Artigo de método

Criação de ácaros foréticos associados a insetos perfuradores de madeira

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DOI:

10.3791/69039

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2 de setembro de 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

Neste artigo

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para estabelecer e manter culturas de laboratório de ácaros foréticos associados a insetos perfuradores de madeira, incluindo espécies predadoras e fungívoras, usando uma unidade de criação com fontes de alimento personalizáveis e métodos escaláveis para pesquisa experimental ou aplicada.

Resumo

Os ácaros foréticos são associados comuns de uma ampla gama de insetos perfuradores de madeira, como Coleoptera: Curculionidae e Cerambycidae. Os ácaros foréticos estão entre os poucos grupos de organismos capazes de acessar os locais de reprodução de seus hospedeiros. Esses organismos são minúsculos, estabelecendo associações estreitas e afinidade por condições bióticas e abióticas dentro das galerias de insetos perfuradores de madeira. Sua presença nas galerias pode exercer uma influência significativa no comportamento e na reprodução dos besouros. Algumas espécies podem atuar como antagonistas naturais dos besouros e seus fungos mutualísticos, interrompendo as relações simbióticas que garantem seu sucesso. Essas características tornam os ácaros foréticos candidatos promissores para programas de controle biológico direcionados a pragas perfuradoras de madeira. No entanto, métodos reprodutíveis para a criação desses ácaros são necessários para estudar sua biologia e ecologia básicas e avaliar seu potencial como agentes de biocontrole. Apesar de sua importância, atualmente não existem protocolos detalhados para manter as populações de ácaros foréticos em cativeiro. Este estudo apresenta uma abordagem prática e acessível para a criação de dois grupos de ácaros foréticos, fungívoros/detritívoros (Acari: Astigmata) ( Histiogaster arborsignis) e predadores (Acari: Mesostigmata) ( Proctolaelaps spp.). Propomos o uso de grãos de cevada laminados e nematóides como fontes nutricionais para esses ácaros, respectivamente. Essas fontes de alimentos são práticas e amplamente acessíveis, exigindo manutenção mínima, oferecendo uma dieta padronizada adaptada às necessidades nutricionais dos grupos-alvo de ácaros. Um substrato à base de gesso à base de carvão vegetal é usado como matriz reguladora de umidade. Essa combinação fornece recursos alimentares e um microhabitat adequado para manutenção e reprodução desses ácaros a longo prazo. O método descrito é escalável, permitindo que os pesquisadores expandam as unidades de criação proporcionalmente ao tamanho da colônia e aos requisitos experimentais. Este protocolo oferece uma ferramenta crítica para o avanço da pesquisa sobre os papéis ecológicos dos ácaros foréticos. Este sistema validado experimentalmente garante a viabilidade da colônia a longo prazo por vários meses e várias gerações, mantendo-se adaptável para a criação de outros táxons de ácaros em condições de laboratório.

Introdução

Muitos insetos perfuradores de madeira completam a maior parte de seu ciclo de vida dentro das árvores, onde se alimentam e muitas vezes atuam como vetores de patógenos de plantas, representando sérios riscos para a agricultura e os ecossistemas florestais 1,2. Entre os grupos mais prejudiciais estão os besouros invasores das famílias Buprestidae, Cerambycidae, Bostritridae e Curculionidae, que têm sido associados à extensa mortalidade de árvores e perdas econômicas em todo o mundo3. A Flórida abriga mais de 35 espécies de besouros ambrosia (Coleoptera: Curculionidae), com pelo menos 15 conhecidas por infestar abacateiros 4,5. Espécies comuns em pomares incluem Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) e Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), muitas vezes co-ocorrendo na mesma árvore 4,6. Esses besouros são prejudiciais principalmente porque são vetores de fungos simbióticos, alguns dos quais são patogênicos para as plantas7. O patógeno mais grave é a Harringtonia lauricola, agente causal da murcha do louro, introduzida nos EUA com seu vetor primário, Xyleborus glabratus Eichhoff, por volta de 2002 8,9. A murcha de louro devastou a indústria de abacate da Flórida e as Lauraceae nativas, matando mais de meio bilhão de árvores10,11. Além disso, H. lauricola agora ocorre em associação com múltiplas espécies de besouros ambrosia, que funcionam como vetores alternativos em sistemas de abacate onde X. glabratus é raro 4,12.

Os ácaros (Acari) são artrópodes altamente diversos que ocupam uma ampla gama de nichos ecológicos. Entre eles, vários grupos são cada vez mais reconhecidos por seu potencial como agentes de controle biológico devido ao seu comportamento predatório, altas taxas reprodutivas e capacidade de prosperar em vários ambientes, incluindo solo, superfícies de plantas e produtos armazenados. Sua capacidade de suprimir surtos de pragas em estufas, viveiros e campos agrícolas ressalta sua importância nos programas de manejo integrado de pragas (MIP)13,14. Por exemplo, a família Phytoseiidae inclui várias espécies de considerável importância no controle biológico, notadamente Neoseiulus californicus Berlese e Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, que são amplamente utilizadas para a supressão de ácaros (Acari: Tetranychidae) e tripes em estufas e culturas de campo15. Da mesma forma, o ácaro laelapídeo Stratiolaelaps scimitus é um agente de controle biológico direcionado a pragas que habitam o solo, como larvas de mosquitos de fungos e pupas de tripes, e é amplamente incorporado em programas de manejo integrado de pragas16. Os ácaros foréticos representam um grupo promissor neste contexto. Esses ácaros dependem de associações temporárias com seus hospedeiros para dispersão e são freqüentemente encontrados nas galerias ou câmaras de cria de insetos perfuradores de madeira, como besouros da casca e da ambrosia 17,18,19.

A diversidade de ácaros foréticos se estende tanto à morfologia quanto à ecologia. Alguns exibem comportamento alimentar fungívoro e detritívoro, enquanto outros são predatórios. Considerando sua proximidade com seus hospedeiros, os ácaros foréticos têm o potencial de suprimir as populações de insetos diretamente, predando ovos e larvas, prejudicando-os fisicamente, ou indiretamente, interrompendo associações simbióticas de insetos perfuradores de madeira 20,21,22,23.

Apesar do crescente interesse pelos ácaros e seus potenciais agentes de controle biológico, o desenvolvimento de protocolos de criação para eles permanece limitado. Alguns estudos relataram métodos de cultivo de ácaros predadores de vida livre (Acari: Mesostigmata)24,25; no entanto, as descrições muitas vezes carecem de instruções para o estabelecimento inicial de colônias de ácaros, representando um desafio para novos acarologistas. Atualmente, não há protocolos estabelecidos disponíveis para manter colônias de laboratório de longo prazo ou criar ácaros foréticos para uso experimental. O protocolo apresentado neste estudo aborda essa lacuna, oferecendo um método prático, escalável e reprodutível para a criação de ácaros predadores (ou seja, Mesostigmata) e fungívoros/detritívoros (ou seja, Astigmata). Embora o protocolo seja descrito no contexto de ácaros foréticos, ele é amplamente aplicável a outros ácaros e pode ser prontamente adaptado para atender a diversos objetivos de pesquisa. Por exemplo, os ácaros Astigmata criados usando este método podem servir como presas factícias para ácaros predadores26,27.

Este estudo teve como objetivo desenvolver e avaliar um protocolo de criação padronizado para ácaros foréticos, sob a hipótese de que uma combinação de substrato e dieta amplamente aplicável pode suportar a sobrevivência e reprodução sustentadas em diversos táxons de ácaros (Mesostigmata e Astigmata).

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Protocolo

O protocolo descrito aqui é uma adaptação atualizada de descrições anteriores de técnicas de criação em massa para artrópodes do solo24,25. Também inclui um novo método para criação em massa de ácaros foréticos fungivorívoros / detritívoros (ou seja, Astigmata) usando sacos plásticos autoclaváveis. Os reagentes e os equipamentos utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação do substrato da unidade de criação

  1. Ao iniciar uma cultura com 1-5 ácaros, use um frasco com tampa de rosca de 5 mL para facilitar a visualização dos ácaros durante o estabelecimento da colônia. Para saber o tamanho inicial do frasco, calcule aproximadamente 20 ácaros por volume de recipiente de 30 mL.
    NOTA: Por exemplo, ao iniciar uma cultura com 5-20 ácaros, use um frasco transparente com tampa de rosca de 30 mL ou menor. Ao iniciar uma cultura com 20-40 ácaros, utilize o próximo tamanho de frasco (60 mL).
  2. Preparar uma mistura seca de 90 g de gesso de Paris e 10 g de carvão activado em pó (9:1) num copo autoclavável de 500 ml. Mexa o pó até ficar totalmente misturado antes de autoclava.
  3. Cubra o copo com papel alumínio para evitar que a água entre no recipiente durante o processo de autoclavagem.
  4. Prepare uma mistura de pedaços de casca orgânica e musgo Sphagnum (2:1) em um béquer autoclavável. Prepare o suficiente para cobrir cerca de metade do recipiente de criação.
    NOTA: Por exemplo, ao preparar um recipiente de 120 mL, prepare cerca de 60 mL do substrato.
  5. Cubra o copo com papel alumínio para evitar que a água entre no recipiente durante o processo de autoclavagem.
  6. Despeje 500 mL de água destilada em um béquer autoclavável.
  7. Cubra o copo com papel alumínio.
  8. Autoclave a mistura seca, a mistura de casca e musgo e a água destilada em copos cobertos separados. Defina a autoclave para 30 min a 121 °C e 15 psi, com um tempo de secagem de 30 min.
  9. Deixe os materiais esfriarem até a temperatura ambiente (25 °C) por cerca de 1 h. Deixe todos os materiais cobertos com papel alumínio enquanto esfria.
  10. Depois de esfriar, despeje 50 mL de água destilada autoclavada na mistura de carvão ativado e gesso de cada vez, misturando a mistura cada vez que mais água for adicionada. Repita o processo até obter uma consistência cremosa (a consistência ideal é semelhante à maionese).
  11. Despeje imediatamente a mistura no fundo do frasco e bata suavemente algumas vezes contra uma superfície plana para eliminar as bolhas de ar. Despeje o suficiente para criar uma camada de 1 cm da mistura.
    NOTA: Se estiver usando um frasco menor que 30 mL, ajuste a espessura da camada para cerca de 25% da altura do frasco.
  12. Aguarde que a mistura seque completamente (cerca de 6 h) (Figura 1A,B).
  13. Adicione água destilada à camada inferior até que fique cinza mais escuro. Adicione água suficiente para saturar esta camada sem molhar a superfície. Se uma quantidade excessiva de água for derramada, use um pedaço de papel toalha para absorver o excesso de água.
  14. Adicione a mistura autoclavada de pedaços de casca orgânica e musgo Sphagnum (2:1) à unidade de criação. Adicione o suficiente para cobrir metade ou menos da unidade de criação (Figura 1C).
    NOTA: Se iniciar uma cultura com 1-5 ácaros, adicione um único pedaço pequeno de casca e / ou um fio de musgo Sphagnum para facilitar a visualização dos ácaros durante o estabelecimento da colônia (Figura 2A).

2. Preparação de uma tampa ventilada

  1. Faça um furo no centro da tampa do frasco. Para um frasco de 30 mL, faça um furo de 1 cm de diâmetro. Para recipientes maiores, aumente o tamanho do orifício a uma taxa de cerca de 2 mm de diâmetro para cada aumento de 30 mL no volume do recipiente (ou seja, orifício de 1,2 mm de diâmetro para um recipiente de 60 mL, 1,4 mm para um recipiente de 90 mL, etc.).
    NOTA: Ao usar um frasco menor que 30 mL, não é recomendável fazer um furo na tampa, pois o substrato secará rapidamente (Figura 2B). Certifique-se de que o recipiente seja aberto a cada 2 dias para troca de ar.
  2. Use cola quente para fixar uma malha à prova de ácaros (abertura de 80 μm ou menos) na parte superior do orifício. Aplique a cola quente ao redor do orifício em ambos os lados da tampa para garantir que todas as fendas estejam cobertas (Figura 1D).

3. Fonte de alimento e transferência de ácaros foréticos

  1. Ofereça pequenas manchas (cerca de 20% da superfície) de presas / alimentos separadamente na unidade de criação.
    NOTA: Determine a fonte de alimento com base nos hábitos alimentares do ácaro que está sendo criado. Para ácaros predadores (ou seja, Mesostigmata), ofereça nematóides e / ou larvas e ovos de ácaros Astigmata (ou seja, Aleuroglyphus ovatus ouThyreophagus entomophagus) 27. O nematóide mais acessível e fácil de cultivar para alimentar ácaros predadores são os microvermes (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), prontamente disponível comercialmente para uso como fonte de alimento para alevinos. Alternativamente, utilize nematóides entomopatogênicos disponíveis comercialmente, como Steinernema spp. e Heterorhabditis spp.28. Para fungívoros/detritívoros (ou seja, Astigmata), ofereça grãos de cevada em flocos e aveia em flocos.
  2. Transferir os ácaros para a unidade de criação com um pincel fino.
  3. Rotule as culturas. Escreva nomes científicos e comuns (quando disponíveis), data, local da coleção e anfitrião.
  4. Após 24 h, observe os ácaros ao microscópio estereoscópico para determinar qual presa/alimento é preferido por eles.
  5. Manter as culturas a uma temperatura de 25-27 °C na escuridão total.

4. Coleta de ácaros hospedeiros e foréticos

  1. Escolha e localize os hospedeiros foréticos. Muitos besouros perfuradores de madeira e outros insetos servem como hospedeiros foréticos dos ácaros. Áreas de reconhecimento e nichos ecológicos específicos ocupados pelo hospedeiro forético.
  2. Colete os hospedeiros empregando métodos que permitam que os ácaros foréticos permaneçam vivos após a coleta, como iscas, armadilhas, coleta de redes e / ou colheita manual. Evite usar agentes assassinos.
    NOTA: O método de coleta dependerá do hospedeiro forético. Por exemplo, os besouros da casca e da ambrosia podem ser coletados usando armadilhas de funil Lindgren, escavando toras manualmente ou colocando toras infestadas em recipientes que servem como câmaras de emergência29.
  3. Transferir os hospedeiros foréticos para o laboratório.
  4. Use um estereomicroscópio (40-200x) para localizar os ácaros foréticos no corpo do hospedeiro.
    NOTA: Os ácaros foréticos são comumente presos às asas do besouro (élitros), cutícula mole (ou seja, entre os segmentos da perna e do corpo), tórax e sob o élitros.
  5. Depois de preparar a unidade de criação (seguindo as etapas 2, 3 e 4), extraia os ácaros cuidadosamente do corpo dos hospedeiros usando um pincel fino.
  6. Examinar os indivíduos recolhidos ao microscópio estereoscópico (40-200×) para verificar se todos os ácaros adicionados à unidade de criação são morfologicamente uniformes. Se forem detectados vários morfotipos, separe-os e estabeleça unidades de criação individuais para cada morfotipo distinto.
  7. Transferir os ácaros foréticos para a unidade de criação com um pincel fino.

5. Manutenção da cultura

  1. Observe as culturas em estereomicroscópio (40-200×) a cada 2 dias. Verifique se há sinais de contaminação com esporófitos (mofo), outros ácaros e bactérias.
  2. Elimine manualmente a contaminação usando uma ferramenta esterilizada como uma pinça. Pequenos crescimentos de mofo podem ser gerenciados aplicando suavemente 70% de EtOH diretamente nas hifas com um pincel. Elimine todos os ácaros não reconhecidos.
    NOTA: Alguns estágios de vida dos ácaros parecem morfologicamente distintos de outros. Por exemplo, muitos ácaros astigmídeos produzirão deutoninfas foréticas (hypopi) que não têm semelhança com outras fases da vida. Pesquise na literatura as diferenças morfológicas entre os estágios de vida do ácaro que está sendo criado.
  3. Reabasteça a fonte de alimento. Adicione comida apenas o suficiente para ser consumida antes da próxima manutenção da cultura para evitar sujar a unidade de criação.
  4. Adicione água destilada ao fundo da unidade experimental para manter a umidade alta (>75%). Use uma pipeta para adicionar água em incrementos de 1 mL. Adicione água suficiente para saturar esta camada sem deixar a superfície molhada (brilhante). Se a superfície ficar excessivamente úmida, use uma toalha de papel para absorver o excesso de água até que a superfície fique opaca.
    NOTA: À medida que a camada absorve água, ela fica com um cinza mais escuro.
  5. Uma vez por semana, agite suavemente a unidade de criação para evitar a compactação do substrato. Esta etapa é importante para culturas mantidas em recipientes acima de 500 mL.

6. Ampliando culturas de ácaros foréticos predatórios

  1. Após 2-4 semanas do estabelecimento da cultura, ou quando a cultura estiver saturada de ácaros, prepare um frasco de tamanho maior equipado com presas seguindo as etapas descritas acima. Para saber o tamanho do frasco necessário, estime o número de ácaros que estão sendo transferidos e utilize a regra de 20 ácaros por 30 mL.
    NOTA: Quando a cultura está saturada de ácaros, eles começam a rastejar em cima do substrato, bem como na tampa. Geralmente, é o momento de aprimorar a cultura para um recipiente maior.
  2. Transfira todo o substrato com ácaros do frasco antigo para o novo.
  3. Vire o frasco antigo de cabeça para baixo acima do novo frasco e bata no fundo para desalojar os ácaros da arena antiga para a nova unidade de criação.
  4. Se um número substancial de ácaros for deixado no frasco antigo, transfira-os manualmente usando um pincel fino.

7. Ampliação de culturas de fungívoros/detritívoros para criação em massa de sacolas plásticas

NOTA: Como os ácaros fungívoros / detritívoros consomem os grãos, seu excremento e matéria orgânica em decomposição podem sujar rapidamente o substrato de criação, tornando as condições prejudiciais para os ácaros. Portanto, pequenas unidades de criação, até um frasco de 120 mL, são recomendadas para manter pequenas colônias de ácaros fungívoros. Para aumentar ou criar ácaros fungívoros em massa, recomenda-se o uso de sacos autoclaváveis com cevada laminada.

  1. Adicione 100 g de cevada ou aveia laminada a um saco autoclavável filtrado de 19 cm x 19 cm x 32 cm (comumente usado para cultivo de cogumelos) (Figura 3).
  2. Adicione 25 mL de água destilada aos grãos.
  3. Feche o saco frouxamente para que não estoure na autoclave.
  4. Autoclave o saco usando o ciclo Liquid 30 (121 °C).
  5. Espere que os grãos esfriem completamente antes de introduzir os ácaros.
    NOTA: Os grãos devem estar macios e úmidos após serem autoclavados. A quantidade inicial de água pode depender do tipo e da marca do grão, devido a diferenças na forma como são processados. O volume de água adicionado aos grãos pode ser ajustado aumentando-o ou diminuindo-o em 5-10 mL a partir da recomendação do protocolo (25 mL). Por exemplo, se os grãos parecerem completamente secos, adicione 5-10 mL extras de água antes da autoclavagem. Se houver água visível no fundo do saco, reduza a quantidade de água adicionada antes da autoclavagem em 5-10 mL.
  6. Transfira os ácaros do frasco de criação para o saco. Use uma colher de chá pequena ou equivalente para retirar uma mistura de todos os estágios da vida da superfície. Transfira apenas os ácaros com o substrato de grão. Não transfira os pedaços de casca e musgo Sphagnum , pois são fontes de contaminação por mofo.
  7. Sele o saco usando um selador de saco plástico quente.
  8. Manter as culturas a uma temperatura de 25-27 °C, de preferência no escuro.

8. Manutenção da cultura de fungívoros/detritívoros em sacos plásticos

  1. À medida que os ácaros consomem os grãos, eles se transformam em pó e tendem a se compactar. Agite os sacos duas vezes por semana para garantir que o substrato alimentar seja arejado e misturado.
  2. Quando a maioria (>75%) dos grãos tiver sido consumida ou se houver contaminação por fungos ou bactérias, prepare um novo saco seguindo o passo 8.
  3. Transfira os ácaros para o novo saco. Certifique-se de transferir o substrato em pó, pois ele terá a maior concentração de ácaros.
    NOTA: O tempo que os ácaros devem ser deixados no saco antes de serem transferidos para um novo dependerá da espécie de ácaro em questão, do número inicial de ácaros introduzidos e da temperatura em que são mantidos. Na maioria dos casos, os sacos duram cerca de três semanas antes de serem substituídos.

9. Inspeção mensal da colônia

  1. Uma vez por mês, prepare lâminas de microscópio de 5 a 10 ácaros adultos na colônia usando o meio30 de Hoyer.
  2. Verifique as amostras ao microscópio (400-1000x) para garantir que as espécies de ácaros criadas não foram substituídas por um contaminante.

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Resultados

O protocolo descrito neste manuscrito apoiou efetivamente o crescimento e a reprodução de duas espécies de ácaros predadores, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) e Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae), e uma espécie fungivora/detritívora, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), em condições de laboratório. Dez colônias (repetições) foram preparadas para cada espécie de ácaro. Cada colônia foi iniciada com cinco indivíduos mantidos em arenas de 5 mL (conforme descr...

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Discussão

O presente estudo demonstra que o protocolo de criação proposto apoiou efetivamente a sobrevivência e reprodução de ácaros predadores (Lasioseius safroi e Proctolaelaps sp.) e de uma espécie fungívora/detritívora (Histiogaster arborsignis) em condições controladas de laboratório. Aumentos populacionais substanciais foram registrados durante o período de 14 dias, com tamanhos médios de colônias excedendo 200 indivíduos após a transição de arenas de mL para 120 m...

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Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Agradecimentos

Em parte, esta pesquisa foi apoiada pelo Sistema Nacional de Recuperação de Doenças de Plantas sob um projeto interno do USDA (5010-22410-024-00-D) e subsídio USDA NIFA 2024-51181-43302.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Recipientes transparentes de 5 mL com tampaAmazônia - Medsuo‎ Y-ZS-11-299
Conjunto de pincéis de pintura fina de detalhe 6 peçasAmazônia - TransonSJGGX6
Folha de alumínio para uso diário Envoltório Reynoldshttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830& gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Seladora de Sacos de Calor por ImpulsoAmazônia - runruii619438296390
Saco autoclavável de tiras multifiltrantesAmazon - Sacos MicrosacB076C2KTMD
Carvão Ativado de Coco Orgânico (Pó) Grau AlimentícioAmazônia - Belle ChemicalAC - 01
Gesso de Paris (Pó)DAP10318
Casca de ReptiZoo MedRB4
Flocos de cevada laminadosAmazônia - Fazendas Mulberry LaneB015EURFTY
Flocos de aveiaQuacre30000562314
Musgo EsfagnoAmazônia - RiareB0B1TCJQ6R
Malha tecida de aço inoxidável do fio 200TIMESETLTXJ-484-EUA
Steris Amsco Lab 250SterisRSLAB250
Verme Walter - Panagrellus silusioides CulturaAmazônia - Sapos de JoshB08XY3LM46
Frascos de plástico de boca larga redondos transparentes com tampas pretasAmazônia - Momento Eterno73417297318230 a 250 mL disponíveis

Referências

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