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Modelo Murino de Oclusão de Fluxo Venoso Cerebral Através de Ligadura Bilateral de Veias Jugulares

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DOI:

10.3791/68626

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12 de setembro de 2025

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1Institut du Cerveau-Paris Brain Institute-ICM, Hôpital de la Salpêtrière, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Inserm, UMRS-1144, Optimisation Thérapeutique en Neuropsychopharmacologie, Université Paris Cité, 3Department of Neurology, AP-HP, Hôpital Lariboisière, FHU NeuroVasc, 4Department of Neurology, Yale University School of Medicine, 5Department of Neuroradiology, AP-HP, Pitié-Salpêtrière Hospital

Neste artigo

Resumo

Este protocolo detalha um método cirúrgico para induzir a oclusão do fluxo venoso cerebral em camundongos por ligadura bilateral das veias jugulares internas e externas.

Resumo

Os vasos linfáticos desempenham um papel fundamental na manutenção da homeostase do fluido e na vigilância imunológica nos tecidos. Na borda do cérebro, as meninges durais contêm vasos linfáticos próximos aos seios venosos. Em humanos, a hipertensão intracraniana idiopática (HII) está associada à estenose dos seios venosos durais, sugerindo que os distúrbios do fluxo venoso podem afetar a regulação do fluido cerebral e a drenagem linfática meníngea. Para explorar essa relação em um ambiente controlado, desenvolvemos um modelo de camundongo de oclusão do fluxo venoso cerebral por meio de ligadura bilateral das veias jugulares internas e externas (JVL). Este protocolo cirúrgico é reprodutível, não invasivo e atinge uma alta taxa de sucesso (98,4%) com sinais pós-operatórios esperados, como edema facial e cerebral, bem como remodelamento vascular extracraniano. A venografia bidimensional por RM por tempo de voo (2D-TOF) seguida de reconstrução tridimensional (3D) confirmou a congestão venosa a montante. Este modelo permite o estudo longitudinal das consequências do fluxo venoso cerebral prejudicado na arquitetura cerebrovascular, remodelação linfática e depuração do fluido cerebral. Ao manipular os vasos no pescoço, a JVL permite a investigação desses processos sem danificar as estruturas intracranianas. Apesar das diferenças anatômicas entre as espécies, o JVL fornece uma abordagem robusta e acessível para dissecar a interação entre o fluxo venoso, a drenagem linfática e a homeostase de fluidos no cérebro.

Introdução

A dura-máter é a camada mais externa das meninges que protege o cérebro e a medula espinhal. A dura-máter fornece suporte estrutural e funciona como uma plataforma imune caracterizada por redes vasculares especializadas e diversas populações imunes 1,2. Os seios venosos durais coletam sangue de todas as veias cerebrais e o direcionam para as veias jugulares 3,4,5. Os seios venosos durais são MLVs próximos aos MLVs, com padrões conservados entre camundongos e humanos 6,7,8,9,10. Os MLVs contribuem para a drenagem de fluidos cerebrais e garantem o tráfego de antígenos, macromoléculas e células imunes das meninges para os linfonodos cervicais 2,7,9,11,12.

O estreitamento (estenose) dos seios venosos durais resulta em comprometimento do fluxo venoso cerebral e está associado a condições neurológicas, como hipertensão intracraniana idiopática (HII), doença que afeta predominantemente mulheres jovens com sobrepeso e é caracterizada por pressão intracraniana elevada sem causa subjacente clara13,14. Os pacientes com HII podem ser tratados com implante de stent endovascular, que restaura tanto o fluxo venoso cerebral fisiológico quanto a pressão intracraniana normal15.

Para entender melhor o papel do fluxo venoso na homeostase do fluido cerebral e o envolvimento dos MLVs nesse processo, desenvolvemos um modelo de camundongo de oclusão do fluxo venoso cerebral por ligadura bilateral das veias jugulares externa e interna. Nenhum modelo murino de estenose dos seios venosos durais foi descrito até o momento, e os modelos que levam à oclusão do fluxo venoso intracraniano cerebral danificaram as estruturas durais de interesse 16,17,18. Além disso, os modelos JVL usados para estudar a regulação da pressão intracraniana, a drenagem de fluidos cerebrais e a remodelação vascular dural concentraram-se principalmente na ligadura das veias jugulares externas isoladamente, o que resultou em fenótipos leves sem resultados significativos19,20. Estudos anteriores demonstraram a viabilidade de ligar as veias jugulares externa e interna; No entanto, os protocolos descritos envolvem transecção completa dos vasos após a ligadura, etapa que aumenta a invasividade local e pode confundir a interpretação de desfechos fisiológicos, principalmente aqueles relacionados ao circuito linfático, dadas as estreitas relações anatômicas entre as veias jugulares internas e os linfáticos cervicais no pescoço21,22.

O presente artigo descreve um protocolo cirúrgico refinado para JVL para induzir oclusão do fluxo venoso cerebral em camundongos C57Bl6/J fêmeas adultas jovens com idades entre 6 e 8 semanas. Nossa abordagem é original, pois combina ligadura da veia jugular interna e externa com análise sistemática em vários momentos após a cirurgia, permitindo-nos definir com precisão as consequências da hipertensão venosa na remodelação vascular e na depuração do fluido cerebral.

Protocolo

Todos os procedimentos in vivo cumpriram as diretrizes e políticas institucionais do INSERM e do Comitê de Cuidados e Uso de Animais do Instituto do Cérebro de Paris (APAFIS#34974-2022012017455126).

1. Transferência e pré-tratamento dos animais

  1. Transferir camundongos C57Bl6/J fêmeas com idade entre 6 e 8 semanas e pesando aproximadamente 20 g para a sala experimental.
    1. Administre para cada camundongo as seguintes injeções subcutâneas usando agulhas de insulina (30-31 G):
      Buprenorfina 0,1 mg/kg (12,5 μg/ml; 200 μL).
      Carprofeno 20 mg/kg (50 mg/mL, diluído 1:20 em NaCl estéril a 0,9%; 200 μL).
      Cloreto de sódio 0,9% (200 μL) para hidratação pré-anestésica.
  2. Indução e manutenção da anestesia
    1. Coloque o camundongo na câmara de anestesia com isoflurano e inicie a anestesia com isoflurano a 3-4% a uma taxa de fluxo de ar de 400-500 mL / min.
    2. Mantenha a anestesia a 1,5% com uma taxa de fluxo de ar de 140-250 mL / min, ajustando de acordo com a frequência respiratória do camundongo.
  3. Remova o pelo do pescoço do camundongo no local da cirurgia, de preferência usando um creme depilatório.
  4. Ligue o isoflurano na máscara nasal anestésica (configurações 1.2.2).
  5. Aplique gel oftálmico nos olhos para evitar o ressecamento.
  6. Coloque o mouse em decúbito dorsal, de costas em cortinas estéreis sobre uma almofada de aquecimento.
  7. Certifique-se de que a cabeça do rato esteja totalmente sob a máscara nasal anestésica.
  8. Estenda as patas a aproximadamente 90° do eixo do corpo para facilitar a exposição adequada dos vasos do pescoço.
  9. Prenda as patas traseiras alinhadas com o eixo do corpo para garantir o posicionamento e a estabilidade adequados durante o procedimento.
  10. Use fitas cirúrgicas para estabilizar as patas.
  11. Certifique-se de que a cabeça permaneça em extensão; Se necessário, insira um par de pinças suavemente na boca para ajudar a manter essa posição.
  12. Verifique a profundidade da anestesia beliscando a cauda ou a pata.
  13. Monitore a temperatura corporal usando uma sonda retal e regule a almofada de aquecimento para manter 37 °C durante todo o procedimento.
  14. Desinfete o local cirúrgico.
    1. Aplique esfoliante com iodopovidona no local usando um pano estéril.
    2. Enxágüe com cotonetes embebidos em NaCl (três passagens).
    3. Seque a área e aplique a solução de iodopovidona.

2. Fase operatória

NOTA: Todo o procedimento é realizado sob uma lupa binocular e uma lâmpada acesa. Todos os equipamentos e instrumentos cirúrgicos necessários para o procedimento estão listados ao lado dos reagentes usados na Tabela de Materiais e exibidos na Figura 1.

  1. Exposição da veia jugular
    1. Faça uma incisão longitudinal na pele, com cerca de 1,5 cm, usando uma pequena tesoura cirúrgica ao longo da linha média da região ventro-cervical, 5 mm acima do manúbrio esternal.
    2. Usando duas pinças finas, separe suavemente as glândulas submandibulares ao longo da linha média para acessar os vasos subjacentes e, em seguida, prossiga com a dissecção romba para liberar as camadas superficial e pré-traqueal da fáscia cervical.
    3. Para melhorar a visibilidade do campo cirúrgico, desloque cuidadosamente os tecidos circundantes usando pequenos afastadores rombos.
      NOTA: Comece dissecando e ligando as veias jugulares externas, seguidas pelas veias jugulares internas, conforme descrito no plano abaixo. A ligadura das veias jugulares externas primeiro aumenta o fluxo através das IJVs, fazendo com que elas se dilatem, o que facilita sua dissecção.
    4. Dissecção da veia jugular externa
      1. Identifique as veias jugulares externas localizadas logo acima da caixa torácica, lateralmente, onde se encontram superficialmente.
      2. Dissecar cuidadosamente cada veia a partir de sua porção caudal logo acima da caixa torácica e estendendo-se aproximadamente 1 cm cranialmente.
        NOTA: Para fazer isso, levante suavemente a veia usando uma pinça de ponta romba, segurando a gordura circundante, e disseque ao redor dela usando uma pinça ultrafina e pontiaguda.
    5. Dissecção da veia jugular interna
      1. Disseque com pinça fina a fáscia que conecta os músculos sobre a traqueia com os músculos esternomastóideo e omo-hióideo.
      2. Use afastadores para retrair suavemente o músculo esternocleidomastóideo lateralmente e os músculos pré-traqueais medialmente.
        NOTA: A veia jugular interna será então visível dentro de uma bainha fascial que também contém a artéria carótida interna, o nervo vago e os vasos linfáticos cervicais. A veia jugular interna fica anterior às outras estruturas dentro da bainha fascial.
      3. Disseque cuidadosamente a fáscia, beliscando-a e elevando-a suavemente para separar a veia jugular interna das estruturas circundantes, minimizando a manipulação do tecido.
        NOTA: Evite agarrar a veia diretamente, pois ela é extremamente frágil - em vez disso, levante-a pela fáscia circundante. De preferência, use uma pinça de ponta ultrafina para dissecção e uma pinça semi-romba para manter a veia no lugar.
  2. Ligadura da veia jugular
    NOTA: As etapas a seguir se aplicam a todos os quatro vasos, começando com as veias jugulares externas. Garanta a hidratação adequada dos órgãos durante todo o procedimento, aplicando gotas de NaCl no local da cirurgia, principalmente antes de suturar a incisão na pele.
    1. Depois que o vaso for dissecado, deslize suavemente a pinça ultrafina sob o vaso para isolá-lo cuidadosamente e remover qualquer tecido conjuntivo restante.
    2. Segure a sutura trançada 6.0 (sem agulha) com as pontas da pinça e passe-a cuidadosamente atrás da veia jugular, enquanto levanta suavemente a veia usando uma pinça semi-romba.
    3. Execute um nó de cirurgião cruzando as extremidades do material de sutura uma sobre a outra e, em seguida, aperte para prender o vaso.
    4. Faça arremessos adicionais, dois a três, para garantir que o nó esteja firme.
      NOTA: Se houver incerteza quanto à integridade da ligadura inicial, coloque uma segunda ligadura no mesmo vaso como medida de precaução. Essa sutura secundária deve ser posicionada alguns milímetros acima ou abaixo do primeiro nó, ao longo do mesmo eixo. Observe que a distância entre os dois nós não é estritamente padronizada, pois não afeta significativamente o resultado. Execute esta etapa somente quando necessário para garantir a oclusão completa do vaso, conforme ilustrado na Figura 2.
  3. Fechamento de tecido
    1. Coloque os tecidos dissecados de volta em sua posição original.
    2. Usando uma pinça, segure suavemente as bordas da incisão na pele para expô-las claramente.
    3. Certifique-se de que ambas as bordas da incisão estejam limpas, livres de detritos e alinhadas o mais próximo possível.
    4. Segure o fio de sutura com a agulha (polipropileno 5.0 não absorvível) com o porta-agulha na parte estampada da agulha.
    5. Insira a agulha em uma extremidade da incisão, a aproximadamente 3-5 mm da borda. Use um ângulo de 90° em relação à superfície do tecido para uma inserção suave.
    6. Mova a agulha pelo tecido, garantindo que ela passe uniformemente por ambos os lados da incisão.
    7. Dê o primeiro nó e aperte-o suavemente sem estrangular o tecido.
    8. Faça dois arremessos adicionais e certifique-se de que o nó esteja firme.
    9. Após o aperto, apare as extremidades da sutura para deixar cerca de 1-2 mm da sutura além do nó.
    10. Repita o procedimento para fechar completamente a incisão na pele, colocando seis suturas individuais, espaçadas uniformemente em intervalos de aproximadamente 0,25 cm.
      NOTA: Para estabelecer controles apropriados no projeto experimental, camundongos operados simuladamente podem ser incluídos. Esses animais são submetidos ao mesmo procedimento cirúrgico para exposição venosa, mas sem ligadura (ou seja, omitindo a etapa 2.2).

3. Cuidados pós-operatórios

  1. Após a cirurgia, coloque o animal em uma câmara de recuperação aquecida.
  2. Monitore a respiração do animal por meio de observação visual por 2 min a cada 5 min até a recuperação total da consciência.
  3. Certifique-se de que o animal tenha calor suficiente.
  4. Verifique se há sinais de dor, como: costas arqueadas, letargia, ausência de movimento quando a gaiola é aberta.
  5. Administre buprenorfina por via subcutânea (0,1 mg / kg; 12,5 μg / mL; 200 μL) a cada 8-12 h por 2 dias após a cirurgia.
    NOTA: Se a buprenorfina for insuficiente, a injeção subcutânea de carprofeno (5 mg / kg, diluído 1:80, 200 μL) pode ser adicionada a cada 12 h a partir do primeiro dia após a cirurgia.
  6. Apenas uma vez acordado e totalmente recuperado, devolva o animal à sua gaiola junto com seus irmãos de ninhada.
    NOTA: Nesta fase, e por um período de 48 h, alimentos e água padrão em forma de gel são colocados diretamente na gaiola e não nas prateleiras da gaiola, permitindo que os ratos comam e bebam confortavelmente sem a necessidade de esticar o pescoço.
  7. Monitore o bem-estar animal diariamente durante as primeiras 48 horas após a cirurgia, depois a cada 2 dias até o dia 7 e uma vez por semana a partir de então.
    NOTA: O monitoramento inclui aparência, comportamento natural e provocado, peso corporal e local da cirurgia, permitindo a detecção de dor, estresse ou deterioração clínica. Com base nessas observações, medidas apropriadas devem ser tomadas, incluindo analgesia, cuidados de suporte ou eutanásia, se necessário.

Resultados

Imediatamente após a ligadura da veia, o segmento do vaso a montante do local da ligadura torna-se visivelmente aumentado, enquanto o segmento a jusante colapsa, parecendo plano e pálido devido à interrupção do fluxo sanguíneo (Figura 2). O redirecionamento do fluxo sanguíneo após a primeira ligadura faz com que as outras três veias jugulares se expandam levemente de maneira pulsátil.

O procedimento cirúrgico requer aproximadamente 20 min quando realizado por um operador treinado, com uma taxa de sobrevida pós-operatória de 98,4% (128/130 camundongos). No entanto, durante a implementação inicial, a taxa de sucesso pode ser menor - aproximadamente 93,8% (122/130) - principalmente devido à compressão do nervo vago (5/130) ou hemorragia vascular (3/130).

Entre os camundongos que foram submetidos a cirurgias de JVL bem-sucedidas e foram monitorados a longo prazo, 77,5% (86/111) desenvolveram inchaço difuso da face e da cabeça, evidente logo um dia após a cirurgia (Figura 3). O edema diminuiu gradualmente, com resolução parcial observada em 15,3% dos camundongos (17/111) no sétimo dia e resolução completa em todos os animais no décimo quarto dia (0/111).

A comparação da venografia bidimensional por RM por tempo de voo (2D-TOF) realizada antes e dois dias após a cirurgia JVL, seguida de pós-processamento 3D, demonstra aumento venoso das veias faciais extracranianas a montante dos locais de ligadura, indicando sucesso da cirurgia (Figura 4). A metodologia completa, juntamente com resultados detalhados e análises quantitativas, está disponível em El Kamouh et al.23.

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Figura 1: Instrumentos e reagentes utilizados para a cirurgia. (A) Tesoura Noyes (reta), (B) Tesoura de íris (reta), (C) Pinça Mosquito (reta), (D) Pinça curva, (E) Pinça curva fina, (F) Pinça reta fina, (G) Afastador. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 2: Resultado cirúrgico direto: Alterações morfológicas na veia jugular. (A,B) Imagens representativas de uma veia jugular externa (EJV) antes (A) e após (B) ligadura, com o vaso delineado em uma caixa preta. Após a ligadura, o segmento do vaso a montante do local de ligadura fica ingurgitado (seta branca), enquanto o segmento a jusante parece incolor e colapsado (seta preta) devido à interrupção do fluxo sanguíneo. Barra de escala = 2 mm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 3: Evolução temporal do inchaço facial após a cirurgia JVL. (A) Imagens representativas ilustrando o edema facial pós-operatório em camundongos JVL, destacadas pela seta vermelha (painel esquerdo), mostrando inchaço que excede a largura facial normal indicada pelas setas brancas. (B) A incidência de inchaço facial difuso foi avaliada longitudinalmente em vários momentos após a cirurgia JVL. A frequência de inchaço atingiu o pico de 77,5% logo 2 h após a cirurgia, seguida por um declínio pronunciado para 15,3% no dia 7 (dps 7) e resolução completa no dia 14 (dps 14). Os dados representam observações longitudinais de 111 camundongos submetidos à cirurgia JVL bem-sucedida. Barra de escala = 1 cm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 4: A ressonância magnética de camundongos revela aumento das veias faciais extracranianas após a ligadura. (A, B) Vista lateral do cérebro e veias cranianas/extracranianas antes (A) e 2 dias após a cirurgia JVL (B). A reconstrução 3D foi gerada com 3D-Slicer (https://www.slicer.org) e realizada por pós-processamento 3D de imagens de sequência de eco multigradiente (MGE) e tempo de voo (TOF) adquiridas com um scanner de 11,7 T. Observe o aumento após a cirurgia das veias extracranianas, incluindo a veia facial posterior (pfv), a veia facial anterior (afv) e a veia maxilar (mv) juntando-se à veia facial comum (cfv). Seios venosos meníngeos: sigmóide (SVS). Barra de escala = 2 mm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

Este artigo metodológico descreve o procedimento cirúrgico para induzir a oclusão do fluxo venoso cerebral em camundongos por meio da ligadura bilateral das veias jugulares interna e externa. Camundongos fêmeas foram selecionados para refletir o sexo e o perfil de idade dos pacientes tipicamente afetados pela HII. Esse modelo induz efetivamente as principais características clínicas da HII, como hipertensão intracraniana e retenção de líquido cerebral, destacando o comprometimento do fluxo venoso cerebral como uma característica fisiopatológica central da doença e apoiando a relevância desse modelo23. No entanto, devido ao remodelamento vascular compensatório, essas características são apenas transitórias. Camundongos com JVL não estão, portanto, imitando a fisiopatologia da HII e não reproduzem as consequências a longo prazo de distúrbios venosos crônicos. No entanto, eles fornecem um modelo interessante para investigar os processos de remodelação induzidos na vasculatura sanguínea e linfática para restaurar o fluxo sanguíneo normal e a drenagem do LCR após alteração do fluxo venoso cerebral. As mudanças dinâmicas no fenótipo vascular observadas ao longo de várias semanas após a cirurgia tornam os camundongos JVL um modelo adequado para estudar os mecanismos de remodelação vascular cerebral e seu impacto na depuração de fluidos e na vigilância imunológica23. O presente protocolo stepwise garante um alto nível de consistência entre os experimentos, especialmente quando realizados por profissionais qualificados, tornando-o uma abordagem eficaz para estudar a fisiopatologia dos distúrbios do fluxo venoso. Além disso, este modelo oferece oportunidades de estudo longitudinal, permitindo que os pesquisadores avaliem a progressão e a resolução da congestão venosa.

A principal vantagem e novidade do procedimento cirúrgico JVL reside em sua capacidade de induzir a oclusão do fluxo venoso cerebral, preservando a integridade das estruturas vasculares durais. Ao contrário das abordagens intracranianas 16,17,18, essa técnica evita danos diretos à dura-máter e aos vasos meníngeos associados, permitindo uma análise confiável das alterações vasculares e de depuração de fluidos a jusante. Em comparação com outras técnicas cervicais envolvendo coagulação ou dupla ligadura seguida de transecção do vaso21,22, esse método é menos invasivo e minimiza a manipulação tecidual. Ao evitar a cauterização ou manipulações excessivas do vaso, reduz o risco de danificar os vasos linfáticos cervicais adjacentes - estruturas que são cada vez mais reconhecidas por seu papel na drenagem de fluidos cerebrais e na vigilância imunológica.

No entanto, a cirurgia permanece tecnicamente exigente e requer monitoramento pós-operatório rigoroso, especialmente durante as primeiras 48 horas. Um dos principais desafios é a necessidade de alta precisão cirúrgica. O procedimento envolve dissecção e ligadura cuidadosas das veias jugulares internas e externas, evitando lesões em estruturas críticas adjacentes. O posicionamento adequado do animal é essencial: o camundongo deve estar preso de forma estável, com os membros anteriores estendidos em ângulo reto com o corpo e a cabeça mantida em extensão para otimizar a exposição cervical. A veia jugular interna é particularmente difícil de isolar devido à sua proximidade com a artéria carótida, nervo vago e vasos linfáticos cervicais. A dissecção meticulosa é necessária para evitar lesões com risco de vida. A compressão ou dano ao nervo vago pode resultar em morte súbita devido a distúrbios autonômicos graves, e sangramento significativo - especialmente por perfuração do vaso - pode levar a uma rápida deterioração e morte se não for prontamente controlado. A anestesia deve ser cuidadosamente monitorada durante todo o procedimento, com o nível de isoflurano ajustado à frequência respiratória e a temperatura corporal mantida por meio de uma almofada de aquecimento. A hidratação adequada também é crítica, especialmente em caso de sangramento intraoperatório. O uso de cetamina não é recomendado, pois seu perfil anestésico é instável e sua duração de ação é pouco adequada à duração e às demandas do procedimento.

Além disso, várias limitações devem ser reconhecidas. Este modelo só foi validado em camundongos C57BL/6J fêmeas jovens, e os resultados podem variar dependendo do sexo, idade ou histórico genético. Além disso, a oclusão venosa neste modelo é extracraniana, enquanto a HII em humanos envolve estenose intracraniana do seio dural. O edema facial observado nesse modelo, decorrente de hipertensão venosa extracraniana, não ocorre em pacientes com HII e pode limitar a relevância translacional de certas características periféricas. As diferenças anatômicas entre as espécies restringem ainda mais a extrapolação direta para a fisiologia humana. Por exemplo, em camundongos, as veias jugulares externas contribuem mais substancialmente para a drenagem venosa cerebral do que as veias jugulares internas em humanos23. Além disso, as veias vertebrais desempenham um papel mais significativo em camundongos do que em humanos24,25. Por fim, a drenagem venosa cerebral em humanos é amplamente dependente da gravidade na posição vertical, o que influencia o retorno venoso. Em camundongos, o menor tamanho do cérebro e a postura horizontal reduzem o papel da gravidade, o que afeta menos a eficiência e o mecanismo de retorno do sangue venoso do cérebro26.

No entanto, este modelo oferece uma plataforma robusta e única para investigar como o fluxo venoso cerebral prejudicado impulsiona a remodelação dos vasos sanguíneos cerebro-meníngeos e linfáticos meníngeos, bem como mudanças na dinâmica dos fluidos cerebrais ao longo do tempo. Apesar de suas limitações em imitar os aspectos crônicos e anatômicos dos distúrbios venosos humanos, o modelo JVL é fácil de implementar e altamente reprodutível, tornando-o uma ferramenta valiosa para estudar os principais mecanismos envolvidos na regulação do fluxo sanguíneo cerebral e na depuração do fluido cerebral.

Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado por Venolymphatic (BBT.1300), NEIMO (FRN, Fond de Recherche Neurosciences), BrainWash (ANR-17-CE14-0005), Lymbrain (ANR-20-CE16-0027-01). Os autores são financiados pelas seguintes fontes: M.-R. El Kamouh, ANR-Lymbrain; M. Spajer, BBT.1300 Venolinfático e INCA (Institut National du Cancer); Anne-Laure Joly Marolany: NEIMO (FRN) e ANR-11-INBS-0006; R. Singabahu: BBT.1300 Venolymphatic, INCA (Institut National du Cancer); S. Lenck: Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale e Assistance Publique des Hôpitaux de Paris CIHU-2021.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Seringa de 1 mL Omnifix 100 SoloB.BraunReferência: 91611708VUsado para hidratação/diluição
Balança KERN 400-45NKERN & SOHN400-45NUsado para rastrear o peso do animal
Microscópio estereotáxico binocular (Leica S6E)Leica BIOSYSTEMS Leica S6E
Fio trançadoFesta18020-60Usado para ligadura venosa
Buprenorfina (Buprecare), 0,3 mg/mLCentravetBUP002Usado para analgesia
Cartucho para Inventor 2010 Scavenger (anestesia)PHYMEP8438025Usado para anestesia
Tecido MedicompHartmann411029Usado para manter as condições assépticas
CotonetesCentravetCOT010Usado para manter as condições assépticas
Pinças curvas (padrão estreito curvado serrilhado)PHYMEPNº 11003-20
Euthasol, 400 mg/mlCentravetEUT003Usado para eutanásia
Pinças curvas finas (pinças McPherson) PHYMEPNº 11063-07
Tesoura de íris fina reta PHYMEPNº 22002-10 ou nº 14094-11
Pinças retas finas (pinça Dumont Inox Medbio)PHYMEPNº 11254-20
Câmara de aquecimento VET-TECHPHYMEPHE011Usado para manter a temperatura corporal em 37 > C
Sistema de monitoramento homeotérmico Thermostar RWD PHYMEP69027Usado para monitorar a temperatura corporal
Seringa de insulina 0,5 mL U-100 (0,33 mm (29 G) x 12,7 mmBD Microfine TM+Ref 324892 Usado para analgesia
Isoflurano (Iso-vet), 1000 mg/gCentravetISO005Usado para anestesia
Pinça de mosquito retaPHYMEPNº 13010-12
Sutura de polipropeno não absorvente 5.0 (Dafilon 5.0)CentravetDAF003Usado para sutura de pele
Noyes tesoura reta PHYMEPNº 15012-12
Gel oftálmico (Ocrygel)CentravetOCR002Usado para proteger os olhos da irritação e secura
Solução de iodo Povidum (Vetedine), 75 mg / mLCentravetVET001Usado para manter as condições assépticas
Esfoliante Povidum 4% (sabão)CentravetPOV008Usado para manter as condições assépticas
Afastadores (Guthrie)PHYMEPNº 17021-13
Rimadil (Carprofeno), 50 mg/mlCentravetRIM012Usado para analgesia
Barbeador MOSER Alemanha BiosebBIO-1556Usado para barbear peles
Indução de caixa de anestesia pequenaPHYMEPpas de ré f & eacute; rence
Solução de cloreto de sódio 0,9% B.BRAUNCentravetCHL050Usado para hidratação/diluição
Quadro estereotáxico KOPF PHYMEPRolamento 963076AUsado para posicionar o animal
Lâmpada de cirurgia (ré f: KL 1500 LED)LEICA BIOSYSTEMS KL 1500 LED
Fita cirúrgicaCentravetCOL427Usado para fixar membros superiores e inferiores
Agulhas TERUMO AGANI 26 G x (0.45 x 13 mm) Chanfro regular 11°Terumo AN*2613R1Usado para analgesia
Xilazina (Paxman), 20 mg/mLCentravet221631Usado para analgesia

Referências

  1. Rua, R., McGavern, D. B. Advances in meningeal immunity. Trends Mol Med. 24 (6), 542-559 (2018).
  2. Rustenhoven, J., et al. Functional characterization of the dural sinuses as a neuroimmune interface. Cell. 184 (4), 1000-1016.e27 (2021).
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