Artigo de método

Ultrassonografia Doppler para imagens ao vivo e quantificação da função vascular ovariana em camundongos

683 vistas

⸱

DOI:

10.3791/69169

⸱

14 de novembro de 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Animal Science, Cornell University, 2Biotechnology Resource Center Imaging Facility, Cornell University

Neste artigo

Resumo

Alterações no fluxo sanguíneo ovariano durante o período pré-ovulatório são essenciais para a ovulação. A ultrassonografia com Doppler tem sido usada em humanos e animais de grande porte para avaliar a hemodinâmica e a perfusão ovariana. É apresentado um protocolo de aplicação da ultrassonografia com Doppler para avaliação da hemodinâmica ovariana durante as fases pré-ovulatória e periovulatória em camundongos.

Resumo

Para avaliar efetivamente a função vascular ovariana e entender seu papel na fisiologia e patologia ovariana, abordagens in vivo não invasivas são essenciais para capturar mudanças em tempo real sem interromper o fluxo sanguíneo normal. A ultrassonografia com Doppler é uma ferramenta não invasiva e bem estabelecida para avaliar o fluxo sanguíneo ovariano em espécies maiores, mas sua aplicação tem sido limitada em camundongos, que são um dos modelos animais mais utilizados para pesquisas em biologia ovariana, como a ovulação. A ovulação é um processo rigidamente regulado que depende da maturação folicular coordenada estimulada pelo hormônio folículo-estimulante, seguido por um aumento pré-ovulatório do hormônio luteinizante (LH) que leva à ruptura da parede do folículo e liberação de oócitos para fertilização. O aumento de LH também desencadeia uma série de alterações estruturais e funcionais na vasculatura ovariana (remodelamento vascular), como angiogênese e constrição de capilares no local da ruptura folicular pouco antes da ovulação. Além disso, um rápido aumento no fluxo sanguíneo ovariano após o aumento de LH foi relatado em várias espécies, mas não em camundongos. Este protocolo utiliza ultrassonografia com Doppler para visualizar a vasculatura ovariana murina e quantificar os parâmetros hemodinâmicos. O protocolo aqui apresentado relata métodos detalhados para priming hormonal, anestesia, posicionamento do camundongo, identificação do ovário e sua vasculatura usando Doppler de potência e cor e medição da velocidade do fluxo sanguíneo e parâmetros de resistência. Este método permite a avaliação longitudinal em tempo real da função vascular ovariana em camundongos vivos, fornecendo uma ferramenta poderosa para estudar a função vascular ovariana em contextos fisiológicos e patológicos.

Introdução

O ovário é um órgão altamente vascularizado, e alterações cíclicas, estruturais e funcionais fortemente reguladas em sua vasculatura (remodelação vascular) são essenciais para a fisiologia ovariana normal, incluindo desenvolvimento folicular, ovulação e formação do corpo lúteo 1,2,3,4. A remodelação vascular engloba uma série de processos coordenados, como alterações na permeabilidade vascular, angiogênese, vasodilatação, vasoconstrição e alterações no fluxo sanguíneo (hemodinâmica). Esses processos permitem que o ovário ajuste rapidamente o suprimento de sangue em resposta a sinais hormonais ao longo do ciclo estral 1,2,3,5,6,7,8,9. Interrupções na remodelação vascular e no fluxo sanguíneo ovariano prejudicam a ovulação e estão implicadas em distúrbios de fertilidade, como a síndrome dos ovários policísticos 2,3,10,11. A obesidade também demonstrou interromper a angiogênese e reduzir a expressão de mediadores vasculares, como a endotelina-212,13. Além disso, a síndrome de hiperestimulação ovariana, uma complicação mais associada à estimulação ovariana por meio do tratamento com gonadotrofinas durante a fertilização in vitro, frequentemente apresenta aumento do fluxo sanguíneo estromal no ovário, enfatizando as consequências prejudiciais da função vascular desregulada14. Coletivamente, essas condições destacam o papel central da remodelação vascular ovariana na manutenção da fertilidade feminina e ressaltam a importância da hemodinâmica no suporte à função ovariana.

A avaliação precisa da função vascular ovariana requer medição em tempo real da hemodinâmica sem perturbar o ambiente fisiológico. Em humanos e modelos animais de grande porte, como bovinos, ovinos e equinos, a ultrassonografia com Doppler é uma ferramenta não invasiva amplamente utilizada para avaliar o fluxo sanguíneo ovariano e a arquitetura vascular 15,16,17,18. Essa técnica permite a análise dinâmica da vascularização ovariana e captura alterações hormonais no fluxo sanguíneo, oferecendo informações valiosas sobre a função e disfunção ovariana 15,16,17,18.

Apesar do uso extensivo de camundongos de laboratório como modelo para pesquisa em biologia ovariana devido ao seu curto ciclo reprodutivo e tratabilidade genética, métodos não invasivos in vivo para estudar o fluxo sanguíneo ovariano neste modelo permanecem limitados19,20. As abordagens existentes dependem de procedimentos altamente invasivos que requerem externalização do ovário (microscopia intravital) ou de técnicas como a abordagem CLARITY ou imagens de montagem total que carecem de resolução temporal e perturbam o contexto fisiológico 1,2,3,4. Como o modelo de mamífero mais utilizado para manipulação genética e estudos reprodutivos, o camundongo apresenta uma oportunidade de explorar os mecanismos moleculares da hemodinâmica ovariana e avaliar intervenções direcionadas. Isso destaca a necessidade de abordagens de imagem não invasivas, longitudinais e quantitativas para monitorar alterações vasculares ovarianas dinâmicas in vivo.

O processo ovulatório, evento central na fertilidade feminina, exemplifica a importância da remodelação vascular ovariana na fertilidade feminina. Começa com a maturação folicular induzida pelo hormônio folículo-estimulante (FSH) e culmina no aumento de LH que desencadeia a ruptura folicular e a liberação do oócito1. Após a estimulação com gonadotrofina coriônica equina (eCG), que imita os efeitos do FSH, a rede vascular ovariana se expande2. Este crescimento vascular progride para fora da medula ovariana em direção ao córtex para apoiar os folículos em desenvolvimento2. Pouco antes da ovulação, os vasos sanguíneos se estendem para a camada de células da granulosa e a vasoconstrição localizada é observada no ápice folicular - o local de eventual ruptura e liberação do oócito3. Essas alterações vasculares coordenadas são críticas para o sucesso da ovulação 1,2,3. Estudos com Doppler em grandes modelos animais e humanos revelaram alterações na hemodinâmica durante o período pré-ovulatório, incluindo um rápido aumento da perfusão ovariana e redistribuição localizada do fluxo sanguíneo dentro do folículo pré-ovulatório, marcado por aumento do fluxo na base (mais próximo do estroma ovariano - oposto ao ápice) e diminuição do fluxo no ápice16. O aumento da velocidade do fluxo sanguíneo ovariano imediatamente após o aumento de LH foi associado ao sucesso da ovulação em mulheres15. No entanto, nenhum estudo ainda rastreou longitudinalmente essas alterações hemodinâmicas no ovário murino íntegro, limitando nossa compreensão da remodelação vascular neste modelo amplamente utilizado.

Para suprir essa lacuna, apresentamos um protocolo de ultrassonografia com Doppler que permite a visualização não invasiva do ovário murino e sua vasculatura, juntamente com a quantificação da hemodinâmica ovariana, incluindo índices de velocidade e resistência. Embora a sonda MS-700 utilizada neste estudo tenha resolução limitada (axial/lateral: 30/58 μm), o que impede a análise detalhada dos capilares, ela ainda permite a visualização e quantificação clara dos principais vasos sanguíneos ovarianos. O uso de agentes de contraste em aplicações futuras pode melhorar ainda mais a visualização vascular. No geral, essa abordagem permite medições longitudinais repetidas no mesmo animal em pontos de tempo definidos, como durante o período pré-ovulatório, preservando a integridade fisiológica, uma vantagem importante sobre as técnicas invasivas existentes.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os camundongos usados foram mantidos em estrita conformidade com o Guia do Instituto Nacional de Saúde para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, com aprovação ética do Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Cornell. Todos os animais utilizados neste protocolo eram camundongos C57BL6 imaturos (21-23 dias de idade).

1. Estimulação hormonal para superovulação

  1. Injetar ratinhos com 21-23 dias de idade, pesando 10-12 g, por via intraperitoneal, 5 UI de gonadotrofina sérica de égua grávida (PMSG), seguidas de 5 UI de gonadotrofina coriónica humana (hCG) 48 h mais tarde. Prepare cada injeção diluindo 50 μL de hormônio (reconstituído a partir de um frasco de estoque de 5000 UI) em 950 μL de solução salina estéril tamponada com fosfato e administre 0,1 mL por camundongo.

2. Sequência de ativação da máquina de ultrassom e configuração do transdutor

  1. Ligue a alimentação principal localizada na parte traseira do sistema de imagem. Após a inicialização do sistema, alterne o botão de espera do computador no lado esquerdo do carrinho para ativar o monitor e o computador.
  2. Conecte o transdutor desejado (MS-700 usado aqui - 30-70 MHz) à porta do transdutor ativo na unidade de imagem (porta mais à direita). Alinhe o pino de travamento no conector do transdutor com o entalhe na porta, empurre o conector totalmente e gire a alavanca de travamento para a posição vertical para prendê-lo.
  3. Inicie o software de análise clicando no ícone do software. Assim que o programa abrir e o transdutor for detectado (automaticamente), selecione o pacote de aplicação do ovário . Clique em Novo para criar um novo estudo e escolha o nome apropriado no menu suspenso. Na janela Informações do estudo , insira os campos obrigatórios: Nome do estudo; Nome da série; Pacote de aplicação: Ovário; Pacote de medidas: Vascular.

3. Anestesia, preparação do mouse e configuração do estágio de ultrassom

  1. Ligue a unidade de monitoramento fisiológico (temperatura e frequência cardíaca). Certifique-se de que a plataforma esteja aquecida (37 °C).
  2. Verifique se o nível de isoflurano está acima da linha de enchimento mínimo no reservatório do vaporizador. Se necessário, adicione isoflurano usando equipamento de proteção individual adequado. Abra a válvula do tanque de oxigênio lenta e completamente. Defina a taxa de fluxo de oxigênio em 1 litro por minuto.
  3. Ajuste a torneira na tubulação da peça em Y para permitir que o oxigênio e o isoflurano fluam para a câmara de indução. Certifique-se de que a torneira que leva ao cone do nariz na plataforma do mouse esteja fechada durante esta etapa. Ajuste o botão do vaporizador para fornecer 3-4% de isoflurano (vol/vol) para indução.
  4. Coloque o mouse na câmara de indução e feche bem a tampa.
    NOTA: A câmara de indução é funcionalmente hermética. Nunca deixe um animal em uma câmara selada sem fluxo de gás ativo.
  5. Prepare a plataforma de imagem aplicando uma pequena quantidade de creme de eletrodo em cada um dos eletrodos para garantir o contato adequado para o monitoramento da frequência cardíaca.
  6. Quando o animal estiver totalmente sedado, redirecione o fluxo de gás abrindo a torneira para o cone do nariz na plataforma de imagem e fechando a torneira para a câmara de indução.
  7. Transfira suavemente o mouse para a plataforma de imagem aquecida. Coloque o mouse em decúbito ventral (lado dorsal voltado para cima) (Figura 1A). Coloque o cone do nariz com segurança sobre o nariz do animal, garantindo que o nariz e a boca estejam cobertos para manter a anestesia. Cole cada pé no creme de eletrodo na almofada do eletrodo correspondente para monitoramento fisiológico. Aplique pomada oftálmica para evitar o ressecamento da córnea durante a anestesia.
  8. Reduza a concentração de isoflurano para 1,5-2,0% para manter a anestesia girando o botão para a esquerda. Confirme a profundidade adequada da anestesia usando o método do reflexo de pinça do dedo do pé (nenhuma retirada deve ser observada). Monitore cuidadosamente os sinais vitais do animal a cada 5 min durante a sessão de imagem: (i) frequência respiratória; (ii) frequência cardíaca; (iii) quaisquer movimentos que possam indicar desconforto; e (iv) garantir que a plataforma de imagem seja aquecida até a temperatura correta.
  9. Prepare o quadrante inferior direito das costas raspando a área com um barbeador elétrico. Faça a barba do membro posterior direito até a linha média das costas, ficando logo na lateral à coluna. Aplique uma fina camada de creme removedor de pelos corporais na área previamente depilada por 30 s a 1 min para remover os pelos restantes. Limpe bem com uma gaze úmida. Aplique uma camada generosa e uniforme de gel de ultrassom na região raspada para garantir o acoplamento acústico ideal.
  10. Posicione a sonda do transdutor no modo transversal em relação ao mouse no suporte mecânico com o entalhe de orientação voltado para a esquerda do operador. Prenda a sonda no lugar usando o clamp.

4. Identificação do ovário e vasos sanguíneos ovarianos por ultrassonografia com Doppler

  1. No painel de controle, pressione a tecla B-Mode para ativar a janela de imagem em escala de cinza padrão, que permite a visualização de estruturas anatômicas.
  2. Abaixe suavemente o transdutor na área raspada revestida com gel de ultrassom.
    1. Certifique-se de que a plataforma de imagem e o mouse estejam posicionados de forma plana (paralela à superfície da bancada) e que o transdutor esteja abaixado perpendicularmente (ângulo de 90° - vertical) ao mouse e à plataforma (Figura 1A).
    2. Para localizar o ovário, puxe a pele para a esquerda e posicione o transdutor próximo à região superior do quadrante raspado, mais próximo da linha média das costas. Alinhe a borda esquerda da sonda adjacente à coluna, com a borda direita estendendo-se ligeiramente sobre o flanco lateral direito.
  3. Para identificar o ovário, primeiro detecte o rim, uma grande estrutura ovóide cinza claro (5 mm × 6 mm) com córtex e medula visíveis. Em seguida, empurre a plataforma de imagem ligeiramente para a frente (em direção à cabeça do camundongo), fazendo com que o ovário e o tecido adiposo periovariano (POAT) apareçam.
    NOTA: O ovário é uma estrutura pequena, circular, hipoecóica (cinza escuro), com aproximadamente 1 x 2 mm (no estágio pré-ovulatório), localizada lateralmente à medula espinhal. O POAT parece hiperecogênico (branco brilhante).
  4. Para capturar e armazenar vídeos do ovário no modo B, aguarde o aumento do número de quadros (até 100 quadros) e pressione o botão Cine Store no teclado.
  5. Para confirmar a identificação do ovário e visualizar vasos sanguíneos com alta sensibilidade ao fluxo de baixa velocidade, mude do modo B para o modo Doppler de potência pressionando a tecla designada no painel de controle.
  6. Ajuste as seguintes configurações de Doppler de potência para visualização ideal da vasculatura ovariana girando os botões do teclado: Ganho Doppler: 32-55 dB; Sensibilidade: 5; Faixa dinâmica: 15 DR; Velocidade 1 kHz.
    NOTA: Os valores podem ser viewed no painel do lado esquerdo e mudará quando os botões forem girados
  7. No modo power Doppler ou no modo Doppler colorido (pressione a tecla designada no teclado), identifique os seguintes vasos movendo a plataforma suavemente para frente e para trás para visualizar diferentes aspectos da vasculatura: (i) A artéria ovariana (OA), ramificando-se da aorta abdominal e vindo da direção do POAT para entrar no hilo ovariano; (ii) Os vasos medulares (MV) dentro da medula central; e (iii) Os vasos corticais (CV) ao redor dos folículos em desenvolvimento no córtex externo (Figura 1B).
    NOTA: Os vasos corticais podem não ser consistentemente visíveis devido ao seu pequeno diâmetro e baixa velocidade de fluxo. Os vasos na base do folículo são mais facilmente detectáveis, enquanto os do ápice geralmente não são visíveis, principalmente logo antes da ovulação.
  8. Pressione Cine store para capturar vídeos do ovário e sua vasculatura no modo Power ou Color Doppler a qualquer momento para salvar o vídeo exibido atualmente na tela.
  9. Para distinguir entre fluxo arterial e venoso, pressione a tecla do modo Doppler colorido no teclado. Neste modo, a direção do fluxo é codificada por cores: vermelho indica fluxo em direção ao transdutor, enquanto azul indica fluxo para longe dele. O vaso com maior velocidade média é a artéria ovariana.
  10. As alterações na perfusão sanguínea podem ser apreciadas no modo Doppler colorido ou elétrico, visualizando o tamanho dos vasos sanguíneos e a intensidade da cor (amarelo no Power Doppler, Doppler colorido vermelho ou azul).

5. Avaliação da hemodinâmica com ultrassonografia com Doppler colorido e power Doppler

  1. Enquanto estiver no modo Doppler colorido ou Power Doppler, pressione o botão Doppler de onda pulsada (PW) no teclado do sistema de ultrassom. Isso abre a porta de volume de amostra (ou seja, as duas linhas horizontais). Pressione o botão PW uma segunda vez para ativar a forma de onda espectral Doppler no painel inferior.
  2. Posicione a porta de amostra (ferramenta de medição ajustável - permite ao usuário definir a área onde as velocidades serão medidas) dentro do centro do lúmen do vaso, garantindo o alinhamento com a direção do fluxo sanguíneo. Ajuste o ângulo de insonação para ser o mais paralelo possível ao vaso e mantenha-o a ≤60° para garantir cálculos precisos de velocidade. Ajuste o ângulo de insonação girando o botão de ângulo correspondente.
  3. Colocar o portão de recolha nas seguintes posições para cada tipo de recipiente. Artéria ovariana: dentro do vaso proximal ao seu ponto de entrada no ovário. Vaso medular: no ponto central de ramificação, onde a VM se ramifica em vasos corticais. Este ponto de ramificação aparece como uma poça de sangue logo após a entrada no ovário. Vaso cortical: dentro de um vaso na base de um folículo em crescimento, quando identificável.
  4. Assim que a porta de amostra estiver posicionada no local desejado e uma forma de onda de pulso clara estiver visível, pressione Cine Store para gravar e salvar a imagem do ultrassom e a forma de onda Doppler espectral correspondente.
  5. Quando a imagem estiver concluída, remova cuidadosamente o mouse da plataforma de imagem. Limpe qualquer gel de ultrassom da parte de trás e coloque o mouse em uma almofada de aquecimento até que ele acorde completamente.

6. Exportando e salvando dados

  1. Depois de concluir todas as imagens e salvar os quadros estáticos e loops de cinema desejados usando a função Cine Store , pressione o botão Gerenciamento de estudo localizado no lado superior esquerdo do teclado do sistema de ultrassom. Isso abrirá a janela do Navegador de Estudos , exibindo uma lista de todas as imagens salvas e loops de cinema da sessão atual.
  2. Na janela Navegador de estudos , selecione os arquivos a serem salvos.
    1. Para salvar uma série inteira, selecione o nome da série correspondente - isso destacará automaticamente todas as imagens e loops de cinema associados. Clique no botão Copiar para para continuar.
    2. Quando solicitado, clique na pasta de destino ou unidade externa onde os arquivos exportados devem ser salvos. Confirme se o formato do arquivo e o caminho de destino estão corretos antes de finalizar a exportação.

7. Desligue a sequência e limpe

NOTA: Essas etapas devem ser concluídas imediatamente após a conclusão da imagem e todos os dados terem sido salvos e exportados.

  1. Depois de exportar todos os dados necessários, clique no ícone Desligar na janela Navegador de estudos do aplicativo de software de análise. Isso desligará com segurança o computador de aquisição e o painel de controle.
  2. Deixe os ventiladores de resfriamento do sistema funcionarem por 5 a 10 minutos. Quando o resfriamento estiver concluído, desligue a alimentação principal usando o botão localizado na parte traseira do carrinho de imagem.
  3. Desligue todos os equipamentos auxiliares: suprimento de oxigênio, vaporizador de isoflurano e unidade de monitoramento fisiológico.
  4. Limpe o transdutor de ultrassom: primeiro limpe qualquer gel de ultrassom restante usando lenços sem fiapos e, em seguida, desinfete a superfície com lenços umedecidos sem fiapos ou lenços desinfetantes recomendados para equipamentos eletrônicos sensíveis.
  5. Limpe a plataforma do mouse e o teclado com lenços desinfetantes. Não use álcool etílico nos eletrodos da plataforma do mouse, pois pode danificar componentes sensíveis.
  6. Limpe a câmara de indução com toalhas de papel úmidas. Descarte as toalhas de papel no recipiente de resíduos de risco biológico.
  7. Descarte todos os materiais de uso único (por exemplo, luvas, fita cirúrgica, gaze, aplicadores com ponta de algodão) no recipiente de risco biológico designado.

8. Medição de parâmetros hemodinâmicos usando formas de onda de pulso Doppler

  1. No aplicativo de análise, clique em copiar de, selecione o nome apropriado no menu suspenso, navegue até onde o estudo foi salvo, selecione-o e clique em OK para importá-lo.
  2. Abra a imagem PW Doppler desejada e clique no ícone de medições no canto inferior esquerdo para abrir o painel de medição.
  3. Clique na ferramenta de medição de velocidade no canto superior esquerdo do painel de medição para quantificar as três velocidades sistólicas de pico (PSV) e as velocidades diastólicas finais (EDV) mais altas da forma de onda Doppler espectral clicando na parte superior das ondas PSV e EDV (a ferramenta medirá automaticamente o tamanho da onda do ponto de clique até o eixo x. Inclua apenas formas de onda que exibam pelo menos três ciclos cardíacos distintos com picos claros e consistentes de PSV e EDV.
  4. Para calcular a velocidade média, primeiro calcule a média dos três valores de PSV selecionados e a média dos três valores de EDV. Em seguida, calcule a velocidade média usando a fórmula: Velocidade média = (PSV médio + EDV médio)/2.
  5. Para velocidades abaixo do limiar de detecção de 10 mm/s, atribuir um valor de 5 mm/s (velocidade média abaixo do limiar) ou descartar a medição com base no objetivo da pesquisa.
  6. Para calcular o índice resistivo (IR), use a fórmula padrão: RI = (PSV - EDV)/PSV. Este índice fornece uma medida da resistência vascular e deve ser calculado usando os valores médios de PSV e EDV para precisão.
  7. Para calcular o índice de pulsatilidade (PI), use a fórmula padrão: PI = (PSV - EDV)/Velocidade média

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

O objetivo deste protocolo é aplicar a ultrassonografia com Doppler para visualizar o ovário murino e sua vasculatura, avaliar alterações na perfusão ovariana e quantificar a hemodinâmica ovariana.

A Figura 2 mostra imagens representativas do mesmo ovário em vários pontos de tempo durante o período periovulatório (12 h antes e 12 h após a ovulação) após a injeção de hCG. A Figura 2A mostra imagens em ...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Este estudo apresenta um método não invasivo para visualização e quantificação da hemodinâmica ovariana in vivo usando ultrassonografia Doppler. Ao contrário dos métodos existentes, essa abordagem permite a avaliação em tempo real do fluxo sanguíneo sem interromper a função vascular. A ultrassonografia com Doppler é uma ferramenta amplamente utilizada e eficaz para avaliar a morfologia ovariana e a função vascular em humanos e modelos animais de grandeporte

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este estudo foi apoiado pelo NICHD 1R01HD109392. Os dados de imagem foram adquiridos por meio do Cornell Biotechnology Resource Center (BRC) Imaging Facility, com o NIH S10OD016191 para o ultrassom VisualSonics Vevo-2100.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Fita cirúrgica 3MVWR International LLCMMM1534-3
Gel de Transmissão de Ultrassom Aquasonic Clear  ParkerPKR-03-08
Cortador de cabeloSkull Shaver LLCBBT 2020
Gonadotrofina Coriônica HumanaSigma Aldrich9002-61-3
Creme Corporal Nair Removedor de pelosNairDepilação
Optixcare Eye Lube Plus AventixOPX-4252
Creme de Eletrodo Parker SignacremeParkerPKR-17-05-CS
Gonadotrofina do Soro de Égua GrávidaEnzimas CriativasNATE-0969
Sistema de imagem VisualSonics Vevo 2100VisualSonics Inc.

Referências

  1. Duffy, D. M., Ko, C., Jo, M., Brannstrom, M., Curry, T. E. Jr Ovulation: Parallels with inflammatory processes. Endocr Rev. 40 (2), 369-416 (2018).
  2. Feng, Y., et al. Clarity reveals dynamics of ovarian follicular architecture and vasculature in three-dimensions. Sci Rep. 7 (1), 44810(2017).
  3. Migone, F. F., et al. In vivo imaging reveals an essential role of vasoconstriction in rupture of the ovarian follicle at ovulation. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 2294-2299 (2016).
  4. Fan, H. Y., Liu, Z., Johnson, P. F., Richards, J. S. CCAAT/enhancer-binding proteins (C/EBP)-α and -β are essential for ovulation, luteinization, and the expression of key target genes. Mol Endocrinol. 25 (2), 253-268 (2011).
  5. Janson, P. O., Albrecht, I., Ahrén, K. Effects of prostaglandin F2α on ovarian blood flow and vascular resistance in the pseudopregnant rabbit. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (2), 337-350 (1975).
  6. Brännström, M., et al. Preovulatory changes of blood flow in different regions of the human follicle. Fertil Steril. 69 (3), 435-442 (1998).
  7. Murdoch, W. J., Nix, K. J., Dunn, T. G. Dynamics of ovarian blood supply to periovulatory follicles of the ewe. Biol Reprod. 28 (4), 1001-1006 (1983).
  8. Siddiqui, M., et al. Temporal relationships of the LH surge and ovulation to echotexture and power Doppler signals of blood flow in the wall of the preovulatory follicle in heifers. Reprod Fertil Dev. 22, 1110-1117 (2010).
  9. Acosta, T. J., Miyamoto, A. Vascular control of ovarian function: Ovulation, corpus luteum formation and regression. Anim Reprod Sci. 82 - 83, 127-140 (2004).
  10. Tal, R., Seifer, D. B., Arici, A. The emerging role of angiogenic factor dysregulation in the pathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Semin Reprod Med. 33 (3), 195-207 (2015).
  11. Di Pietro, M., Pascuali, N., Parborell, F., Abramovich, D. Ovarian angiogenesis in polycystic ovary syndrome. Reproduction. 155 (5), R199-R209 (2018).
  12. Velazquez, C., et al. Beneficial effects of metformin on mice female fertility after a high-fat diet intake. Mol Cell Endocrinol. 575, 111995(2023).
  13. Yang, P. -K., et al. Obesity alters ovarian folliculogenesis through disrupted angiogenesis from increased IL-10 production. Mol Metab. 49, 101189(2021).
  14. Agrawal, R., et al. Serum vascular endothelial growth factor and Doppler blood flow velocities in in vitro fertilization: Relevance to ovarian hyperstimulation syndrome and polycystic ovaries. Fertil Steril. 70 (4), 651-658 (1998).
  15. Waseda, T., et al. Hemodynamic response of ovarian artery after hCG injection. Mol Cell Endocrinol. 202 (1), 71-75 (2003).
  16. Acosta, T. J., Hayashi, K. G., Ohtani, M., Miyamoto, A. Local changes in blood flow within the preovulatory follicle wall and early corpus luteum in cows. Reproduction. 125 (5), 759-767 (2003).
  17. Petridis, I. G., et al. Doppler ultrasonographic examination in sheep. Small Rumin Res. 152, 22-32 (2017).
  18. Miro, J. Ovarian ultrasonography in the mare. Reprod Domest Anim. 47 (s3), 30-33 (2012).
  19. Cunha, G. R., et al. Reproductive tract biology: Of mice and. Differentiation. 110, 49-63 (2019).
  20. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  21. Lee, W., Novy, M. J. Effects of luteinizing hormone and indomethacin on blood flow and steroidogenesis in the rabbit ovary. Biol Reprod. 18 (5), 799-807 (1978).
  22. Janson, P. O. Effects of the luteinizing hormone on blood flow in the follicular rabbit ovary, as measured by radioactive microspheres. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (1), 122-133 (1975).
  23. Dowell, R. T., Gairola, C. G., Diana, J. N. Reproductive organ blood flow measured using radioactive microspheres in diestrous and estrous mice. Am J Physiol. 262 (4 Pt 2), R666-R670 (1992).
  24. De Visscher, G., Haseldonckx, M., Flameng, W. Fluorescent microsphere technique to measure cerebral blood flow in the rat. Nat Protoc. 1 (4), 2162-2170 (2006).
  25. Deveci, D., Egginton, S. Development of the fluorescent microsphere technique for quantifying regional blood flow in small mammals. Exp Physiol. 84, 615-630 (1999).
  26. Raz, T., et al. The hemodynamic basis for positional- and inter-fetal dependent effects in dual arterial supply of mouse pregnancies. PLoS One. 7 (12), e52273(2012).
  27. Fiorentino, G., Parrilli, A., Garagna, S., Zuccotti, M. Three-dimensional micro-computed tomography of the adult mouse ovary. Front Cell Dev Biol. 8, e52273(2020).
  28. Christensen-Jeffries, K., Browning, R. J., Tang, M. X., Dunsby, C., Eckersley, R. J. In vivo acoustic super-resolution and super-resolved velocity mapping using microbubbles. IEEE Trans Med Imaging. 34 (2), 433-440 (2015).
  29. Bar-Zion, A., et al. Doppler slicing for ultrasound super-resolution without contrast agents. BioRxiv. , (2021).
  30. You, Q., et al. Contrast-free super-resolution power Doppler (CS-PD) based on deep neural networks. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 70 (10), 1355-1368 (2023).
  31. Harmon, J. N., et al. Quantitative tissue perfusion imaging using nonlinear ultrasound localization microscopy. Sci Rep. 12 (1), 21943(2022).
  32. Welsh, A. W., et al. Three-dimensional US fractional moving blood volume: Validation of renal perfusion quantification. Radiology. 293 (2), 460-468 (2019).
  33. Schnell, D., Darmon, M. Bedside Doppler ultrasound for the assessment of renal perfusion in the ICU: Advantages and limitations of the available techniques. Crit Ultrasound J. 7 (1), 24(2015).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Fluxo Sangu neo OvarianoVasculatura OvarianaPower DopplerDoppler ColoridoVelocidade do Fluxo Sangu neoHemodin mica Pr ovulat riaOv rio de Camundongo

Artigos relacionados