar usando células progenitoras para reparar tecidos danificados e melhorar a função pulmonar. Como a imagem desempenha um papel fundamental no rastreamento da integração celular, descrevemos o rastreamento in vivo guiado por imagens de partículas magnéticas da terapia celular para fibrose pulmonar em um modelo de camundongo.

Resumo

A fibrose pulmonar (FP) é uma doença pulmonar progressiva e crônica caracterizada por lesão epitelial alveolar repetida que leva à deposição excessiva de matriz extracelular, resultando em espessamento tecidual, cicatrização e troca gasosa prejudicada, levando à disfunção respiratória. Nos Estados Unidos, cerca de 50.000 novos casos são relatados anualmente, com pacientes enfrentando complicações graves, como pneumotórax, hipertensão pulmonar, insuficiência respiratória e aumento do risco de câncer de pulmão. As opções terapêuticas atuais são limitadas em eficácia e visam principalmente retardar a progressão da doença. A terapia celular surgiu como uma intervenção promissora, oferecendo o potencial de regenerar o tecido pulmonar danificado, modular a inflamação e melhorar a função pulmonar. No entanto, a eficácia dessas terapias depende significativamente da capacidade de monitorar a distribuição, sobrevivência e integração das células transplantadas nos pulmões do hospedeiro.

A Imagem de Partículas Magnéticas (MPI) é uma nova modalidade de imagem pré-clínica não invasiva que utiliza nanopartículas superparamagnéticas de óxido de ferro (SPIONs) como traçadores. O MPI oferece alta sensibilidade, especificidade e nenhum sinal de fundo, permitindo o rastreamento quantitativo e em tempo real das células marcadas in vivo. Neste estudo, investigamos o uso de MPI para monitorar células progenitoras epiteliais pulmonares distais humanas transplantadas para os pulmões de camundongos imunocomprometidos. As células foram marcadas com concentrações variadas de NOP para otimizar o sinal, confirmado por imunomarcação e quantificação de ferro. Após a instilação intratraqueal, varreduras 2D MPI foram adquiridas para rastrear a distribuição espacial das células transplantadas. A imagem longitudinal ao longo de 2 semanas permitiu a visualização da integração e retenção celular no tecido pulmonar. A instilação bem-sucedida exibiu sinais de MPI nos pulmões esquerdo e direito, que diminuíram (~ 65%) ao longo do tempo. Os camundongos foram posteriormente sacrificados para validação histológica. Este estudo demonstra a utilidade do MPI para rastreamento longitudinal não invasivo da terapia celular na fibrose pulmonar e gira em torno das técnicas intrincadas utilizadas durante os procedimentos.

Introdução

A terapia celular 1,2 oferece potencial regenerativo, promovendo o reparo tecidual, reduzindo a inflamação e melhorando os resultados em doenças crônicas como leucemia e linfoma 3,4 (células-tronco hematopoiéticas), osteoartrite 5,6 (células-tronco mesenquimais), diabetes tipo 1 7 (transplante de ilhotas), lesões medulares 8,9, doenças neurodegenerativas10,11,12 (células-tronco neurais) e fibrose pulmonar 13,14,15,16 (células progenitoras pulmonares). Essas terapias oferecem um potencial significativo, embora desafios como rejeição imunológica e eficácia a longo prazo ainda permaneçam17,18. A fibrose pulmonar (FP) é uma doença pulmonar crônica e progressiva caracterizada por cicatrização excessiva do tecido pulmonar, levando ao comprometimento da função pulmonar19. A terapia celular para FP visa regenerar o tecido pulmonar danificado e reduzir a fibrose por meio da introdução de células regenerativas, como células-tronco mesenquimais ou células progenitoras do pulmão distal, nos pulmões afetados20. As células progenitoras pulmonares distais, que incluem populações como células basais, células alveolares tipo II, células-tronco bronquioalveolares e outras células progenitoras multipotentes, têm a capacidade de promover o reparo tecidual, reduzir a inflamação, potencialmente regenerar o tecido pulmonar danificado e reverter parte do dano pulmonar enquanto restaura a função pulmonar normal21. Vários estudos clínicos pré-clínicos e em estágio inicial mostraram que o transplante de células progenitoras pulmonares em pulmões fibróticos pode ajudar a regenerar estruturas alveolares, promover a remodelação tecidual e reduzir a inflamação 13,22,23. Além disso, essas células podem secretar vários fatores de crescimento e citocinas que modulam o ambiente fibrótico, promovendo ainda mais o reparo. Apesar dos resultados encorajadores na melhoria da função pulmonar, permanecem desafios na otimização da entrega celular, incluindo isolamento, expansão e integração eficientes dessas células no tecido pulmonar danificado, garantindo segurança a longo prazo e evitando efeitos colaterais indesejados. A pesquisa contínua é necessária para refinar os protocolos e avaliar a segurança e a eficácia a longo prazo das terapias com células progenitoras para fibrose pulmonar.

O transplante de células para os pulmões para fibrose pulmonar envolve várias técnicas, cada uma projetada para melhorar a entrega, a sobrevivência e a integração das células no tecido pulmonar danificado. Os métodos comuns incluem injeção intravenosa 24,25, administração endobrônquica26,27 e instilação intratraqueal 28,29,30,31, cada um com vantagens e desafios específicos. A administração intravenosa de células-tronco é dificultada pelo homing pulmonar abaixo do ideal, sequestro em órgãos fora do alvo, viabilidade pós-infusão limitada e risco de respostas imunogênicas. A administração endobrônquica, embora mais localizada, é limitada pela distribuição celular heterogênea, potencial oclusão das vias aéreas, respostas inflamatórias e desafios processuais na arquitetura pulmonar fibrótica. Da mesma forma, a instilação intratraqueal, apesar de permitir a deposição pulmonar direta, pode levar à dispersão celular inconsistente, penetração pulmonar distal inadequada, irritação localizada e variabilidade na uniformidade da dose entre os compartimentos pulmonares. Embora todas essas técnicas tenham como objetivo melhorar a sobrevivência, integração e eficácia celular na regeneração do tecido pulmonar, a escolha da técnica ideal depende de fatores como o tipo de células a serem transplantadas, o estágio da fibrose e a saúde geral do paciente.

Apesar de seus desafios, a instilação intratraqueal continua sendo um dos métodos mais comumente usados para fornecer células diretamente aos pulmões, especialmente no contexto da fibrose pulmonar. Nessa técnica, as células são introduzidas no pulmão por meio de um cateter inserido na traqueia32. As células são então depositadas no espaço alveolar, onde podem potencialmente reparar o tecido pulmonar danificado. Este método é minimamente invasivo e relativamente fácil de executar em comparação com outras abordagens de entrega, como a perfusão pulmonar ex vivo . Como as células são depositadas diretamente nos pulmões, isso pode melhorar as chances de integração e reparo eficazes. Ao contrário da injeção intravenosa, a instilação intratraqueal evita a circulação sistêmica, reduzindo o risco de as células ficarem presas em outros órgãos, como o fígado ou o baço, levando a um efeito terapêutico mais focado nos pulmões. Apesar desses benefícios, o método ainda enfrenta desafios em termos de distribuição e retenção celular abaixo do ideal e sobrevivência dentro dos pulmões, o que pode limitar a eficácia terapêutica. Pesquisas em andamento estão trabalhando para refinar essa abordagem para resultados clínicos mais eficazes. Os pesquisadores podem determinar se a instilação intratraqueal é adequada para suas aplicações, avaliando vários fatores. Isso inclui o tipo de células que estão sendo entregues, sua capacidade de sobreviver e se integrar ao tecido pulmonar e a gravidade do modelo da doença (ou seja, fibrose pulmonar).

A imagem é uma ferramenta indispensável para rastrear células, avaliar sua viabilidade, distribuição e efeitos, aprimorar o monitoramento da terapia celular e otimizar as estratégias de tratamento33. Os pesquisadores avaliaram a eficiência da entrega por meio de imagens e análises pós-entrega para rastrear a distribuição e retenção celular. Várias técnicas como fluorescência, ressonância magnética (MRI), tomografia computadorizada (TC), tomografia por emissão de pósitrons (PET), tomografia computadorizada por emissão de fóton único (SPECT) e ultrassom têm sido usadas para rastrear células-tronco marcadas para fibrose pulmonar. No entanto, eles enfrentam limitações como penetração em baixa profundidade (fluorescência), baixa sensibilidade (RM), exposição à radiação (TC, PET, SPECT) e baixa resolução (ultrassom)34. Embora a otimização do contraste, resolução e biocompatibilidade da imagem possa ajudar a superar esses desafios até certo ponto, explorar novas técnicas de imagem também pode ser essencial para o rastreamento preciso de células-tronco nos pulmões. Nos últimos anos, a Imagem de Partículas Magnéticas (MPI) surgiu como uma modalidade de imagem promissora e livre de radiação, que oferece imagens quantitativas de alta sensibilidade em tempo real com alto contraste sem interferência de fundo.

O MPI usa nanopartículas superparamagnéticas de óxido de ferro (SPIONs) para visualização direta, e seu princípio de funcionamento é baseado na resposta de magnetização não linear dessas SPIONs quando expostas a um campo magnético variável no tempo35,36. Os eletroímãs são usados para criar uma região livre de campo (FFR), onde apenas as partículas dentro dessa região exibem magnetização não linear e geram um sinal quando excitadas por um campo magnético oscilante. Por outro lado, a magnetização das partículas fora deste FFR é saturada e elas não participam da produção do sinal. Ao mover sistematicamente o FFR por todo o volume de imagens, o MPI constrói mapas espaciais da distribuição de nanopartículas e imagens subsequentes. O IPM oferece várias vantagens em relação às modalidades tradicionais de imagem37,38. Ao contrário da ressonância magnética ou tomografia computadorizada, o MPI fornece sinal apenas do traçador, resultando em zero ruído de fundo e contraste excepcional. Ele oferece imagens em tempo real com alta resolução temporal, tornando-o ideal para rastrear processos dinâmicos, como migração ou perfusão celular. Além disso, o MPI é altamente sensível, permitindo a detecção de pequenas quantidades de SPIONs sem radiação ionizante, ao contrário do PET ou CT. Além disso, também demonstra excelente quantificação linear, permitindo uma avaliação precisa da concentração do traçador. No geral, o MPI combina os pontos fortes de sensibilidade, segurança e quantificação, tornando-o uma ferramenta poderosa para imagens biomédicas. O MPI é promissor para o rastreamento de células-tronco nos pulmões, permitindo o monitoramento preciso da migração celular, retenção e efeitos terapêuticos. Ele fornece excelente contraste sem interferência do sinal tecidual, permitindo assim a localização precisa de células-tronco marcadas 39,40,41,42. As seções a seguir descrevem os protocolos realizados para esses estudos, demonstrando o uso de instilação intratraqueal para entregar as células marcadas aos pulmões de camundongos e confirmação via MPI.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os procedimentos envolvendo animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade Estadual de Michigan (IACUC) e envolvendo seres humanos foram aprovados pelo Corewell Health IRB nº 2017-198. Todos os pacientes assinaram o termo de consentimento livre e esclarecido antes da participação no estudo.

Amostras de explante pulmonar humano de pacientes com Fibrose Pulmonar Idiopática (FPI) submetidos a transplante pulmonar foram coletadas da Corewell Health. Antes do procedimento de transplante, todos os pacientes preenchiam os critérios diagnósticos para fibrose pulmonar idiopática (FPI), caracterizada por hipoxemia, dispneia e redução do volume pulmonar43. A análise patológica do tecido retirado da extremidade distal do lobo pulmonar confirmou a presença de fibrose.

Camundongos NOD/SCID machos foram comprados com 8 semanas de idade e aclimatados por 1 semana e depois envelhecidos até 12 semanas antes do procedimento.

1. Isolamento e expansão das células epiteliais das vias aéreas humanas

  1. Coloque a amostra de pulmão explantada no gelo para preservar a integridade celular durante a dissecção. Identificar os brônquios/grandes vias aéreas presentes na amostra; As pequenas vias aéreas estão localizadas nas porções distais da amostra de pulmão, mais distantes das grandes vias aéreas. Usando instrumentos esterilizados, excise a porção distal da amostra de pulmão e processe em porções menores para ajudar na digestão do tecido. Enxágue a amostra em solução salina tamponada com fosfato de Dulbecco (DPBS) para remover o excesso de sangue e fluido e, em seguida, digerir o tecido pulmonar explantado contendo as pequenas vias aéreas em um tampão que consiste em protease de Streptomyces griseus, 1x penicilina/estreptomicina, DNase I e 1x Gentamicina em um tubo de 50 mL. Colocar o tecido num banho-maria a 37 °C durante cerca de 4 h ou até que o tecido esteja suficientemente digerido.
  2. Passe o conteúdo do tubo de 50 ml através de um filtro de células estéril de 100 μm. Enxágue o lenço 3x com DPBS e passe as lavagens pelo filtro. Pulverize as células por centrifugação a 400 × g por 5 min, remova o sobrenadante e ressuspenda as células em 1 mL de meio de cultura pipetando a suspensão celular 50x com uma pipeta ajustada para 500 μL.
  3. Adicionar a suspensão celular a um balão de culturade 75 cm 2 contendo o meio de crescimento epitelial das vias aéreas. Cultivar as células a 37 °C, 5% de CO2 durante aproximadamente 2 semanas.

2. Marcação de células epiteliais das vias aéreas com nanopartículas (traçador de óxido de ferro)

  1. Quando as culturas epiteliais forem 80% confluentes, marque as células com traçador de óxido de ferro a uma concentração final de 250 μg/mL. Adicionar o volume adequado de marcador de óxido de ferro a 10 ml de meio de cultura por frasco de células epiteliais e incubar durante 48 h.
    NOTA: Diferentes concentrações de traçador de óxido de ferro (50, 100, 200 e 250 μg/mL) foram avaliadas para marcação celular seguida de suas varreduras 2D MPI (Figura 1A). A concentração de 250 μg/mL, juntamente com 50.000 células para transplante, foi finalizada para este estudo.
  2. Após 48 h, lave as células 3x com DPBS para remover o excesso de nanopartículas.
  3. Separar as células com um reagente de desprendimento de células e incubar as células a 37 °C durante 15 minutos ou até que as células comecem a levantar-se da superfície do frasco.
  4. Colete as células em um tubo de 50 mL contendo 1 mL de soro fetal bovino. Enxágue o frasco 3x com 5 mL de DPBS e adicione as lavagens ao tubo de 50 mL que contém as células.
  5. Pulverize as células por centrifugação a 400 × g por 5 min. Remova o sobrenadante e ressuspenda as células em 1 mL de meio de cultura pipetando a suspensão celular 50x com uma pipeta ajustada para 500 μL.
  6. Use um hemocitômetro para determinar a concentração celular e determinar o volume de suspensão celular necessário para o transplante in vivo .
  7. Alíquota de 100 μL da suspensão celular e fixar em paraformaldeído a 4%.

3. Imunomarcação e microscopia in vitro

  1. Carregue a alíquota de 100 μL de suspensão celular em um cartucho de citospin contendo uma lâmina e um filtro e gire por 5 min a 1.000 rpm.
  2. Contorne as células na lâmina usando uma caneta hidrofóbica.
  3. Lave as lâminas por 2 x 15 min com DPBS.
  4. Permeabilize as células na lâmina incubando com 0,1% de Triton X-100 em DPBS por 5 min em temperatura ambiente.
  5. Lave as células por 2 x 2 min com DPBS.
  6. Bloqueie as lâminas com 5% de albumina de soro bovino (BSA)/1% de soro de cabra em DPBS por 2 h.
  7. Incubar as lâminas em anticorpo primário (anti-dextrano) em 2,5% de BSA/0,5% de soro de cabra em DPBS durante a noite a 4 °C.
  8. Remova o anticorpo primário e lave as lâminas 3 x 5 min em 1x solução salina tamponada com Tween 20 (TBST).
  9. Incube as lâminas com anticorpo secundário 1:1.000 em 2,5% BSA/0,5% de soro de cabra em DPBS por 1 h em temperatura ambiente no escuro.
  10. Lave as lâminas por 3 x 5 min com 1x TBST.
  11. Adicione um agente de coloração nuclear, 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI), à lâmina a uma concentração de 1:1.000 em DPBS e deixe incubar em temperatura ambiente por 5 min.
  12. Lave as lâminas 2 x 5 min com 1x TBST. Remova o excesso de 1x TBST da lâmina.
  13. Adicione o meio de montagem com DAPI e coloque uma lamínula de vidro sobre a corrediça, tomando cuidado para evitar bolhas de ar.
  14. Depois que o slide endurecer, sele as bordas da lamínula usando um esmalte transparente.
  15. Visualize as lâminas em um microscópio confocal.

4. Transplante de células por instilação intratraqueal

  1. Preparação
    1. Pese o camundongo para calcular a dose de bleomicina (BLM) necessária para cada camundongo.
    2. Em um tubo de microcentrífuga de 1,7 mL, prepare a solução BLM desejada (diluída em solução salina esterilizada) em um volume que não exceda 50 μL.
      NOTA: A concentração do medicamento varia de acordo com os objetivos experimentais. O BLM a 0,6 U/kg foi usado para este procedimento.
    3. Carregue a solução BLM em uma pipeta. Além disso, pré-carregue uma seringa com 200 μL de ar para garantir que todo o volume de líquido seja expelido para a traqueia.
      NOTA: Após 72 h de tratamento com BLM, a suspensão celular marcada será administrada de maneira semelhante.
    4. Use a contagem de células obtida na etapa 2.6 para calcular o volume de suspensão celular, contendo 50.000 células, a ser administrado.
    5. Anestesiar o camundongo colocando-o em uma caixa de indução conectada à unidade de anestesia que fornece isoflurano (2,5-3%) até ficar sedado.
      NOTA: Os camundongos são anestesiados duas vezes durante todo o procedimento: (1) no dia da administração do BLM e (2) no dia da instilação intratraqueal das células, que é 72 h após a dose de BLM.
    6. Configure o kit de intubação por luz de fibra conforme mostrado na Figura 2A com a sonda de fibra óptica passando pelo laringoscópio e pelo cateter.
      NOTA: A extremidade iluminada da fibra deve ser colocada do lado de fora (1-2 mm) do tubo do cateter.
  2. Instilação intratraqueal
    1. Confirme a anestesia verificando o reflexo do pedal beliscando o dedo do pé em uma das patas traseiras. Uma vez confirmada a anestesia adequada, suspenda o camundongo pelos incisivos em decúbito dorsal em um suporte de intubação de roedores angulado (Figura 2B-D).
    2. Usando uma pinça romba, segure cuidadosamente a língua e, em um movimento para cima e para a esquerda, posicione a língua para obter uma visualização adequada da laringe.
    3. Ligue a sonda de fibra óptica e entre na boca para se aproximar da traqueia. Utilize a lupa do laringoscópio para melhorar a visualização da laringe e localize as cordas vocais na abertura traqueal.
    4. Insira o cateter na abertura traqueal e retire o laringoscópio com muito cuidado e puxe-o para fora. Coloque uma pequena gota de solução salina (20 μL) na extremidade superior do cateter.
      NOTA: O nível do líquido se moverá para cima e para baixo, alinhado com a taxa de respiração do mouse. Isso confirmará a colocação do cateter na traqueia e não erroneamente no esôfago.
    5. Conecte uma seringa com 200 μL de ar pré-carregados e empurre a gota para dentro. Coloque a suspensão celular (≤50 μL) no cateter e instile-a usando a seringa carregada com ar como anteriormente.
    6. Para evitar que o líquido instilado escape da traqueia, deixe o cateter no lugar por 5-7 s. Em seguida, puxe suavemente o cateter.
    7. Mantenha o mouse na mesma posição no suporte de intubação por pelo menos 30 s.
    8. Remova o mouse e coloque-o em uma gaiola de recuperação colocada em uma almofada de aquecimento. Monitore até que se recupere totalmente da anestesia.

5. Imagem de partículas magnéticas

  1. Anestesiar o camundongo colocando-o em uma caixa de indução conectada à unidade de anestesia que fornece isoflurano (2-2,5%) até ficar sedado.
  2. Configure a cama do rato em um scanner MPI com a linha de anestesia passando por baixo da cama através das conexões apropriadas.
  3. Enquanto o mouse está sendo sedado, prepare o scanner MPI para imagens. Inicie o software vinculado e defina um nome de pasta no Project e a digitalização no domínio Nome do exame para identificação e defina os parâmetros de digitalização de acordo com os requisitos. Para seguir este procedimento, use estes parâmetros de digitalização: Tipo de digitalização: Digitalização 2D; Modo de Digitalização: Padrão; Canais de transmissão: multicanal (isotrópico); Médias por projeção: 2.
  4. Verifique a anestesia conforme descrito na etapa 4.2.1. Coloque o mouse com segurança na cama MPI, conforme ilustrado na Figura 2E.
    NOTA: Certifique-se de que o focinho esteja devidamente alinhado com o cone do nariz embutido da cama para manutenção adequada da anestesia durante o exame.
    CUIDADO: Anestesia insuficiente durante a varredura pode fazer com que o mouse acorde enquanto a varredura está em execução.
  5. Depois que o mouse for colocado no scanner, empurre a cama para dentro do orifício e clique em Iniciar digitalização.
  6. Após a conclusão da verificação, remova o mouse da cama MPI e coloque-o em uma gaiola de recuperação colocada em uma almofada de aquecimento. Monitore até que se recupere totalmente da anestesia.
  7. Analise as imagens usando um software de análise de imagens.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

O estudo piloto foi realizado com seis camundongos. Destes, apenas um camundongo morreu antes da conclusão do estudo, no dia 10. As intensidades de sinal 2D MPI para diferentes concentrações de marcação foram avaliadas em função do número de células (Figura 1A). Observou-se que a intensidade do sinal foi diretamente proporcional à concentração do traçador de óxido de ferro. Portanto, a concentração de 250 μg/mL foi considerada como a concentração ótima de ma...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

A instilação intratraqueal em camundongos é uma técnica precisa para fornecer substâncias diretamente nos pulmões. É necessária muita atenção durante várias etapas críticas ao longo deste procedimento. Começando com a garantia da profundidade adequada da anestesia para evitar desconforto e movimento e posicionando o camundongo em decúbito dorsal com o pescoço estendido para alinhar as vias aéreas para acesso livre à abertura traqueal. O uso de um abaixador de língua pode ajudar a manter ...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.

Agradecimentos

O financiamento para este estudo foi fornecido em parte pela doação de R01HL153165-01A1 para X.P.L. e R21AI159928-01 para P.W.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
1.7 mL microcentrifuge tubeDOT ScientificRN1700-GMTPara coleta de células e preparação de diluições BLM
Anti-Dextran antibdoySTEMCELL Technologies60026Anticorpo Primário
BD Luer-Lok SyringeBecton, Dickinson309628Para injeções de ar durante a instilação intratraqueal
Cytospin 3Thermo Shandon74010121GB
DNase IMillipore-Sigma10104159001
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Fetal Bovine Serum ThermoFisher ScientificA5670701
Gentamicin Gibco15750060
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor™ 568ThermoFisher ScientificA-11004Anticorpo Secundário
Goat SerumMillipore-SigmaG9023
IsofluraneCovetrus11695067772Anestesia gasosa
Isoflurane vaporizerSOMNI ScientificVS6002Aparelho de anestesia
MomentumMagnetic Insight IncScanner de Imagem de Partículas Magnéticas (MPI) pré-clínico
Mouse intubation kitOHANOhan-201Kit completo de intubação com todos os acessórios necessários
NOD/SCID MiceJackson LaboratoryRRID:IMSR_JAX:001303Modelo de camundongos imunocomprometidos
Penicillin/Streptomycin Gibco15140122
PneumaCult-Ex Plus Medium STEMCELL Technologies5040
ProLong Diamond Antifade Mountant with DAPI InvitrogenP36962Meio de montagem para lâminas imunomarcadas
Protease from Streptomyces griseus Millipore-SigmaP5147
Surgical kitForçaps de ponta arredondada usados para segurar a língua do mouse
Tris-Buffered Saline with Tween20 (TBST)ThermoFisher Scientific28360
TrypLE Express Enzyme ThermoFisher Scientific12604021
VivoTrax PlusMagnetic InsightMIVTP01Traçador de óxido de ferro para marcação de células in vitro e MPI subsequente

Referências

  1. Biehl, J. K., Russell, B. Introduction to Stem Cell Therapy. J Cardiovasc Nurs. 24 (2), 98-103 (2009).
  2. Herberts, C. A., Kwa, M. S. G., Hermsen, H. P. H. Risk factors in the development of stem cell therapy. J Transl Med. 9 (1), 29(2011).
  3. Bair, S. M., Brandstadter, J. D., Ayers, E. C., Stadtmauer, E. A. Hematopoietic stem cell transplantation for blood cancers in the era of precision medicine and immunotherapy. Cancer. 126 (9), 1837-1855 (2020).
  4. Xuan, L., Liu, Q. Maintenance therapy in acute myeloid leukemia after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. J Hematol Oncol. 14 (1), 4(2021).
  5. Zhu, C., Wu, W., Qu, X. Mesenchymal stem cells in osteoarthritis therapy: a review. Am J Transl Res. 13 (2), 448-461 (2021).
  6. Giorgino, R., et al. Knee osteoarthritis: Epidemiology, pathogenesis, and mesenchymal stem cells: What else is new? An update. Int J Mol Sci. 24 (7), 6405(2023).
  7. Jeyagaran, A., et al. Type 1 diabetes and engineering enhanced islet transplantation. Adv Drug Deliv Rev. 189, 114481(2022).
  8. Shinozaki, M., Nagoshi, N., Nakamura, M., Okano, H. Mechanisms of stem cell therapy in spinal cord injuries. Cells. 10 (10), 2676(2021).
  9. Zipser, C. M., et al. Cell-based and stem-cell-based treatments for spinal cord injury: evidence from clinical trials. Lancet Neurol. 21 (7), 659-670 (2022).
  10. Kim, S. W., et al. Neural stem cells derived from human midbrain organoids as a stable source for treating Parkinson's disease: Midbrain organoid-NSCs (Og-NSC) as a stable source for PD treatment. Prog Neurobiol. 204, 102086(2021).
  11. Nie, L., et al. Directional induction of neural stem cells, a new therapy for neurodegenerative diseases and ischemic stroke. Cell Death Discov. 9 (1), 215(2023).
  12. Yue, C., Feng, S., Chen, Y., Jing, N. The therapeutic prospects and challenges of human neural stem cells for the treatment of Alzheimer's Disease. Cell Regen. 11 (1), 28(2022).
  13. Kim, J. -H., et al. Human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids for modeling pulmonary fibrosis and drug testing. Cell Death Discov. 7 (1), 48(2021).
  14. Cheng, W., Zeng, Y., Wang, D. Stem cell-based therapy for pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 492(2022).
  15. Milman Krentsis, I., et al. Lung cell transplantation for pulmonary fibrosis. Sci Adv. 10 (34), eadk2524(2024).
  16. Suezawa, T., et al. Disease modeling of pulmonary fibrosis using human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids. Stem Cell Rep. 16 (12), 2973-2987 (2021).
  17. Madrid, M., Sumen, C., Aivio, S., Saklayen, N. Autologous induced pluripotent stem cell-based cell therapies: Promise, progress, and challenges. Curr Protoc. 1 (3), e88(2021).
  18. Balistreri, C. R., et al. Stem cell therapy: old challenges and new solutions. Mol Biol Rep. 47 (4), 3117-3131 (2020).
  19. Richeldi, L., Collard, H. R., Jones, M. G. Idiopathic pulmonary fibrosis. Lancet. 389 (10082), 1941-1952 (2017).
  20. Tzouvelekis, A., Antoniadis, A., Bouros, D. Stem cell therapy in pulmonary fibrosis. Curr Opin Pulm Med. 17 (5), 368-373 (2011).
  21. Rawlins, E. L. Lung epithelial progenitor cells. Proc Am Thorac Soc. 5 (6), 675-681 (2008).
  22. Han, M. -M., et al. Nanoengineered mesenchymal stem cell therapy for pulmonary fibrosis in young and aged mice. Sci Adv. 9 (29), eadg5358(2023).
  23. Averyanov, A., et al. First-in-human high-cumulative-dose stem cell therapy in idiopathic pulmonary fibrosis with rapid lung function decline. Stem Cells Transl Med. 9 (1), 6-16 (2019).
  24. Glassberg, M. K., et al. Allogeneic human mesenchymal stem cells in patients with idiopathic pulmonary fibrosis via intravenous delivery (AETHER): A phase I safety clinical trial. Chest. 151 (5), 971-981 (2017).
  25. Zhao, X., et al. Adipose-derived mesenchymal stem cell therapy for reverse bleomycin-induced experimental pulmonary fibrosis. Sci Rep. 13 (1), 13183(2023).
  26. Tzouvelekis, A., et al. A prospective, non-randomized, no placebo-controlled, phase Ib clinical trial to study the safety of the adipose derived stromal cells-stromal vascular fraction in idiopathic pulmonary fibrosis. J Transl Med. 11 (1), 171(2013).
  27. Tzouvelekis, A., et al. Stem cell therapy for idiopathic pulmonary fibrosis: a protocol proposal. J Transl Med. 9 (1), 182(2011).
  28. Choi, S. M., et al. Classical monocyte-derived macrophages as therapeutic targets of umbilical cord mesenchymal stem cells: comparison of intratracheal and intravenous administration in a mouse model of pulmonary fibrosis. Respir Res. 24 (1), 68(2023).
  29. Llontop, P., et al. Airway transplantation of adipose stem cells protects against bleomycin-induced pulmonary fibrosis. J Investig Med. 66 (4), 739-746 (2018).
  30. Gad, E. S., et al. The anti-fibrotic and anti-inflammatory potential of bone marrow-derived mesenchymal stem cells and nintedanib in bleomycin-induced lung fibrosis in rats. Inflammation. 43 (1), 123-134 (2020).
  31. Aal Porzionato,, et al. Intratracheal administration of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles reduces lung injuries in a chronic rat model of bronchopulmonary dysplasia. Am Jl Physiol Lung Cell Mol Physiol. 320 (5), L688-L704 (2021).
  32. Ortiz-Muñoz, G., Looney, M. R. Non-invasive Intratracheal Instillation in Mice. Bio Protoc. 5 (12), e1504(2015).
  33. Srinivas, M., et al. Imaging of cellular therapies. Adv Drug Deliv Rev. 62 (11), 1080-1093 (2010).
  34. Li, Z., Tong, L., Zhao, H., He, Z. Medical Imaging in Clinical Practice. Erondu, F. O. , IntechOpen. (2013).
  35. Knopp, T., Gdaniec, N., Möddel, M. Magnetic particle imaging: from proof of principle to preclinical applications. Phys Med Biol. 62 (14), R124-R178 (2017).
  36. Borgert, J., et al. Fundamentals and applications of magnetic particle imaging. J Cardiovasc Computed Tomogr. 6 (3), 149-153 (2012).
  37. Mohapatra, J., et al. Principles and applications of magnetic nanomaterials in magnetically guided bioimaging. Mater Today Phys. 32, 101003(2023).
  38. Pablico-Lansigan, M. H., Situ, S. F., Samia, A. C. S. Magnetic particle imaging: advancements and perspectives for real-time in vivo monitoring and image-guided therapy. Nanoscale. 5 (10), 4040-4055 (2013).
  39. Bulte, J. W. M., et al. Quantitative "hot-spot" imaging of transplanted stem cells using superparamagnetic tracers and magnetic particle imaging. Tomography. 1 (2), 91-97 (2015).
  40. Lemaster, J. E., Chen, F., Kim, T., Hariri, A., Jokerst, J. V. Development of a trimodal contrast agent for acoustic and magnetic particle imaging of stem cells. ACS Appl Nano Mater. 1 (3), 1321-1331 (2018).
  41. Shalaby, N., et al. Complementary early-phase magnetic particle imaging and late-phase positron emission tomography reporter imaging of mesenchymal stem cells in vivo. Nanoscale. 15 (7), 3408-3418 (2023).
  42. Wang, Q., et al. Artificially engineered cubic iron oxide nanoparticle as a high-performance magnetic particle imaging tracer for stem cell tracking. ACS Nano. 14 (2), 2053-2062 (2020).
  43. Li, X., et al. Extravascular sources of lung angiotensin peptide synthesis in idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291 (5), L887-L895 (2006).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Terapia CelularMarca o com SPIONTransplante CelularImagem LongitudinalImunoestruturaValida o Histol gica

Artigos relacionados