Artigo de método

Análise comportamental da disfunção locomotora em Drosophila melanogaster como leitura de neurotoxicidade

DOI:

10.3791/68517

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18 de julho de 2025

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1Center of Biotechnology of Azores (CBA), University of the Azores, 2Mesosystem Investigação & Investimentos by Spinpark

Neste artigo

Resumo

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O protocolo apresenta um método de alto rendimento e custo-benefício para avaliar a neurotoxicidade na mosca-da-fruta por meio da quantificação da disfunção locomotora como alternativa aos modelos tradicionais de mamíferos. Tem como objetivo avaliar os efeitos neurotóxicos de compostos farmacêuticos, agentes ambientais ou modificações genéticas usando um modelo sensível, reprodutível e eticamente favorável.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo apresenta um método de alto rendimento e custo-benefício para avaliar a neurotoxicidade na mosca-da-fruta (Drosophila melanogaster) por meio da quantificação da disfunção locomotora. Os modelos tradicionais de mamíferos, embora eficazes, consomem muitos recursos e são eticamente limitados, destacando a necessidade de modelos in vivo alternativos. A presente abordagem integra o ensaio de escalada clássico com a plataforma de monitoramento em tempo real para capturar deficiências motoras em moscas individuais. Esse sistema combinado aumenta a sensibilidade, a automação e a reprodutibilidade, fornecendo uma estratégia escalável para triagem neurotoxicológica. As etapas críticas do procedimento incluem condições padronizadas de criação, anestesia e manuseio cuidadosos para minimizar a mortalidade por moscas ou alterações comportamentais e calibração adequada do sistema. A alimentação baseada em microcapilar permite a integração opcional da quantificação da ingestão, complementando a análise locomotora e permitindo a avaliação da ingestão de compostos quando necessário. O método suporta monitoramento comportamental em tempo real e de longo prazo, reduz o viés do observador e permite a avaliação diária do progresso sem interromper o experimento. O teste de preferência de luz pode ser incorporado usando medições diretas. A plataforma oferece vantagens significativas em resolução comportamental, taxa de transferência e consistência de dados. Embora não tenha recursos de fluorescência em tempo real encontrados em alguns sistemas alternativos, ele permanece altamente eficaz para triagem comportamental em larga escala. Este protocolo é particularmente valioso para laboratórios que visam avaliar os efeitos neurotóxicos de compostos farmacêuticos, agentes ambientais ou modificações genéticas usando um modelo in vivo sensível, reprodutível e eticamente favorável.

Introdução

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A avaliação da neurotoxicidade é fundamental para avaliar os potenciais efeitos adversos de compostos ambientais e farmacêuticos no sistema nervoso em desenvolvimento1. Os testes tradicionais de neurotoxicidade dependem de modelos de mamíferos, como roedores, que são caros, demorados e eticamente limitados2. Consequentemente, são necessários modelos alternativos que permitam a triagem rápida e de alto rendimento de neurotóxicos3. Estudos destacam que a mosca-da-fruta emergiu como um poderoso organismo modelo para o estudo da neurotoxicidade devido à sua genética bem caracterizada, vias de neurodesenvolvimento conservadas e um ciclo de vida curto 4,5. Entre os desfechos comportamentais, a disfunção motora serve como um biomarcador sensível e quantificável de comprometimento do neurodesenvolvimento, permitindo a detecção precoce de efeitos neurotóxicos que podem se correlacionar com distúrbios neurológicos humanos6.

Os ensaios locomotores em moscas fornecem uma medida quantificável de neurotoxicidade e permitem avaliações de dose-resposta, tornando-os relevantes para a redução do risco de neurotoxicidade humana7. O ensaio de geotaxia negativa (escalada) é uma abordagem amplamente utilizada na qual as moscas sobem instintivamente após serem tocadas no fundo de um frasco, o que reflete seu nível de desenvolvimento motor, coordenação e equilíbrio 8,9. Embora esse método seja simples, econômico e útil para avaliar anormalidades locomotoras graves e distúrbios evidentes, ele fornece apenas uma avaliação unidimensional do movimento e pode não ter sensibilidade na detecção de deficiências motoras sutis, alterações refinadas e monitoramento comportamental de longo prazo dos sintomas induzidos por neurotóxicos8. Para lidar com essas limitações, tecnologias de rastreamento de movimento mais avançadas, como o sistema Ethoscope, foram desenvolvidas10. Este sistema de gravação automatizado é um dispositivo de rastreamento de vídeo de alto rendimento projetado especificamente para analisar o comportamento das moscas com alta precisão e reprodutibilidade11. Ao contrário dos ensaios locomotores convencionais, esse sistema fornece monitoramento contínuo e em tempo real do movimento, capturando anormalidades comportamentais sutis que os ensaios tradicionais de escalada podem ignorar 11,12,13. A tecnologia apresenta rastreamento de vídeo automatizado usando um sistema de câmera iluminado por infravermelho que registra continuamente os movimentos das moscas em alta resolução, eliminando o viés do observador e melhorando a reprodutibilidade experimental13. Além disso, detecta micromovimentos, diferenciando caminhada, repouso e movimentos finos, como higiene, alimentação ou espasmos, fornecendo uma análise mais detalhada do comportamento motor13. O monitoramento comportamental de longo prazo é possível, permitindo o rastreamento contínuo por longos períodos, tornando-o ideal para avaliar efeitos neurotóxicos progressivos10. A escalabilidade e a capacidade de alto rendimento do sistema de gravação de vídeo permitem o rastreamento paralelo de várias moscas, facilitando a triagem de vários compostos neurotóxicos e condições genéticas simultaneamente10. Além disso, o sistema integra software de código aberto, permitindo que os pesquisadores personalizem pipelines de análise com base nas necessidades experimentais, incluindo ciclos sono-vigília, ritmos circadianos e métricas locomotoras detalhadas10,14. Avanços recentes, como a integração da Etoscopia, uma estrutura baseada em Python, aprimoraram a análise de dados, melhorando a acessibilidade e a reprodutibilidade em estudos comportamentais14. Essa estrutura permite que os pesquisadores realizem análises de locomoção mais complexas, reduzindo as barreiras para usuários não especialistas. O laboratório de etanoscópio, um ambiente baseado em Jupyter, facilita ainda mais o processamento contínuo de dados, promovendo pesquisas colaborativas e garantindo a reprodutibilidade experimental14.

Aproveitando a plataforma de rastreamento de vídeo de alto rendimento juntamente com os ensaios de escalada tradicionais, este estudo fornece uma avaliação abrangente e sensível da disfunção motora após a exposição a neurotóxicos no desenvolvimento. A capacidade de analisar defeitos locomotores em escala fina o torna uma ferramenta poderosa para a triagem de compostos que interrompem o desenvolvimento neural e a coordenação motora. O uso de moscas-das-frutas para triagem de neurotoxicidade oferece várias vantagens, incluindo custo-efetividade e capacidade de alto rendimento, em comparação com modelos de vertebrados, onde as triagens em larga escala são frequentemente limitadas devido a restrições de custo15. O modelo de mosca permite manipulações genéticas rápidas para mimetizar estados de doença e identificar vias moleculares afetadas por neurotoxinas16. Embora mais simples do que o sistema nervoso dos mamíferos, as moscas retêm as principais vias conservadas envolvidas no desenvolvimento neural e no controle motor17. Métodos de rastreamento de alta resolução, como o sistema de gravação de vídeo em tempo real, aumentam a precisão e a reprodutibilidade dos dados, permitindo a detecção em estágio inicial de déficits motores causados pela exposição a tóxicos11.

A integração da tecnologia de rastreamento e dos ensaios tradicionais de escalada permitiu o monitoramento comportamental contínuo e de alta resolução, fornecendo um método robusto e escalável para detectar deficiências locomotoras sutis induzidas pela exposição a neurotóxicos. A combinação de ferramentas genéticas, um ciclo de vida curto e análise comportamental avançada posiciona a mosca-da-fruta como uma alternativa poderosa aos modelos de vertebrados para triagem de neurotoxicidade, contribuindo para o desenvolvimento de medicamentos mais seguros e melhores avaliações de risco ambiental.

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Protocolo

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Como exemplo, este protocolo foi utilizado para avaliar o potencial neurotóxico da fração do veneno de Physalis physalis . O grupo controle recebeu apenas o tampão fisiológico e a solução de sacarose sem o composto de teste. Todos os experimentos foram realizados na linhagem W118 . A autorização ética não é necessária para experimentos com Drosophila, pois eles não são cobertos pelos regulamentos de cuidados com animais.

1. Reagentes e preparação de amostras

  1. Prepare um tampão biológico como PBS (10 mM, pH 7,0) ou HEPES (10 mM, pH 7,0), dependendo dos requisitos do ensaio específico, e uma solução estoque de sacarose 10 M. Calcular o volume da amostra com base no número de réplicas e na duração do ensaio.
  2. Diluir a amostra até à concentração desejada utilizando um tampão biológico, suplementado com solução de sacarose até uma concentração final de 1 M. Se a amostra for transparente, você pode adicionar corante alimentar apropriado (por exemplo, 0.1 mg/mL de corante azul ou vermelho) para avaliar visualmente o comportamento alimentar. No presente estudo, a fração de veneno de Physalia physalis foi diluída usando PBS até uma concentração final de 10 μg/μL e posteriormente suplementada com solução de sacarose e corante alimentar.
  3. Preparar uma solução de controlo negativo contendo apenas o tampão e completar a solução com sacarose até uma concentração final de 1 M e corante alimentar. No presente estudo, o PBS suplementado com sacarose e corante alimentar foi utilizado como solução de controle negativo.
  4. Para a mídia da mosca da fruta, siga o protocolo fornecido em18.

2. Manutenção de material biológico

  1. Transfira moscas adultas saudáveis e sexualmente maduras para uma garrafa contendo meio alimentar preparado na hora. Para continuar, bata as moscas no fundo da garrafa, abra-a e transfira-as por inversão da garrafa para uma nova garrafa contendo meio de mosca. Coloque a garrafa em uma incubadora regulada para 25 °C com um ciclo claro/escuro de 12 h e 50% de umidade. Deixe as moscas botarem ovos durante a noite (aproximadamente 16-22 h) para coletar ovos sincronizados suficientes.
  2. Após a postura, use uma nova garrafa contendo 70% de etanol para descartar as moscas adultas. Isso evita a postura adicional de ovos e garante a sincronização na idade, o que é crucial para obter uma coorte de adultos com variação mínima de idade.
  3. Para apoiar o desenvolvimento uniforme, mantenha as garrafas sob as mesmas condições controladas (25 °C, ciclo claro/escuro de 12 h, 50% de umidade). Os adultos começam a surgir por volta do dia 9 ou 10. Monitorar o progresso do desenvolvimento pode ajudar a antecipar o momento da emergência adulta.
  4. Manter as moscas recolhidas nas mesmas condições controladas até atingirem a idade desejada para o ensaio. Use-os dentro de 24-48 h após a emergência. Este processo de envelhecimento controlado garante minimizar a variabilidade e aumentar a confiabilidade dos resultados experimentais.

3. Ensaio de geotaxia negativa

NOTA: Uma representação esquemática do ensaio de geotaxia negativa é apresentada na Figura Suplementar 1.

  1. No dia do experimento, transfira suavemente as moscas para uma garrafa vazia.
  2. As moscas precisam ser brevemente anestesiadas no gelo antes da transferência para minimizar o movimento e o estresse de manuseio. Para isso, coloque a garrafa contendo as moscas dentro de uma caixa de gelo, cobrindo toda a garrafa.
  3. Após 1 min, bata suavemente no frasco para verificar se todas as moscas estão anestesiadas. Mantenha-os no gelo por mais 1 minuto para garantir uma anestesia completa sem induzir estresse ou afetar sua capacidade de escalada.
    NOTA: Esteja ciente de que certos anestésicos, como o CO2, podem afetar comportamentos subsequentes, incluindo comportamento de escalada prejudicado, e afetar os resultados do ensaio de geotaxia negativa.
  4. Enquanto as moscas são anestesiadas, prepare um recipiente menor cheio de gelo e coloque uma placa de Petri ou uma superfície plana e limpa em cima do gelo para criar uma plataforma resfriada. Essa configuração ajuda a manter a anestesia durante a classificação e minimiza o movimento da mosca após a recuperação.
  5. Avalie a anestesia confirmando a imobilização completa das moscas após 2 min no gelo. Uma vez totalmente anestesiado, transfira suavemente as moscas invertendo o tubo sobre uma placa de Petri resfriada e batendo suavemente nelas para liberá-las. A superfície fria ajudará a manter as moscas imobilizadas durante o manuseio.
  6. Usando um pincel fino e sob um estereomicroscópio (com ampliação de 10x e 20x, se disponível), separe suavemente as moscas machos e fêmeas com base em características distintas, como tamanho e padrões de pigmentação. Os machos são geralmente menores com faixas pretas largas, enquanto as fêmeas são maiores com abdômen mais claro e alongado. Execute esta etapa o mais rápido possível para minimizar o efeito da anestesia nas moscas.
    NOTA: Se a diferenciação sexual for desnecessária para o experimento, omita a etapa de segregação. Minimize o tempo de exposição e manuseie as moscas com cuidado para reduzir o estresse e possíveis alterações comportamentais.
  7. Transfira cuidadosamente as moscas classificadas para frascos vazios com atribuição apropriada. Permita que eles se recuperem da anestesia por aproximadamente 30 min em um ambiente controlado (25 °C, ciclo claro/escuro de 12 h/12 h, 50% de umidade) antes de prosseguir com o ensaio.
  8. Para a preparação da alimentação microcapilar, use uma pipeta para carregar manualmente 10 μL da solução de teste em cada tubo microcapilar. Certifique-se de que o volume seja consistente em todas as amostras para padronizar as condições de alimentação.
  9. Usando uma pipeta, adicione 3-5 μL de óleo mineral à extremidade aberta do microcapilar. Isso evita que a amostra evapore e vaze durante o experimento.
  10. Insira os microcapilares pré-preenchidos através de orifícios nos tampões do frasco de algodão, certificando-se de que estejam bem colocados. Se necessário, use pontas previamente cortadas para encaixar bem o algodão sem obstruir o fluxo de ar.
  11. Coloque os frascos contendo as moscas em uma incubadora regulada para 25 °C com um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h. Deixe-os durante o experimento e substitua manualmente os microcapilares por alimentos preparados na hora diariamente para garantir uma exposição consistente. O período de exposição depende da toxicidade e da natureza da amostra e normalmente se estende entre 2 e 7 dias.
  12. Em intervalos de 12 h, transfira as moscas para um frasco limpo e vazio para avaliar a atividade locomotora.
  13. Meça e marque uma linha a 7 cm do fundo do frasco para injetáveis usando um marcador permanente. Esta altura servirá como alvo de escalada.
  14. Posicione uma câmera ou telefone em um local estável para registrar o comportamento de escalada. Garanta iluminação adequada e um fundo transparente para análise. Confirme se a configuração experimental é compatível com o campo de visão da câmera.
  15. Bata suavemente no frasco para trazer as moscas para o fundo e comece imediatamente a gravar. Evite força excessiva que possa ferir ou desorientar as moscas.
  16. Revise as gravações e meça o tempo que cada mosca leva para atingir a linha marcada de 7 cm. Defina um limite máximo de tempo (por exemplo, 30 s); atribua esse tempo a qualquer mosca que não consiga atingir a linha.
  17. Preste muita atenção a quaisquer comportamentos anormais, como movimento descoordenado, atraso no início da escalada ou padrões irregulares de escalada. Esses sinais podem indicar os efeitos neurotóxicos do composto testado.
    NOTA: Para obter instruções detalhadas sobre a preparação da ração, consulte o protocolo de ensaio do alimentador capilar (CAFE)19. Este método fornece diretrizes precisas para a preparação de fontes de alimentos líquidos para moscas-das-frutas, garantindo a quantificação precisa da ingestão de alimentos e minimizando a variabilidade nos experimentos de alimentação.

4. Ensaios de monitoramento em tempo real

NOTA: Para a configuração, incluindo a representação esquemática dos componentes do sistema de rastreamento e o protocolo de calibração, siga as publicações anteriores11,12. Uma visão geral dos experimentos é apresentada na Figura Suplementar 2.

  1. Ensaio de locomoção em tempo real (ensaio de rastreamento)
    1. Repita as etapas 3.8-3.9 para preparar os microcapilares de alimentação com a amostra e o selo de óleo mineral.
    2. Prepare câmaras de locomoção individuais usando canudos de plástico transparente, cada um com aproximadamente 6 cm de comprimento. Esses canudos servem como gabinetes econômicos e transparentes, adequados para gravações. Os tubos devem ser compatíveis com a arena do sono11, que acomoda 20 tubos para estudos comportamentais de alto rendimento.
    3. Sele uma extremidade de cada canudo com um filme transparente, garantindo um fechamento hermético. Perto da extremidade selada, crie um pequeno orifício para acomodar a inserção do microcapilar de alimentação. Certifique-se de que o orifício seja grande o suficiente para segurar com segurança o microcapilar sem causar vazamentos ou movimento durante o ensaio.
    4. Repita as etapas 3.1-3.6 para anestesiar, segregar opcionalmente e colocar suavemente uma mosca anestesiada em cada tubo usando um pincel fino. Sele a extremidade aberta de cada tubo com filme transparente ou um tampão de algodão, garantindo o fluxo de ar e a contenção de moscas.
    5. Coloque os tubos montados na arena, garantindo que cada microcapilar permaneça acessível do lado de fora para substituição diária. Insira um microcapilar pré-preenchido em cada tubo. Permita que as moscas se recuperem e se aclimatem por aproximadamente 30 minutos antes de iniciar o ensaio.
    6. Coloque o dispositivo em uma câmara com condições ambientais controladas (por exemplo, 25 °C, ciclo claro/escuro de 12 h/12 h, umidade de 50%). Conecte o dispositivo à rede ou ao sistema de rastreamento local.
    7. Acesse a plataforma e localize o dispositivo atribuído ao experimento. Certifique-se de que o sistema rastreie com precisão cada mosca, conforme indicado pelos marcadores. Insira todos os metadados experimentais relevantes e comece a registrar o ensaio. Para análise avançada de dados, use a estrutura rethomics, um pacote R projetado para análise de dados comportamentais de alto rendimento11,12.
    8. Substitua os alimentos nos microcapilares diariamente por soluções recém-preparadas. Inspecione visualmente cada mosca diariamente para garantir a sobrevivência e o comportamento adequado durante todo o período experimental que normalmente se estende entre 3 e 5 dias.
  2. Avaliação do ritmo circadiano
    1. Para investigar o ritmo circadiano das moscas e suas possíveis alterações, certifique-se de que o experimento comece sincronizado com um ciclo claro/escuro definido. Mantenha um fotoperíodo de 12 h de luz / 12 h de escuridão durante toda a fase de gravação para evitar interrupções nos ritmos endógenos. Depois que as condições forem definidas, repita as etapas 4.1.1 a 4.1.8, garantindo que todos os procedimentos sejam executados de forma consistente nas fases clara/escura.
  3. Avaliação do comportamento de preferência claro/escuro
    1. Repita as etapas 3.1-3.11 para preparar moscas e microcapilares de alimentação.
    2. Uma vez preparados os frascos de alimentação, coloque-os na incubadora para permitir que as moscas se alimentem da amostra de teste por 2 h (ou outra duração, conforme determinado por dados anteriores de atividade locomotora).
    3. Para avaliar o comportamento da preferência de luz, prepare câmaras de locomoção individuais cobrindo 50% de cada tubo com papel alumínio para criar uma área escura definida. Garanta uma cobertura consistente em todos os tubos para permitir uma comparação padronizada.
    4. Repita as etapas 4.1.2-4.1.4 para transferir moscas individualmente para as câmaras de locomoção, omitindo a inserção de microcapilares.
    5. Coloque os tubos preparados na arena e deixe as moscas se aclimatarem por aproximadamente 30 min.
    6. Repita as etapas 4.1.6-4.1.7 e registre o comportamento das moscas por 60 minutos. Tubos nos quais o movimento reduzido é registrado podem indicar uma preferência escura, pois o sistema de rastreamento não detecta as moscas localizadas na região coberta por folha para sinalizar obstrução.

5. Análise dos dados

  1. Prepare o modelo de metadados incluindo todas as informações necessárias, como ID, tratamento, detalhes do composto, duração do ensaio e outras variáveis relevantes. Um exemplo de modelo e o pipeline de processamento de dados correspondente estão incluídos na Tabela Suplementar 1.
  2. Salve o arquivo de metadados concluído no formato CSV. Para garantir a compatibilidade, abra o arquivo CSV em um editor de texto para verificar se ele não contém caracteres desnecessários ou problemas de formatação. Remova todos os caracteres estranhos, se presentes.
  3. Antes de prosseguir com a análise de dados, crie um backup dos dados. Abra um terminal e execute o seguinte comando: sudo python backup_tool.py. Esta etapa protege os dados contra possíveis perdas ou danos durante a análise.
  4. Identifique e anote o local dos arquivos de dados correspondentes ao experimento. Certifique-se de que esses arquivos estejam acessíveis para análise.
  5. Analise dados usando Rethomics. Abra o RStudio e carregue os pacotes Rethomics necessários para análise de dados comportamentais. Instruções detalhadas e tutoriais estão disponíveis no site da Rethomics: https://rethomics.github.io/scopr.html

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Resultados

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Como exemplo, este protocolo foi utilizado para avaliar o potencial neurotóxico da fração do veneno de Physalis physalis . O grupo tratado foi composto por moscas alimentadas com tampão fisiológico suplementado com solução de sacarose (até uma concentração final de 1 M) e a fração de veneno teste. O grupo controle recebeu apenas o tampão fisiológico e a solução de sacarose sem o composto de teste. Todos os experimentos foram realizados na linhagem W118 .

No método descrito,...

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Discussão

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Primeiramente, estabelecer uma dose não letal (subletal) é um passo inicial crítico para a realização dos experimentos de neurotoxicidade. Isso garante que as moscas permaneçam viáveis durante todo o estudo, permitindo a observação de efeitos comportamentais e locomotores sem o fator de confusão da mortalidade. Em nosso estudo, a dose subletal da fração de veneno de Physalia physalis foi determinada em 10 μg/μL. Para garantir resultados robustos e reprodutíveis, recomenda-se um ...

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Divulgações

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A autora Zuzanna Tomkielska foi contratada pela Mesosystem S.A., e a autora Ana Casas também é afiliada à Mesosystem S.A. Os demais autores declaram que a pesquisa foi conduzida na ausência de quaisquer relações comerciais ou financeiras que pudessem ser interpretadas como um potencial conflito de interesses.

Agradecimentos

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Esta pesquisa foi financiada pelo projeto EEA Grants MOD. PN. FRM.059.PT.V03 – Physalia physalis: uma fonte inovadora e inexplorada de produtos cosméticos de alto valor acrescentado; pelo "Pacto da Bioeconomia Azul" (Projeto n.º C644915664-00000026) no âmbito do WP5 – Algae Vertical, financiado pelo Fundo Europeu Next Generation EU e pelo Plano de Recuperação e Resiliência (PRR); e pela Fundação para a Ciência e a Tecnologia (FCT) através da CBA (UIDB/05292/2020 e UIDP/05292/2020).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Folha de alumínio --
Corante azul   RAYNER-Corante azul Rayners 28ml
Módulo de câmera 2 NoIRRaspberry Pi 096-4062Fornecido em Mauser.pt
Mecha de algodãoSigma-AldrichBR28205
Garrafas de estoque de DrosophilaVWRVWRI734-1249Garrafa Fly Round 60Z
Frascos para DrosophilaVWRWRI734-2255
Placa de Petri de vidroSigma-AldrichBR455701
Micro hematócrito capilarSigma-AldrichBR749321
Cartão MicroSD--O produtor recomenda o uso de um cartão SD com pelo menos 32 GB de armazenamento para instalações do Raspberry Pi OS
Fonte de alimentação micro-USBRaspberry Pi 096-4585Fornecido em Mauser.pt
Óleo Mineral BIO-RAD#1632129
Pincel--
Salaína tamponada com fosfato (PBS)componentes provenientes de várias empresas-Tampão utilizado para preparar alimentos para o grupo controle e utilizado para dillution de amostras; 10 mM pH 7
Plugues para frascos e garrafas de DrosophilaVWRVWRI734-2875
Plugues para frascos e garrafas de DrosophilaVWRVWRI734-2673
Filme de vedaçãoSigma-AldrichHS234526C
Computador de placa única  (3 Modelo B)Raspberry Pi 096-5700Fornecido em Mauser.pt
SuccroseSigma-AldrichS9378
Canudo de plástico transparente--Qualquer um que seja compatível com a arena do sono etoscópico (6,5 cm x 0,5 cm)

Referências

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Neurotoxicidade em DrosophilaEnsaio de EscaladaTriagem ComportamentalMonitoramento em Tempo RealGeotaxia NegativaAlimenta o por MicrocapilarComprometimento MotorRastreamento de AtividadePrefer ncia por Luz

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