Artigo de método

Amostragem e identificação de microplásticos em águas subterrâneas

2.4K vistas

⸱

DOI:

10.3791/68652

⸱

7 de novembro de 2025

 ,  ,  , 
1National Institute of Biology, 2Geological Survey of Slovenia, Groundwater - Hydrogeology, 3Institute for Water of the Republic of Slovenia, Sector for Marine Waters

Neste artigo

Resumo

Aqui, fornecemos uma descrição detalhada da amostragem de águas subterrâneas de um poço para análise de microplásticos usando um sistema de amostragem patenteado desenvolvido para esse fim. O protocolo detalha os métodos de amostragem de microplásticos de poços, bem como a separação e identificação química de microplásticos.

Resumo

A poluição por microplásticos nas águas subterrâneas permanece significativamente subnotificada na literatura científica. Este artigo apresenta um protocolo abrangente que descreve a metodologia para a amostragem de águas subterrâneas de poços, bem como as etapas de separação e análise de microplásticos. Ele fornece uma descrição extensa de um sistema de amostragem de filtração projetado especificamente para esse fim, juntamente com o procedimento de amostragem detalhado. Além disso, apresenta a análise laboratorial de partículas microplásticas, incluindo sua caracterização com base em tamanho, forma, cor, transparência e estrutura química usando espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier total atenuada por reflectância total (ATR-FTIR) e espectroscopia micro-FTIR. Fatores que podem influenciar os resultados são discutidos e atenção especial é dada à prevenção da contaminação das amostras. A metodologia descrita considera também os requisitos do anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão, de 11 de março de 2024, que complementa a Diretiva (UE) 2020/2184 do Parlamento Europeu e do Conselho. Este protocolo escrito abrangente, acompanhado de orientação em vídeo, destina-se a apoiar o desenvolvimento de uma metodologia sincronizada para monitorar microplásticos em águas subterrâneas ou água potável. Este recurso será de interesse para pesquisadores na área de microplásticos em todo o mundo.

Introdução

Nos últimos anos, os microplásticos (MPs) foram identificados como um importante poluente ambiental. Devido ao seu potencial de entrar na atmosfera, os MPs fazem parte do ciclo da água1. A deposição atmosférica e o escoamento superficial são os principais caminhos pelos quais os MPs entram nas águas superficiais2. Os MPs são originários de várias fontes terrestres e aquáticas, com fontes terrestres contribuindo com 80% de sua quantidade total3. Ao entrar nos ecossistemas aquáticos, a maioria dos MPs terrestres é transportada para os oceanos através dos rios. Os MPs restantes persistem em ambientes de água doce, com águas superficiais em áreas densamente povoadas e urbanizadas - caracterizadas por longos tempos de residência na água e influência antrópica significativa - exibindo níveis mais altos de poluição por MP. As águas superficiais também podem se conectar às águas subterrâneas em leitos de rios, planícies aluviais, pântanos e nascentes4.

Embora as pesquisas realizadas em habitats de água doce representassem menos de 4% da literatura disponível em 20185, o crescente reconhecimento da necessidade de entender melhor as fontes de MP em ambientes aquáticos impulsionou um aumento notável nos estudos focados em sistemas de água doce6. Embora o número de estudos sobre águas subterrâneas permaneça limitado, as evidências da presença de MPs nas águas subterrâneas foram bem documentadas. Como a água subterrânea é a fonte mais importante de água doce do mundo, proporcionando a mais de dois bilhões de pessoas acesso a água potável segura, água para uso doméstico, agrícola e industrial7, a presença de MPs nas águas subterrâneas levanta novas questões sobre a segurança das águas subterrâneasno século 218.

As fontes terrestres de MPs podem ser muito diversas, com MPs fibrosas da lavagem de têxteis representando aproximadamente 35% dos MPs detectados em sistemas aquáticos9. Outras fontes importantes de diferentes tipos de MPs no meio ambiente incluem produtos de higiene pessoal e cosméticos, pneus, filmes plásticos agrícolas, relva artificial e revestimentos de estradas, aterros sanitários, plásticos descartados incorretamente, embalagens e poluentes da indústria da construção 9,10.

Devido às suas muitas fontes diferentes, os MPs podem diferir substancialmente em termos de composição química, cor, forma, densidade, tamanho e outras características11. A norma internacional ISO 24187:2023 classifica os MPs em duas categorias: 1) "microplásticos grandes": partículas plásticas sólidas insolúveis em água com tamanhos que variam entre 1 mm e 5 mm, e 2) "microplásticos": quaisquer partículas plásticas sólidas insolúveis em água com tamanhos que variam entre 1 μm e 1 mm. Partículas menores que 1 μm são consideradas nanopartículas12. Os materiais poliméricos mais freqüentemente encontrados na forma de MPs são o polietileno (PE) e o polipropileno (PP), como os materiais poliméricos mais produzidos13.

Os MPs podem ser transportados para as águas subterrâneas a partir de solos e sedimentos, por meio de interações com águas superficiais e salgadas e por meio de processos de recarga/descarga. Durante esses processos, os MPs podem ser transportados de e para as águas subterrâneas14. A zona hiporreica (HZ) serve como uma interface importante para a troca entre o rio e o sistema de águas subterrâneas rasas15. O transporte de MPs através do HZ é influenciado por várias propriedades das partículas (tamanho, forma, composição do material), bem como por certos fatores hidrológicos e geoquímicos, incluindo a morfologia do leito do rio e a turbulência do fluxo15. A relação entre o diâmetro dos poros e o tamanho do MP é outro fator crucial nesses processos16, pois os MPs com dimensões menores se movem mais facilmente através do espaço poroso da superfície para as camadas subsuperficiais15,16.

Os MPs podem entrar nas águas subterrâneas através da zona não saturada17. A zona não saturada representa uma importante conexão entre a superfície terrestre e as águas subterrâneas18. Os processos de transporte e retenção de MPs na zona não saturada dependem das propriedades das partículas, propriedades do solo e fatores ambientais 17,19,20. Organismos do solo, como minhocas, colêmbolos e ácaros, podem influenciar o transporte de MPs da superfície do solo para camadas mais profundas por meio de vários mecanismos, como deslocamento, ingestão, engolfamento e aderência21,22. Os invertebrados podem afetar indiretamente o transporte de microplásticos formando macroporos no solo, que atuam como vias para o movimento de microplásticos por lixiviação21.

A principal preocupação em relação à presença de MPs nas águas subterrâneas é sua persistência relacionada à grande área de superfície, processos de degradação menos ecológicos (levando à formação de partículas micro e até nanométricas) e forte hidrofobicidade17. Sua persistência causa um risco potencial de afetar a qualidade das águas subterrâneas do ponto de vista químico e biológico. Os MPs podem poluir quimicamente as águas subterrâneas lixiviando monômeros e aditivos não ligados, bem como produtos químicos absorvidos do meio ambiente (por exemplo, poluentes orgânicos persistentes hidrofóbicos)23. Os MPs também podem servir como substrato para a formação de biofilme e influenciar a microbiologia das águas subterrâneas. Os biofilmes em MPs também podem conter microrganismos e patógenos de vida livre23. Se ingeridas, as próprias partículas representam um perigo físico. Quanto menor o tamanho das partículas, maior a possibilidade de serem absorvidas pelas células ou atravessarem as barreiras biológicas dos organismos23.

A pesquisa sobre MPs em águas subterrâneas é cada vez mais reconhecida como crítica devido ao risco potencial que os MPs representam para a saúde humana. Consequentemente, a Diretiva Água Potável revista para medição de MPs entrou em vigor em janeiro de 2021. Os Estados-Membros da UE foram obrigados a transpor a diretiva para o direito nacional e a assegurar o cumprimento das suas disposições até 12 de janeiro de 2023. No entanto, o número de estudos sobre parlamentares realizados até o momento permanece limitado. Atualmente, não existe um procedimento padrão para amostragem e análise de MPs em águas subterrâneas. Os estudos que avaliam a ocorrência de MPs em águas subterrâneas são difíceis de comparar, pois usam diferentes abordagens analíticas e de amostragem. Portanto, estudos recentes têm destacado a necessidade urgente de padronizar os protocolos de amostragem e análise de MPs para garantir a coleta de amostras de alta qualidade e obter resultados comparáveis 12,17,24,25.

A amostragem baseada em filtração e a amostragem de captura são dois métodos comumente usados para coletar amostras de águas subterrâneas em estudos de MP até o momento. A filtração envolve a passagem de água através de filtros de malha, cartuchos de aço inoxidável26 ou peneiras27, no campo para capturar partículas de MP. Uma grande desvantagem do uso de cartuchos e peneiras é a dificuldade em limpá-los completamente de partículas residuais, o que compromete a capacidade de garantir a análise completa da amostra e aumenta o risco de contaminação cruzada. A amostragem por captura, frequentemente usada em muitos estudos 28,29,30, é uma abordagem mais simples, em que a água é coletada diretamente por meio de garrafas ou recipientes sem pré-tratamento. Embora adequada para estudos exploratórios, a amostragem de captura não reflete com precisão as concentrações de MP devido a pequenos volumes de amostra.

Este estudo apresenta um sistema recém-desenvolvido para amostragem de MPs em águas subterrâneas (Figura 1), baseado na filtragem de campo usando filtros disponíveis comercialmente de tamanhos de poros personalizáveis. O sistema permite a filtragem simultânea de várias amostras e suporta a filtragem em cascata. Projetado como uma configuração totalmente fechada, evita efetivamente a contaminação ambiental das amostras. Um protocolo de amostragem detalhado é fornecido, acompanhado de diretrizes de vídeo, juntamente com procedimentos para análise subsequente da composição química e outras características dos MPs detectados. O sistema visa melhorar a qualidade, consistência e comparabilidade de pesquisas futuras neste campo.

Protocolo

1. Preparando o furo para amostragem

NOTA: Para evitar contaminação no campo, mantenha o sistema de filtragem fechado, exceto ao inserir os filtros ou coletar amostras. Evite o uso de ferramentas e recipientes de plástico. Evite roupas sintéticas (por exemplo, lã); Use um jaleco de algodão branco.

  1. Abra o furo e remova todos os amostradores, se houver. Meça o nível do lençol freático usando um medidor de nível de água.
  2. Registre as coordenadas GPS do furo, a data da amostragem, o nível da água e outros detalhes de amostragem na folha de dados (Tabela 1).

2. Instalação do equipamento de recolha de amostras

  1. Monte e abaixe cuidadosamente a bomba submersível no poço até a profundidade desejada. Certifique-se de que a entrada da bomba esteja posicionada aproximadamente 1 m acima da parte superior da tela do filtro para evitar a entrada de sedimentos e manter o fluxo de água ideal.
    NOTA: Durante a instalação, manuseie a bomba com cuidado para evitar danos à fiação ou aos componentes mecânicos.
  2. Configure o sistema de filtragem sem as telas de suporte de filtro e filtros e coloque-o horizontalmente.
  3. Feche a válvula principal e abra a válvula de desvio.
  4. Conecte a mangueira de abastecimento de água.

3. Limpeza do furo

  1. Ligue a bomba submersível e deixe a água fluir pelo desvio para limpar o poço. Bombeie pelo menos 3x o volume de água presente no poço ou continue bombeando até que os parâmetros físico-químicos se estabilizem, para garantir que a água subterrânea doce seja amostrada.

4. Limpeza do sistema de filtragem antes da amostragem

  1. Abrir as válvulas dos ramos de recolha e a válvula principal do sistema de filtragem. Em seguida, feche a válvula de desvio.
    NOTA: Deixe a água fluir pelo sistema de filtragem por um período suficiente para garantir uma lavagem eficaz, que pode depender da taxa de bombeamento. Durante o processo de limpeza, as telas de suporte do filtro e os filtros devem ser removidos.

5. Inserindo os filtros

  1. Primeiro abra a válvula de desvio e depois feche a válvula principal.
  2. Abra a câmara do filtro e verifique se as câmaras do filtro estão limpas. Enxágue com água ultrapura, se necessário.
  3. Insira a tela de suporte do filtro.
  4. Enxágue o filtro do tamanho de poro desejado com água ultrapura e coloque-o na tela de suporte do filtro.
  5. Feche a câmara do filtro.
  6. Repita o processo para todas as ramificações.
    NOTA: Vários filtros com tamanhos de poros decrescentes podem ser inseridos sequencialmente para filtragem em cascata. Câmaras de filtro adicionais com filtros dos mesmos tamanhos de poros que os filtros de amostragem podem ser instaladas posteriormente. Tal é exigido pelo anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão, de 11 de março de 2024, que complementa a Diretiva (UE) 2020/2184 do Parlamento Europeu e do Conselho relativa à amostragem de MPs na água potável, que exige a utilização de filtros de 100 μm e 20 μm, seguidos de outro conjunto de filtros de 100 μm e 20 μm (como brancos para efeitos de controlo de qualidade).

6. Coleta de amostras

  1. Leia e registre o hidrômetro ou recoloque-o em zero.
  2. Abra a válvula principal, feche a válvula de desvio e marque a hora de início da amostragem.
  3. Monitore o manômetro durante a amostragem para garantir que a pressão não exceda quatro bar para evitar danos ao equipamento e minimizar a fragmentação do MP.
  4. Pare a amostragem quando o volume de água planejado for filtrado ou quando os filtros começarem a entupir, indicado pelo aumento da pressão ou diminuição significativa do fluxo.
  5. Para interromper a amostragem, primeiro abra a válvula de desvio e, em seguida, feche a válvula principal e as válvulas nos ramos de filtragem.
  6. Desligue a bomba.
  7. Registre a hora e as leituras finais do hidrômetro.
    NOTA: Para obter uma amostra representativa de água subterrânea no ponto de amostragem, recomenda-se amostrar volumes maiores de água, por exemplo, pelo menos 1 m3 / replicação.
    É imperativo monitorar continuamente todo o sistema de amostragem, particularmente o hidrômetro e o manômetro, durante todo o procedimento de amostragem. Um aumento na pressão acompanhado por uma diminuição no fluxo de água indica que o filtro está começando a entupir. Quando isso ocorrer, é aconselhável parar o sistema e substituir os filtros usados por novos. Ao coletar a amostra em vários filtros dessa maneira, o volume desejado de água filtrada ainda pode ser alcançado com eficiência.

7. Coletando os filtros

  1. Lave uma placa de Petri de vidro com água ultrapura.
  2. Abra a câmara do filtro e transfira cuidadosamente o filtro mantido na posição horizontal para uma placa de Petri limpa.
  3. Sele a placa de Petri com uma película de vedação e rotule-a com o nome da amostra e a data da amostragem.
  4. Repita este procedimento para todas as câmaras de filtro (Figura 2).
  5. Após a coleta da amostra, desmonte o sistema. Sempre enxágue o sistema com água doce e seque-o antes de armazená-lo.
    NOTA: Como alternativa, armazene todo o componente da câmara do filtro do sistema de filtragem para processamento posterior no laboratório.

8. Separação de microplásticos das amostras

NOTA: Para evitar contaminação no laboratório, antes de iniciar a análise das amostras, certifique-se de que o laboratório esteja limpo de poeira, feche a janela e use ar condicionado com filtro HEPA. Evite usar ferramentas e recipientes de plástico. Os artigos de vidro devem ser enxaguados com água ultrapura e verificados ao microscópio antes do uso. Use roupas não sintéticas. Use um jaleco de algodão branco para minimizar a contaminação.

NOTA: O estereomicroscópio deve ser equipado com uma câmera e um software de análise de imagem que permita a medição precisa do tamanho das partículas.

  1. Remova o filme de vedação e abra a placa de Petri.
  2. Transfira a placa de Petri sob o estereomicroscópio com ampliação de pelo menos 30x e procure partículas potencialmente plásticas, concentrando-se em características como cor, forma e outras características visíveis.
  3. Transfira cada partícula que parece ser de plástico, tire uma foto e meça seu tamanho. Avalie as seguintes propriedades para cada partícula de MP: tamanho (partículas: diâmetro feretmax ou equivalente de área; fibras: largura e comprimento), forma (partículas: fragmento, filme, espuma, pellet, grânulo; fibras), cor e composição química (a metodologia é descrita abaixo) (Figura 3).
    NOTA: Lembre-se de que alguns MPs serão facilmente identificáveis por sua cor e forma, enquanto outros podem ser mais desafiadores.
    Os principais parâmetros para identificação de MP estão descritos no protocolo de amostragem de MP na superfície do mar e análise de amostras26. A luz polarizada pode ser muito útil na separação de MP de sedimentos e partículas orgânicas. Ao isolar potenciais MPs das amostras, opte por uma abordagem conservadora, selecionando mais em vez de menos partículas para análise detalhada.

9. Identificação química de microplásticos

NOTA: A análise química do MP potencial pode ser realizada para MP grande (1-5 mm) usando ATR-FTIR e para MP pequeno (<1 mm) usando micro-FTIR. Métodos alternativos, como espectroscopia Raman, também são possíveis.
O software do instrumento FTIR deve suportar o controle preciso dos parâmetros de medição e aquisição de dados espectrais em tempo real, juntamente com ferramentas avançadas de processamento, como correção de fundo e suavização. Deve incluir uma biblioteca abrangente de polímeros e permitir a identificação confiável de substâncias por meio da comparação de bibliotecas espectrais para apoiar a análise precisa de microplásticos em amostras ambientais, particularmente em matrizes complexas, como águas subterrâneas.

  1. Espectroscopia ATR-FTIR
    1. Antes de iniciar a análise, limpe completamente o cristal ATR e o sample pressor usando álcool 70% e um pano sem fiapos.
    2. Defina as configurações de medição para normalmente 16 varreduras com um número de onda variando de 4000 a 450 cm -1 e uma resolução de 4 cm -1. Em seguida, colete o espectro de fundo. Coloque as partículas uma a uma no cristal ATR, aplique pressão e inicie as medições.
    3. Combine os espectros infravermelhos adquiridos com os das bibliotecas de referência para confirmar as partículas como MP. Normalmente, uma correlação de 70% com os espectros da biblioteca é considerada suficiente para uma identificação positiva (Figura 4).
    4. Exporte os dados obtidos para análise e relatórios adicionais.
  2. Espectroscopia Micro-FTIR
    1. Certifique-se de que todas as partes relevantes do instrumento, como a platina, sejam limpas com álcool e um pano sem fiapos, antes da análise.
    2. Se a amostragem não tiver sido realizada diretamente em uma superfície adequada para o modo de medição selecionado, como ATR ou reflexão, coloque as partículas plásticas potenciais em uma superfície reflexiva apropriada, como membranas revestidas de ouro ou alumínio ou lâminas de microscópio.
    3. Selecione as configurações de medição para a sessão, incluindo o número de varreduras, faixa espectral, resolução e nome da sessão. Localize a amostra e capture uma imagem em mosaico da área onde todas as partículas estão situadas.
    4. Para medições de reflexão, primeiro meça o fundo antes de medir os espectros infravermelhos das partículas plásticas potenciais.
    5. Identifique e marque os pontos onde os espectros infravermelhos das partículas selecionadas serão medidos. Se necessário, selecione vários pontos em cada partícula. Depois de selecionar todos os pontos, inicie a medição.
      NOTA: Também é possível obter imagens infravermelhas de áreas de interesse maiores, principalmente se a amostra for coletada diretamente em uma superfície de medição infravermelha adequada.
    6. Compare os espectros infravermelhos coletados com os das bibliotecas de referência. Escolha um valor limite para estabelecer a presença de MPs. Normalmente, uma correspondência de 70% é suficiente para uma identificação positiva.
    7. Exporte os dados obtidos para análise e relatórios adicionais.

Resultados

Os primeiros resultados desse protocolo são o banco de dados de todos os MPs encontrados em cada amostra (Tabela 2), que pode ser usado para análise posterior da quantidade de MP e suas propriedades (cor, tamanho, forma na composição do material).

O objetivo principal da amostragem de MP e análise de amostras é determinar a quantidade de partículas de MP por amostra (Figura 5). Esses dados podem ser posteriormente normalizados por metro cúbico (m3). A fórmula de normalização é a seguinte:
Partículas MP por m3 por amostra = N / V

Onde:
N = soma das partículas de MP por amostra
V = volume de amostra (m3)

figure-results-1
Figura 1: Esquema do sistema de amostragem utilizado no protocolo. O sistema de recolha de amostras é constituído por um tubo de entrada com três pernas, em que uma perna é disposta para ligação a uma bomba, uma segunda perna é disposta para ligação a uma unidade de distribuição e uma terceira perna é disposta para garantir um desvio da água para além das unidades de amostragem. A unidade de distribuição possui quatro ramificações dispostas simetricamente para conexão à unidade de amostragem correspondente, onde no centro da unidade de distribuição, um dispositivo de medição de pressão é instalado. Cada unidade de amostragem é fornecida com uma válvula, três porta-filtros e um medidor de vazão instalado a jusante do porta-filtro para evitar a contaminação da amostra. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-2
Figura 2: Exemplo de filtros após 1 m3 de água subterrânea amostrada. Esquerda: filtro de rede de nylon com poros de 100 μm, direita: filtro de rede de nylon com poros de 20 μm. Os filtros podem diferir na quantidade de sedimentos e partículas orgânicas, dependendo do local de amostragem. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-3
Figura 3: Exemplos de partículas representativas de várias formas. (A) fragmentos; (B) fibras. As barras de escala são mostradas nas imagens. As partículas podem ser de muitas cores, formas e tamanhos diferentes. O tamanho dos fragmentos é medido como diâmetro de Feret ou diâmetro equivalente à área, enquanto as fibras são medidas em seu comprimento e largura. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-4
Figura 4: Exemplo de espectros medidos em uma partícula selecionada com picos marcados e seus comprimentos de onda [cm-1], em comparação com uma biblioteca espectral. O espectro da amostra deve apresentar pelo menos 70% de correlação com os espectros de referência da biblioteca. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-5
Figura 5: Exemplos de resultados do número de microplásticos por m3 por local de amostragem. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Localização: Furo 1Data: 1º de abrilInvestigador(es): Investigador 1, investigador 2, investigador 3
Coordenadas GPS: 46.056946 N 14.505751 E
Projeto: Amostragem de águas subterrâneas
Condições meteorológicas: Ensolarado
Temperatura (°C): 20
Amostras
ID da amostraGW1.1GW1.2GW1.3GW1.4
Posição de filtração1234
Tipo de filtroNylon - 100 μm, 20 μmNylon - 100 μm, 20 μmNylon - 100 μm, 20 μmNylon - 100 μm, 20 μm
Profundidade de amostragem (m)25252525
Hora de início10.0010.0010.0010.00
Contador de água START (m3)437.4199
Hora de término10.45
Contador de água END (m3)438.421
Volume de água amostrado (m3)1.001
Outro

Tabela 1: Exemplo de folha de dados de amostragem, incluindo parâmetros como localização, data, condições ambientais e dados relacionados à filtragem da água.

LocalizaçãoAmostraID de partículaFormaTamanho (mm)CorComposição química% de correspondênciaPolímeros prioritáriosInstrumentoEspectroOutro
Furo 1Borehole1_1_202422041partícula0.54pretoPolitetrafluoroetileno80.2PTFEEspectro doisabc1111
Furo 1Borehole1_1_202422042fibra0.98azulTerefalato de polietileno91.9Animal de estimaçãoRaptIRabc1112
Furo 1Borehole1_2_202422041fibra1.54azulPoliamida75.0PAPAIRaptIRabc1113
Furo 1Borehole1_2_202422042fibra2.87vermelhoTerefalato de polietileno98.0Animal de estimaçãoRaptIRabc1114
Furo 1Borehole1_2_202422043fibra3.04vermelhoTerefalato de polietileno71.3Animal de estimaçãoRaptIRabc1115
Furo 1Borehole1_2_202422044fibra1.27azulTerefalato de polietileno83.6Animal de estimaçãoRaptIRabc1116
Furo 1Borehole1_3_202422041partícula1.93BrancoPolietileno85.3PEEspectro doisabc1117
Furo 1Borehole1_3_202422042partícula0.96azulPolietileno89.4PEEspectro doisabc1118
Furo 1Borehole1_3_202422043fibra0.54azulPoliamida73.2PAPAIRaptIRabc1119

Tabela 2: Exemplo de banco de dados de todas as partículas microplásticas isoladas por amostragem, incluindo parâmetros como forma, tamanho, cor e material para cada partícula.

Discussão

A análise laboratorial dos MPs no presente protocolo segue o anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão, de 11 de março de 2024, que complementa a Diretiva (UE) 2020/2184 do Parlamento Europeu e do Conselho através do estabelecimento de uma metodologia para medir o MPs na água destinada ao consumo humano (anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão) e das Orientações sobre a Monitorização do Lixo Marinho nos Mares Europeus31 desenvolvida para a aplicação da Diretiva-Quadro Estratégia Marinha (DQEM). Após a conclusão deste protocolo, cada partícula ou fibra MP com seu próprio ID é documentada com uma imagem, espectros e todas as propriedades adquiridas. Cada partícula de MP é descrita em termos de sua forma, tamanho, cor, transparência e composição química (tipo de polímero).

De acordo com o anexo da Decisão Delegada da Comissão (UE) 2024/1441, os MPs são divididos em dois tipos de formas: partículas e fibras. As partículas podem ser classificadas em fragmentos, filmes, espumas, pellets e grânulos. Esta classificação é utilizada no acompanhamento dos deputados para a DQEM. A diferenciação entre diferentes tipos de formas de MP é descrita nas diretrizes31 da MSFD e no protocolo de vídeo para amostragem de MP na superfície do mar32. O tamanho de cada partícula é medido como o diâmetro máximo de Feret31 ou diâmetro equivalente à área (anexo da Decisão Delegada da Comissão (UE) 2024/1441), enquanto as dimensões das fibras são registradas em termos de comprimento e largura31. Embora a cor e a transparência não estejam incluídas nos dados adquiridos de acordo com o anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão, elas estão incluídas na lista de propriedades MPs coletadas para a DQEM. As classificações são descritas nas tabelas 7.3 e 7.4 das diretrizes da DQEM31, respectivamente.

Com base no resultado da pesquisa do espetro na biblioteca do espetro, as partículas de MP são categorizadas num dos grupos de polímeros prioritários enumerados no anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441, secção 1, pontos 14 e 15 da Comissão, ou classificadas como outras matérias na secção 1, ponto 15. A composição química das fibras deve ser analisada apenas se suas dimensões e as capacidades do instrumento permitirem a identificação positiva do tipo de polímero; caso contrário, devem ser indicadas como fibras não identificadas.

O monitoramento de MPs em águas subterrâneas é limitado a um pequeno número de estudos de pesquisa com diferentes metodologias que podem afetar os resultados finais14. Os principais fatores incluem: 1) lavagem antes da amostragem, 2) tipo de bomba, 3) sistema de filtragem, 4) material do filtro e tamanho dos poros, 5) volume de amostragem, 6) tratamento da amostra, 7) detecção e quantificação de MPs e 8) controle de qualidade. Esses fatores e suas características são discutidos com mais detalhes abaixo.

Na maioria dos estudos existentes, o pré-bombeamento (lavagem) antes da amostragem não é mencionado. Mas informações sobre isso também devem ser fornecidas33, uma vez que a purga tem um impacto significativo na concentração de MPs28. Nosso protocolo inclui pré-bombeamento, pois esse processo é crucial para a amostragem de água subterrânea doce do aquífero, em vez de água estagnada acumulada no poço. Para limpar efetivamente o furo, é necessário bombear 2-3x o volume do furo ou continuar até que os parâmetros físico-químicos da água se estabilizem14. A amostra de água deve ser coletada aproximadamente 1 m acima do topo da tela do filtro para evitar a entrada de sedimentos e garantir a amostra homogênea.

A coleta de amostras de água subterrânea de poços requer o uso de uma bomba. A vazão é fortemente influenciada pela profundidade de amostragem, pelo tipo de bomba usada e pela condição do furo, que está intimamente ligada às características específicas da água do local - como o conteúdo de sedimentos - bem como às condições climáticas predominantes e recentes no momento da amostragem.

Normalmente, a maioria das bombas contém peças plásticas, que podem contaminar as amostras, mas a maioria dos estudos não especifica o tipo de bomba usada. Recomenda-se a utilização de bombas com todos os componentes em aço inoxidável. Se tal não for possível, os materiais devem ser especificados em termos da sua composição química utilizando a análise FTIR. Os espectros de materiais usados devem ser incluídos na biblioteca e as partículas das amostras devem ser comparadas com eles para levar em conta a contaminação potencial.

Para bombas equipadas com impulsores, partículas maiores de MP podem ser danificadas ou até mesmo fragmentadas ao passarem pela bomba. Para evitar superestimar a presença de MPs, é essencial avaliar se a bomba de amostragem contribui para a fragmentação das partículas plásticas. Isso pode ser testado introduzindo um número conhecido de partículas MP bem caracterizadas na água previamente limpa e bombeando-a através do sistema de filtragem. Após o bombeamento, as partículas devem ser recaracterizadas para determinar se ocorreram alterações físicas - como fragmentação ou alteração da superfície. Esta etapa de validação ajuda a garantir que o processo de amostragem não aumente artificialmente as contagens de MP devido à degradação mecânica.

Para fornecer um grande volume de água amostrada, é necessário um sistema de filtragem adequado para uso no campo. Em nosso protocolo, para evitar contaminação, o sistema de filtragem (o sistema de amostragem é patenteado sob SLO-P-202300155 e tem patente pendente EPO-EP24217168.4) é feito de aço inoxidável com todos os seus componentes soldados e não inclui Teflon (PTFE) ou qualquer outra fita isolante feita de materiais plásticos. Como os filtros podem entupir muito rapidamente, a filtragem em cascata está incluída como uma opção, o que também pode permitir a distribuição direta de partículas nas classes de tamanho desejadas. Normalmente, são usados filtros com tamanhos de poros de 100 μm e 20 μm ou 10 μm. Filtros adicionais podem ser adicionados para resolver possíveis problemas de entupimento (por exemplo, um filtro adicional com poros entre 100 μm e 20 μm). O anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão recomenda a filtração em cascata com quatro fases: o primeiro filtro tem poros de 100 μm, o segundo de 20 μm, o terceiro de 100 μm e o quarto de 20 μm. Os dois primeiros filtros são usados para análise de MPs, e o terceiro e quarto são usados para a avaliação dos níveis de contaminação de MPs (controle de qualidade de amostragem) e para garantir que todas as partículas tenham sido filtradas pelos dois primeiros.

O medidor de vazão (principalmente se for mecânico) deve ser instalado após a cascata de filtros para amostragem para medir com precisão o volume de água amostrada. Durante a amostragem, é essencial monitorar a pressão do sistema. Se a pressão exceder 4 bar, isso indica entupimento do filtro e o sistema deve ser desligado imediatamente para evitar danos ao filtro ou ao sistema. Para evitar uma fragmentação adicional dos deputados, a amostragem deve ser realizada à pressão mais baixa possível.

Como mencionado, a Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão propõe a utilização de filtros de 100 μm e 20 μm. Neste estudo, foram utilizados filtros de nylon. No entanto, neste caso, é necessário coletar as partículas MP dos filtros e transferi-las diretamente para ATR-FTIR ou lâminas reflexivas adequadas para trabalhar em modo de reflexão com microscopia FTIR ou Raman. Os filtros de rede de nylon são eficazes para filtrar através de filtros com tamanhos de poros de 100 μm, pois partículas desse tamanho podem ser manuseadas manualmente. No entanto, ao usar filtros de 20 μm, filtros revestidos de silicone ou alumínio são recomendados para facilitar as medições no modo de transmissão ou reflexão usando microscopia FTIR ou Raman.

A literatura sugere a amostragem de pelo menos 500 L de água para evitar subestimar a presença de MPs34. De acordo com o anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão, devem ser amostrados 1m3 de água. O volume recomendado precisa ser considerado para evitar superestimar a concentração de MP na amostra. Esse grande volume de água aumenta o risco de entupimento do filtro, tornando a filtragem em cascata altamente recomendada.

As amostras do sistema apresentado são imediatamente preparadas para análise de MPs usando um estereomicroscópio. Este é um método muito eficiente em termos de tempo e custo. Muitos estudos detalham as etapas de pré-tratamento para remover areia e matéria orgânica; no entanto, esses procedimentos são demorados e podem envolver o uso de produtos químicos tóxicos. Essas etapas de pré-tratamento também podem afetar negativamente os resultados, pois levam à fragmentação adicional ou perda de partículas, especialmente as menores (< 100 μm)35. Portanto, é preferível evitar essas etapas, a menos que seja necessário. Tais instruções também são descritas na Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão, onde se propõe que a análise de amostras por microespectroscopia FTIR possa ser feita diretamente nos filtros de coleta originais, se forem compatíveis com o método analítico utilizado, e uma etapa de flotação seja usada, se necessário.

Primeiro, as amostras de filtro são analisadas com estereomicroscópios, em que cada partícula é documentada por foto, identificada, medida quanto ao tamanho e avaliada quanto à forma. A determinação da forma é importante, pois pode fornecer informações sobre a origem dos MPs. As fibras geralmente vêm da lavagem têxtil e se originam de estações de tratamento de águas residuais, enquanto os fragmentos geralmente vêm da degradação de grandes partículas de plástico no meio ambiente. Na segunda parte da análise, a composição química de cada partícula é determinada usando microscopia ATR-FTIR ou FTIR/Raman. Geralmente, todas as partículas do filtro para lâminas reflexivas são transferidas para realizar análises em modo reflexivo com microscopia FTIR. Se a amostra for coletada em um filtro de silicone de 20 μm, a análise direta com o microscópio Raman ou FTIR pode ser realizada, desde que o filtro não esteja excessivamente coberto com partículas de areia. Se as partículas estiverem embutidas na areia, a separação por densidade e/ou tratamentos químicos ou enzimáticos podem ser aplicados para reduzir a presença de materiais não plásticos, como minerais, óxidos metálicos e matéria orgânica natural. As partículas de MP devem ser secas antes da medição, pois a água absorve fortemente a radiação infravermelha.

Para garantir a credibilidade dos resultados, os seguintes elementos de controle de qualidade devem ser considerados: Primeiro, prevenção da poluição do ar: para evitar a contaminação atmosférica durante a amostragem, um sistema de filtro fechado é essencial. Para evitar a contaminação do ar no processo de análise, é necessário um jaleco de algodão branco e filtragem de ar através de um filtro HEPA. Em segundo lugar, a prevenção da contaminação pelo sistema de filtragem: o único componente do sistema em que os polímeros são inevitáveis são as mangueiras. Mangueiras de silicone são recomendadas e devem ser substituídas em caso de danos visíveis. É necessário conhecer os componentes da bomba e testar a bomba quanto à contaminação potencial das amostras se for estabelecida a presença de polímero. Em terceiro lugar, a prevenção da contaminação durante o trabalho de laboratório: apenas o equipamento de laboratório feito de vidro e lavado com água ultrapura é adequado para a análise de MPs. Quarto, amostras paralelas para garantir a reprodutibilidade e significância estatística dos resultados: este sistema de filtração permite amostragem simultânea de quatro ramos. Devem ser obtidas no mínimo três amostras paralelas para garantir as mesmas condições para todas as amostras e poupar tempo. Em quinto lugar, as amostras em branco devem ser incluídas em todas as etapas dos processos de amostragem e laboratório. Durante a amostragem de campo, são instalados filtros em branco de 100 μm e 20 μm após filtros de amostra de 100 μm e 20 μm, conforme proposto no anexo da Decisão Delegada (UE) 2024/1441 da Comissão. As amostras em branco obtidas no processo de amostragem devem ser consideradas em todas as fases analíticas, seguindo o mesmo procedimento.

O protocolo descrito neste documento atende a todos os requisitos estabelecidos pela Decisão Delegada da Comissão (UE) 2024/1441 e, portanto, fornece um excelente recurso para todos os pesquisadores que estudam ou monitoram MPs em águas subterrâneas. O sistema de filtragem descrito também pode ser usado para águas doces ou marinhas, pois permite a amostragem de MPs em diferentes profundidades. O método de amostragem é simples, fácil de usar e fornece resultados rápidos e precisos na maioria dos casos, sem a necessidade de pré-tratamento da amostra.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.

Agradecimentos

O desenvolvimento deste protocolo foi financiado pela Agência de Pesquisa e Inovação da Eslovênia no âmbito do projeto de pesquisa "Métodos aprimorados para determinação de processos de transporte de MPs em recursos hídricos subterrâneos" (GWMicroPlast) (J1-50030) e do programa de pesquisa Águas Subterrâneas e Geoquímica (P1-0020), bem como pelo projeto Research Science Funds "Microplástico na geosfera" (Manca).

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Espectrômetro ATR-FTIRPerkinElmerL160000FSpectrumTwo
Microscópio FTIRThermoFischer ScientificIQLAADGAAGFARMMBMNRaptIR
Placas de Petri de vidroMarca45571760 mm de diâmetro
Membranas de NylonMerckNY1H04700Hidrofílico, 100  & micro; m, 47  Mm, 100
Membranas de NylonMerckNY2004700Hidrofílico, 20  & micro; m, 47  Mm, 100
Pinças precisasBraunBBD335RMicro pinça
Filme de vedaçãoAmcor Flexíveis NortePM992Parafilm M
Estereomicroscópio Zeiss495015-9880-010StereoDiscovery V8
Bomba submersível d'águaGrundfoss96510217SQ 5-70
Medidor de nível de águaHidrotecnik/Tipo 010

Referências

  1. Singh, S., Bhagwat, A. Microplastics: a potential threat to groundwater resources. GWSD. 19, https://www.aer.ca/data-and-performance-reports/data-hub/well-status (2022).
  2. Wang, C., O'Connor, D., Wang, L., Wu, W. M., Luo, J., Hou, D. Microplastics in urban runoff: global occurrence and fate. Water Res. 225, (2022).
  3. Jambeck, J. R., et al. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347 (6223), 768-771 (2015).
  4. Scanlon, B. R., et al. Global water resources and role of groundwater in a more resilient water future. Nat Rev Earth Environ. 4 (2), 87-101 (2023).
  5. Lambert, S., Wagner, M. Microplastics are contaminants of emerging concern in freshwater environments: an overview. Handb Environ Chem. 58, 1-23 (2018).
  6. Rezende, J. D., Moretti, M. S. An overview of microplastic research in marine and freshwater habitats using topic modeling. Hydrobiologia. 850 (6), 1413-1426 (2023).
  7. Wada, Y. Modeling groundwater depletion at regional and global scales: present state and future prospects. Surv Geophys. 37 (2), 419-451 (2016).
  8. Dey, U., et al. Microplastics in groundwater: an overview of source, distribution, mobility constraints and potential health impacts during the Anthropocene. Groundw Sustain Dev. 23, (2023).
  9. Xu, C., et al. Are we underestimating the sources of microplastic pollution in terrestrial environment. J Hazard Mater. 400, (2020).
  10. Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Mar Pollut Bull. 62 (12), 2588-2597 (2011).
  11. HidalgoRuz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: a review of the methods used for identification and quantification. Environ Sci Technol. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  12. Koelmans, A. A., Mohamed Nor, N. H., Hermsen, E., Kooi, M., Mintenig, S. M., De France, J. Microplastics in freshwaters and drinking water: critical review and assessment of data quality. Water Res. 155, 410-422 (2019).
  13. Maddah, H. A. Polypropylene as a promising plastic: a review. Am J Polym Sci. 6 (1), 1-11 (2016).
  14. Colmenarejo Calero, E., Kovač Viršek, M., Mali, N. Microplastics in groundwater: pathways, occurrence, and monitoring challenges. Water. 16 (9), (2024).
  15. Wagner, M., et al. Microplastics in freshwater ecosystems: what we know and what we need to know. Environ Sci Eur. 26 (1), (2014).
  16. Long, M., et al. Interactions between microplastics and phytoplankton aggregates: impact on their respective fates. Mar Chem. 175, (2015).
  17. Viaroli, S., Lancia, M., Re, V. Microplastics contamination of groundwater: current evidence and future perspectives. Sci Total Environ. 824, (2022).
  18. Li, H., Lu, X., Wang, S., Zheng, B., Xu, Y. Vertical migration of microplastics along soil profile under different crop root systems. Environ Pollut. 278, (2021).
  19. Ren, Z., Gui, X., Xu, X., Zhao, L., Qiu, H., Cao, X. Microplastics in the soilgroundwater environment: aging, migration, and cotransport of contaminants - a critical review. J Hazard Mater. 419, (2021).
  20. Lwanga, E. H., et al. Review of microplastic sources, transport pathways and correlations with other soil stressors: a journey from agricultural sites into the environment. Chem Biol Technol Agric. 9 (1), (2022).
  21. Maaß, S., Daphi, D., Lehmann, A., Rillig, M. C. Transport of microplastics by two collembolan species. Environ Pollut. 225, (2017).
  22. Rillig, M. C., Ziersch, L., Hempel, S. Microplastic transport in soil by earthworms. Sci Rep. 7 (1), (2017).
  23. Microplastics in drinking water. , World Health Organization. Geneva. Licence: CC BYNCSA (2019).
  24. Chia, R. W., Lee, J. Y., Jang, J., Cha, J. Errors and recommended practices that should be identified to reduce suspected concentrations of microplastics in soil and groundwater: a review. Environ Technol Innov. 28, (2022).
  25. Drummond, J. D., Nel, H. A., Packman, A. I., Krause, S. Significance of hyporheic exchange for predicting microplastic fate in rivers. Environ Sci Tech Let. 7 (10), (2020).
  26. Pittroff, M., Munz, M., Valenti, B., Loui, C., Lensing, H. J. Fate of microplastics in deep gravel riverbeds: evidence for direct transfer from river water to groundwater. Microplastics. 4 (2), 26(2025).
  27. Matjašič, T., Mori, N., Hostnik, I., Bajt, O., Viršek, M. K. Microplastic pollution in small rivers along rural-urban gradients: variations across catchments and between water column and sediments. Sci Total Environ. 858, (2023).
  28. Samandra, S., Johnston, J. M., Jaeger, J. E., Symons, B., Xie, S., Currell, M., Ellis, A. V., Clarke, B. O. Microplastic contamination of an unconfined groundwater aquifer in Victoria, Australia. Sci Total Environ. 802, (2022).
  29. Panno, S. V., Kelly, W. R., Scott, J., Zheng, W., McNeish, R. E., Holm, N., Hoellein, T. J., Baranski, E. L. Microplastic contamination in karst groundwater systems. Groundwater. 57 (2), 189-196 (2019).
  30. Shi, J., Dong, Y., Shi, Y., Yin, T., He, W., An, T., Tang, Y., Hou, X., Chong, S., Chen, D., Qin, K., Lin, H. Groundwater antibiotics and microplastics in a drinkingwater source area, northern China: occurrence, spatial distribution, risk assessment, and correlation. Environ Res. 210, (2022).
  31. Guidance on the monitoring of marine litter in European seas. , MSFD Technical Group on Marine Litter. (2023).
  32. Kovač Viršek, M., Palatinus, A., Koren, Š, Peterlin, M., Horvat, P., Kržan, A. Protocol for microplastics sampling on the sea surface and sample analysis. JoVE. (118), (2016).
  33. Lee, J. Y., Cha, J., Ha, K., Viaroli, S. Microplastic pollution in groundwater: a systematic review. Environ Pollut Bioavailab. 36 (1), 2299545(2024).
  34. Cha, J., Lee, J. Y., Chia, R. W. Comment on the paper "Microplastic contamination of an unconfined groundwater aquifer in Victoria, Australia". Sci Total Environ. 820, (2022).
  35. Weber, F., Kerpen, J. Underestimating microplastics? Quantification of the recovery rate of microplastic particles including sampling, sample preparation, subsampling, and detection using µ-Raman spectroscopy. Anal Bioanal Chem. 415 (15), 2963-2973 (2023).

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Micropl sticos em guas Subterr neasAmostragem de guas Subterr neasIdentifica o de Micropl sticosSistema de Amostragem por Filtra oFiltra o em CascataEspectroscopia ATR FTIREspectroscopia Micro FTIRCaracteriza o Qu micaMicroscopia Est reoPreven o de Contamina o de Amostras

Artigos relacionados