Artigo de método

Preparação e avaliação do modelo de insuficiência ovariana prematura de camundongo

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DOI:

10.3791/69000

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19 de setembro de 2025

 , 
1The First Hospital of Anhui University of Science and Technology'

Neste artigo

Resumo

Este protocolo delineia um método para construir um modelo de camundongo com insuficiência ovariana prematura por meio de injeção de ciclofosfamida. O modelo replica de forma eficaz, rápida e adaptável a progressão patológica da insuficiência ovariana prematura humana, demonstrando alta confiabilidade e custo-benefício.

Resumo

A insuficiência ovariana prematura (IOP) é uma condição crítica que leva à infertilidade feminina, necessitando de modelos animais confiáveis para pesquisas mecanicistas e terapêuticas. Aqui, apresentamos um protocolo padronizado para estabelecer e avaliar um modelo de camundongo POI induzido por ciclofosfamida (CTX). Camundongos fêmeas de seis a oito semanas de idade com ciclos estrais regulares foram selecionados e submetidos a injeções intraperitoneais de CTX: uma dose inicial de 100 mg / kg no dia 1, seguida por doses diárias de 20 mg / kg nos 14 dias subsequentes. As mudanças dinâmicas nos ciclos estrais foram monitoradas por meio de citologia de esfregaço vaginal com coloração de Wright. Os níveis séricos de estradiol (E2), hormônio folículo-estimulante (FSH) e hormônio anti-mülleriano (AMH) foram quantificados usando ELISA para avaliar as alterações endócrinas. A histopatologia ovariana foi avaliada por meio da coloração de hematoxilina-eosina (H&E) de cortes embebidos em parafina para quantificar a atresia folicular, enquanto a análise imuno-histoquímica da caspase-3 clivada foi realizada para detectar apoptose de células da granulosa. Os resultados demonstraram ciclicidade estroal interrompida, níveis significativamente reduzidos de E2 e AMH, concentrações elevadas de FSH, aumento da atresia folicular e aumento da apoptose das células da granulosa em camundongos tratados com CTX, confirmando a modelagem POI bem-sucedida. Este método de construção de modelos pode imitar altamente o mecanismo de dano ovariano induzido por quimioterapia, apresentando características patológicas típicas, como depleção de reservas foliculares e distúrbios hormonais sexuais. Ele fornece uma plataforma experimental confiável para revelar o mecanismo de toxicidade reprodutiva da quimioterapia, rastrear medicamentos protetores do ovário e otimizar as estratégias de preservação da fertilidade. Além disso, este modelo é relativamente simples de operar, de baixo custo e possui um ciclo de produção curto, facilitando a sua execução e popularização. A metodologia está alinhada com os requisitos do JoVE para demonstrações experimentais passo a passo visualizáveis.

Introdução

A insuficiência ovariana prematura (IOP), a forma mais prevalente de distúrbio do envelhecimento reprodutivo feminino, não apenas compromete gravemente a saúde física e mental das pacientes por meio de sintomas de deficiência de estrogênio e disfunção reprodutiva, mas também eleva os riscos de desenvolver comorbidades, incluindo fraturas, distúrbios autoimunes, doenças cardiovasculares, diabetes mellitus, etc.1. O desenvolvimento de estratégias terapêuticas eficientes e seguras tornou-se, portanto, uma prioridade extremamente urgente na medicina moderna. Dada a disponibilidade limitada de amostras clínicas, etiologia multifatorial e altos riscos éticos associados à pesquisa de POI, o estabelecimento de modelos animais confiáveis que permitam investigação mecanicista sistemática e validação de segurança tornou-se indispensável.

Atualmente, os modelos de danos ovarianos induzidos por quimioterapia são amplamente utilizados para estudos de IOP. A ciclofosfamida (CTX), um agente alquilante com propriedades imunossupressoras, foi identificada como um potente composto gonadotóxico. Seu mecanismo envolve danos de reticulação de DNA para suprimir a proliferação celular2, levando à apoptose de células de reserva ovariana 3,4. Os modelos baseados em CTX recapitulam efetivamente as características clínicas da POI, incluindo depleção do folículo primordial, hipoestrogenemia e níveis elevados de hormônio folículo-estimulante (FSH). A injeção intraperitoneal de CTX em camundongos oferece vantagens distintas: alta biodisponibilidade por meio de rápida absorção peritoneal, operabilidade padronizada com variabilidade técnica mínima e custo-benefício para estudos em larga escala. Notavelmente, a estrutura ovariana dos camundongos é altamente semelhante à dos humanos, o que facilita a observação dinâmica da depleção folicular e das alterações hormonais. Além disso, os camundongos são de baixo custo e têm uma taxa reprodutiva rápida, atendendo aos requisitos para estudos de amostra em larga escala.

Apesar dessas vantagens, a heterogeneidade nos regimes de dosagem de CTX (por exemplo, injeções em bolus único versus fracionadas) e as janelas de administração temporárias levaram a resultados de modelagem inconsistentes entre os estudos. Para resolver essa lacuna, apresentamos um protocolo sistemático que otimiza a dosagem de CTX e a frequência de administração para indução de POI em camundongos. Este estudo tem como objetivo estabelecer um modelo reprodutível por meio da avaliação quantitativa da depleção de reservas ovarianas, desregulação hormonal e correlatos histopatológicos, fornecendo assim uma plataforma robusta para exploração mecanicista e triagem terapêutica.

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Protocolo

Este protocolo foi revisado e aprovado pelo Comitê de Ética da Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd. (Número de Ética: SDLL202502281). Este estudo segue as diretrizes do National Institutes of Health sobre o cuidado e uso de roedores de laboratório em todos os procedimentos de experimentos com animais. As fêmeas de camundongos C57BL/6 usadas neste experimento tinham de 6 a 8 semanas de idade e eram mantidas em condições específicas livres de patógenos (SPF). Como uma cepa endogâmica e uma subcepa da linhagem C57, os camundongos C57BL / 6 são caracterizados por sua pelagem preta. Antes da experimentação, os camundongos foram aclimatados por uma semana no laboratório animal sob condições controladas de temperatura e umidade, com um ciclo claro/escuro de 12 horas para imitar os ritmos circadianos naturais. Durante todo o período de aclimatação, os camundongos receberam acesso ad libitum a comida e água.

1. Preparação animal

NOTA: Selecione 24 camundongos fêmeas C57BL / 6 de grau SPF com idade entre 6 e 8 semanas com ciclos estrais normais. Colete o fluido de lavagem vaginal dos camundongos às 9:00 da manhã por 10 dias consecutivos para preparar esfregaços de células vaginais esfoliadas. Observe os ciclos estrais e escolha os camundongos que possuem pelo menos um ciclo contínuo e completo.

  1. Permita que os ratos se aclimatem ao ambiente por 1 semana antes dos experimentos. Marque os ratos usando um soco na orelha após o período de adaptação. Registre as medições do peso corporal imediatamente após a marcação.
  2. Segure os ratos com segurança até que ocorra a micção induzida pelo estresse natural. Imobilize beliscando a pele dorsal do pescoço entre o polegar e o indicador da mão esquerda. Posicione a cabeça do mouse para baixo para expor totalmente a região abdominal.
  3. Coloque uma ponta de pipeta estéril em uma micropipeta. Aspirar 10 μL de solução salina fisiológica estéril. Execute três ciclos de lavagem sequenciais através do canal vaginal. Retenha o fluido de lavagem dentro da ponta da pipeta.
  4. Distribua uniformemente o fluido de lavagem pela lâmina do microscópio de vidro. Secar completamente as lâminas à temperatura ambiente. Fixe as células imergindo-as em etanol a 95% para preservação. Rotule as lâminas de forma abrangente com parâmetros experimentais e mantenha o armazenamento protegido em caixas de lâminas à prova de luz a 4 °C quando não estiver processando.
  5. Protocolo de coloração de Wright
    1. Mergulhe as lâminas em etanol a 95% (por 3-10 min). Enxágue abundantemente sob o jato de água destilada.
    2. Transfira as lâminas através de banho de etanol a 95% (duração de 1 min).
    3. Raspe o filme oxidado da superfície da solução de hematoxilina usando papel de filtro limpo. Mergulhe as lâminas em hematoxilina filtrada (por 5 min).
    4. Enxágue as lâminas com água destilada. Mergulhe brevemente (<1 s) em solução de HCl a 1%. Complete com um enxágue prolongado com água destilada.
    5. Prepare a coloração mista usando as soluções Orange G e EA50. A mancha desliza na mistura (por 3 min).
    6. Passar as lâminas por três banhos sequenciais de etanol a 95% (intervalos de 5 s).
    7. Trate com xileno em duas etapas (2 min cada).
      NOTA: Opere dentro de uma capela para evitar a inalação de vapor de xileno. Feche os recipientes imediatamente após o uso.
    8. Preserve permanentemente as amostras usando meio de montagem de resina neutra
  6. Ao ler a lâmina ao microscópio, identifique as células com citoplasma rosa pálido e núcleos roxos escuros como células epiteliais nucleadas, células rosa pálido escamosas irregulares não nucleadas como células epiteliais queratinizadas e pequenas células azuis redondas como glóbulos brancos.
    NOTA: Determine o estágio do ciclo estral com base nas seguintes características citológicas: (1) Fase do proestro: Células epiteliais nucleadas predominantes. Aparecem como células individuais e planilhas agrupadas. Presença esparsa de leucócitos (campo de visão de <5%); (2) Fase de estro: Abundantes células epiteliais queratinizadas anucleadas. Características: grande morfologia achatada com bordas irregulares. Quase ausência de leucócitos e células nucleadas (<2% combinados); (3) Fase de metaestro: Diminuição da população de células queratinizadas. Infiltração leucocitária emergente. Células epiteliais nucleadas reaparecendo (composição de 20%-40%); (4) Fase do diestro: Leucócitos dominantes e células nucleadas (>80%). Ausência virtual de células queratinizadas (<1%)5. Consulte o atlas citológico padronizado na Figura 1 para verificação de padrão.
  7. Organize e analise os dados e selecione 24 camundongos com ciclos estrais normais.

2. Preparação da injeção de ciclofosfamida

NOTA: A ciclofosfamida é instável à luz e deve ser manuseada no escuro durante todo o processo. A ciclofosfamida é tóxica, portanto, roupas de proteção, luvas de nitrilo de camada dupla e máscaras devem ser usadas durante a operação.

  1. Adicione 200 mg de pó estéril de ciclofosfamida de grau farmacêutico a 10 mL de solução salina estéril. Misture bem para obter uma solução de ciclofosfamida 20 mg / mL. Reserve uma porção para uso imediato; preparar concentrações adicionais com o restante.
  2. Transfira 200 μL de estoque de 20 mg / mL para um tubo de centrífuga de 1,5 mL envolto em papel alumínio. Adicione 800 μL de solução salina estéril para atingir 1 mL de volume total. Misturar em vórtices durante 30 s para obter uma solução de 4 mg/ml. Prepare 14 alíquotas idênticas (1 mL cada). Armazenar todas as alíquotas a -20 °C em uma prateleira vertical.

3. Injetar a solução de ciclofosfamida

NOTA: Randomize 24 camundongos em três coortes usando um sistema computadorizado: (1) BLANK: Sem tratamento (n = 8); (2) SN: Controles salinos (n = 8); (3) POI: Grupo ciclofosfamida (n = 8). Injete os ratos todas as manhãs às 9:00. Para o grupo POI, injetar intraperitonealmente 100 mg/kg de solução de ciclofosfamida no primeiro dia e, em seguida, injetar continuamente 20 mg/kg de solução de ciclofosfamida pelos próximos 14 dias. Injete intraperitonealmente um volume igual de solução salina normal no grupo SN e deixe o grupo BALNK sem tratamento. Pese todos os camundongos antes de cada injeção, todos os dias, e colete células esfoliadas vaginais para esfregar após a injeção.

  1. Coloque uma bola de algodão embebida em isoflurano com uma pinça em um recipiente lacrável. Posicione o mouse dentro do recipiente por 10 s de anestesia inalatória.
    NOTA: O isoflurano é um anestésico volátil com certa toxicidade e irritação. As operações devem ser realizadas em um ambiente bem ventilado, seguindo protocolos aprovados institucionalmente.
  2. Calcular o volume de injeção: Peso corporal (g) × 5 = μL. Desinfetar o quadrante inferior direito com um cotonete de etanol a 75%. Insira uma agulha de 26 G em um ângulo de 30-45° (orientação de chanfro para cima). Avance 5 mm através da parede abdominal até a sensação de "estalo". Forneça a solução a uma taxa de 50 μL/s.
  3. Coloque líquidos residuais e equipamentos contaminados em recipientes de resíduos à prova de luz rotulados como "RESÍDUOS FOTOSSENSÍVEIS". Descarte as bolas de algodão embebidas em isoflurano em recipientes selados designados, afixados com rótulos claros de RESÍDUOS PERIGOSOS.
  4. Descongele as alíquotas congeladas de 4 mg/ml em banho-maria a 37 °C (3 min). Recalcular a dose diária: Peso corporal (g) × 5 = μL. Verifique a clareza da solução antes de colocar a seringa.

4. Coleta de soro

NOTA: Após 15 dias de injeção de solução de ciclofosfamida, colete sangue do ápice do coração de todos os camundongos. Centrifugue para obter o soro. Os camundongos do grupo controle e do grupo SN devem ser amostrados durante a fase de diestro. Os camundongos do grupo POI foram submetidos a amostragem pareada no tempo pareados com camundongos do grupo controle/NS, confirmados em diestro.

  1. Anestesiando o mouse
    1. Coloque o mouse em uma câmara transparente e hermética contendo uma bola de algodão saturada de isoflurano.
    2. Observe o comportamento do mouse. A perda do reflexo de endireitamento (falha na autocorreção da postura quando suavemente virada em decúbito dorsal) indica indução anestésica adequada. Este processo normalmente requer 2-3 min.
    3. Remova o mouse do recipiente. Fixe a cabeça com a mão esquerda e pressione suavemente a pálpebra superior com o dedo indicador. Segure um cotonete estéril na mão direita, mergulhe-o na pomada ocular de eritromicina para coletar uma quantidade de 1-2 mm de diâmetro.
      1. Aplique uniformemente a pomada na superfície do globo ocular e na pálpebra interna. Feche a pálpebra e massageie suavemente com a ponta do dedo por 10 s para distribuir a pomada uniformemente. Limpe o excesso de pomada ao redor do olho usando um cotonete seco.
  2. Posicione o mouse em decúbito dorsal em uma placa de espuma. Apare os pelos do peito com uma tesoura cirúrgica. Desinfetar as áreas torácica e abdominal com etanol a 75%.
    1. Incisar a pele e o tecido subcutâneo ao longo da linha média. Corte os músculos intercostais longitudinalmente ao longo do lado esquerdo do esterno. Exponha o coração.
  3. Insira uma seringa (com o chanfro da agulha voltado para cima) no ápice do coração em um ângulo de cerca de 30°. Avance a agulha lentamente e aspire suavemente. Injete o sangue obtido em um tubo de centrífuga de 1,5 mL.
  4. Coloque o sangue obtido em uma centrífuga. Regular a centrifugadora a 850 × g durante 10 min a 4 °C. Use uma pipeta para retirar o soro da camada superior e coloque-o em um tubo de centrífuga de 0,5 mL. Armazene-o a -80 °C.

5. Detecção de estrogênio sérico, FSH e AMH

  1. Coloque o soro congelado em uma geladeira a 4 ° C durante a noite para descongelá-lo lentamente.
  2. Retire o kit ELISA da geladeira com 30 minutos de antecedência para permitir que os reagentes retornem à temperatura ambiente.
  3. De acordo com as instruções do kit, execute diluições em série do padrão usando o diluente padrão. Geralmente, defina vários gradientes de concentração, como 0, 10, 20, 40, 80, 160 pg/mL, etc.
  4. Adicionar o padrão diluído e as amostras de soro a ensaiar aos alvéolos correspondentes da placa ELISA, 100 μL por alvéolo. Ao mesmo tempo, configure os poços de controle em branco e adicione 100 μL do diluente da amostra.
  5. Coloque a placa ELISA em uma incubadora a 37 °C por 1-2 h para permitir que o antígeno e o anticorpo se liguem totalmente.
  6. Após o término da incubação, aspire cuidadosamente o líquido nos poços. Lave a placa ELISA com a solução de lavagem 3-5 vezes. Após cada lavagem, seque suavemente a placa ELISA para remover a solução de lavagem residual.
  7. Adicione a solução de trabalho de anticorpos marcados com enzima, 100 μL por poço. Continuar a incubar numa incubadora a 37 °C durante 1 h.
  8. Repita as etapas de lavagem acima, lave 3-5 vezes e seque a placa ELISA.
  9. Adicione 100 μL de solução de substrato a cada poço. Misture delicadamente agitando. Incubar no escuro a 37 °C durante 15-30 min até que se desenvolva uma cor azul clara.
  10. Adicione 100 μL de solução de terminação a cada poço para interromper a reação. Observe a mudança de cor de azul para amarelo.
  11. Use um leitor de microplacas para ler os valores de absorbância (valores A) de cada poço em um comprimento de onda de 450 nm e registrar os dados.
  12. Tome a concentração do padrão como a abscissa e o valor de absorbância correspondente como a ordenada para desenhar uma curva padrão. Geralmente, use o ajuste polinomial para garantir que o coeficiente de correlação r² da curva padrão seja maior que 0,99.
    1. De acordo com a curva padrão, substitua o valor de absorbância da amostra de soro a ser testada na equação da curva padrão para calcular a concentração de hormônio na amostra.

6. Coleta de tecido ovariano

  1. Eutanasiar o camundongo ainda anestesiado por luxação cervical (seguindo protocolos aprovados institucionalmente) e, em seguida, usar uma tesoura cirúrgica para abrir o abdômen do camundongo.
  2. Os ovários estão localizados abaixo dos rins e são envoltos em almofadas de gordura brancas. Levante suavemente as almofadas de gordura com uma pinça para expor os ovários e as trompas de falópio. Use uma tesoura para separar os ovários dos tecidos conjuntivos circundantes.
  3. Coloque os tecidos ovarianos removidos em paraformaldeído a 4% para fixação por 24 h.

7. Preparação de seções de parafina

  1. Desidratação: Retirar os ovários e passá-los por soluções de etanol de diferentes concentrações (75%, 85%, 95%, 100%) em sequência, com cada passo com duração de 1 h.
  2. Tratamento de transparência: Primeiro, trate os ovários em uma mistura de xileno e etanol por 15 min. Em seguida, mergulhe-os em xileno I e xileno II por 15 minutos cada.
  3. Impregnação de cera: Mergulhe os ovários em uma mistura de xileno e parafina. Em seguida, transfira-os para Parafina I, Parafina II e Parafina III por 0,5 h cada.
  4. Incorporação: Coloque os ovários impregnados de cera em um molde de incorporação. Ajuste a orientação dos tecidos (com a superfície de corte voltada para baixo). Despeje a parafina derretida no molde e deixe esfriar e solidificar.
  5. Seccionamento: Corte o bloco de parafina em seções de 5 μm de espessura usando um micrótomo. Execute o corte em série e transfira suavemente a fita com uma escova, garantindo que ela forme uma faixa uniforme e translúcida que fique plana sem distorção quando flutuada em banho-maria

8. Coloração H&E

  1. Desparafinagem: Mergulhe as seções embebidas em parafina em xileno I por 10 min. Em seguida, transfira as seções para xileno II e deixe de molho por mais 10 min.
  2. Reidratação: Passe as seções por uma série de soluções de etanol de diferentes concentrações em sequência: 100% de etanol, 95% de etanol, 85% de etanol e 75% de etanol, com um tempo de imersão de 5 min para cada uma. Por fim, enxágue as seções com água destilada por 1 min.
  3. Coloração de hematoxilina: Mergulhe as seções na solução de coloração de hematoxilina por 5 min. Enxágue as seções em água corrente por 30 s.
  4. Diferenciação: Mergulhe as seções em solução de ácido clorídrico-etanol a 1% por 1-3 s. Enxágue as seções em água corrente por 1-2 min.
  5. Coloração citoplasmática: Mergulhar em solução de eosina Y (1 min). Seque o excesso de mancha com papel de filtro.
  6. Desidratação: Passar os cortes por uma série de soluções de etanol: etanol 85%, etanol 95% e etanol 100% (duas vezes), com tempo de imersão de 5 s para cada um.
  7. Clareira: Mergulhe as seções em xileno I por 5 min. Em seguida, transfira as seções para xileno II e deixe de molho por mais 5 min.
  8. Montagem: Solte resina neutra na seção manchada. Coloque cuidadosamente uma lamínula sobre a seção.
  9. Contagem de folículos: Observe as seções coradas ao microscópio. Conte e registre o número de folículos em diferentes estágios de desenvolvimento.

9. Imuno-histoquímica para Caspase-3 em tecido ovariano

  1. Recuperação de antígeno: Coloque as seções desparafinadas e reidratadas em tampão citrato de sódio (pH 6,0). Aqueça as seções em um forno de micro-ondas em alta potência por 5 min. Em seguida, retire-os e deixe esfriar.
    1. Repita o processo de aquecimento mais 2 vezes, para um total de 3 ciclos de aquecimento. Após o resfriamento natural, lave as seções com PBS 3 vezes, cada vez por 5 min.
  2. Eliminação da peroxidase endógena: Adicione 3% de H₂O₂ gota a gota nas seções. Incube as seções em temperatura ambiente no escuro por 10 min. Lave as seções com PBS 3 vezes, cada vez por 3 min.
  3. Bloqueio sérico e incubação de anticorpos: Adicione anticorpo primário anti-caspase-3 de coelho gota a gota nas seções. Incubar as secções numa caixa húmida a 4 °C durante a noite. No dia seguinte, deixe as seções retornarem à temperatura ambiente por 30 min. Lave as seções com PBS 3 vezes, cada vez por 5 min.
  4. Desenvolvimento de cor, contracoloração e montagem: Use DAB para desenvolvimento de cor, o que geralmente leva cerca de 1 a 5 minutos. Contra-core as seções com hematoxilina por 2 min. Após a contracoloração, lave as mechas por 5 min.
    1. Em seguida, coloque as seções em água com amônia por 1 min para torná-las azuis. Por fim, execute a desidratação através de um gradiente de etanol, limpe as seções e monte-as.

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Resultados

O processo de estabelecimento do modelo de camundongo POI é ilustrado na Figura 2. O peso corporal e o ciclo estral dos camundongos foram registrados a partir do primeiro dia de injeção da droga. Após 15 dias da injeção de CTX, a taxa média de declínio do peso corporal dos camundongos no grupo POI (3,717% ± 1,463%) foi significativamente maior do que no grupo BLANK (0,2526% ± 0,1469%) e no grupo NS (0,4305% ± 0,2494%) (p < 0,0001). Não houve diferença estatisticamente significati...

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Discussão

A insuficiência ovariana prematura (IOP) afeta seriamente a saúde física e a qualidade de vida das mulheres, e sua prevalência global está aumentando ano a ano. No entanto, atualmente, ainda faltam métodos de tratamento seguros e eficazes para POI. Estabelecer um modelo animal confiável e reprodutível é crucial para o avanço da pesquisa sobre POI. Clinicamente, as causas da IOP são diversas, e os quimioterápicos são importantes fatores patogênicos conhecidos8. Com...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.

Agradecimentos

Os autores agradecem o apoio financeiro recebido da Fundação Médica Wu Jieping por meio de seu Programa de Financiamento Especial de Pesquisa Clínica (Concessão nº 320.6750.17067). Também agradecemos a plataforma de pesquisa e o suporte técnico que a Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd forneceu.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
4% de paraformaldeídoSangon Bioengenharia Co., LtdA500684-0500
75% de álcoolShandong Dexinkang Medical Technology Co., Ltd200603
Etanol anidroFábrica de Reagentes Químicos de Bengbu
Tubos de centrífugaBiosharpBS-15-M
Mesa friaQuanlin MédicaQL-LT20230003
Bolas de algodãoShandong Brilliance Co., Ltd20241008
LamínulasJiangsu Shitai Equipamento Experimental Co., Ltd80312-3412
CiclofosfamidaBaxter Oncologia GmbH3K645A
DesidratadorHubei Xiaogan Haikuo Tecnologia Médica Co., LtdKH-TS
Máquina de tingimentoHubei Xiaogan Haikuo Tecnologia Médica Co., LtdKH-S101 
Solução de coloração EA50Equipamento médico Co. de Hubei Taikang, LtdJ7EC20
Alicate para brincosShenzhen Ruiwode Ciência da Vida e TecnologiaC22002-10
Seccionamento eficiente de parafinaTongxiang Hualing Cera Indústria Co., Ltd20241018
Forno elétrico de secagem rápida (forno)Shanghai Yuejin Medical Equipment Co., LtdHCZF-11
Incubadora de água termostática aquecida eletricamenteShanghai Yuejin Medical Equipment Co., LtdHSW-600
Máquina de embutirDispositivo médico Co. de Prisstar Changzhou, LtdPMB-A
Coloração de eosinaBiotecnologia Co. de Sewell, LtdG1005-2
Solução de diferenciação de hematoxilinaBiotecnologia Co. de Sewell, LtdG1039-500ML
Solução de coloração de hematoxilinaBiotecnologia Co. de Sewell, LtdG1005-1
IsofluranoShandong Ante Tecnologia de Pecuária Co., Ltd2024101501
microscópioAnhui Jiashang Biotecnologia Co., LtdSQS-12P
Kit ELISA de hormônio anti-mulleriano (AMH) de camundongoHengyuan BiotecnologiaHB1334-MU
Kit de imunoensaio enzimático de estradiol (E2) de camundongoHengyuan BiotecnologiaHB975-MU
Kit ELISA de hormônio folículo-estimulante (FSH) de camundongoHengyuan BiotecnologiaHB967-MU
Goma neutraNanchang Yulu Equipamento Experimental Co., Ltd240504
Aparelho de branqueamento de tecidos patológicosDispositivo médico Co. de Prisstar Changzhou, LtdPHY-III
Amortecedor PBSBiosharpBL302A
Pontas de pipetaBiosharpBS-10-T
PipetasDalong Equipamento Médico Co., LtdYE213AT0257922
Desidratador rápido de tecidosHubei Xiaogan Haikuo Tecnologia Médica Co., LtdKH-TS
CortadorGheddyYD-315
SlidesJiangsu Shitai Equipamento Experimental Co., Ltd80312-3161
Máquina de esfregaçoEquipamento médico Co. de Hubei Taikang, Ltd131001305
Injeção de cloreto de sódioWuhan Binhu Shuanghe Farmacêutica Co., LtdRolamento 240525K04
seringaJiangsu Zhiyu Medical Device Co., Ltd
Fatiador vibratórioShanghai Zhixin Instrument Co., LtdZQP-86
XilenoReagente químico Co. de Tianjin Kaitong, Ltd20240102

Referências

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