Artigo de método

Modelo de defeito ósseo diáfiso semi-segmentar em ratos para avaliação do desempenho de substituto ósseo em regiões portadoras

DOI:

10.3791/69211

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30 de dezembro de 2025

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1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Cariology and Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 3Department of Jinjiang Outpatient, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

Neste artigo

Resumo

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Este estudo estabeleceu um modelo de defeito semi-segmentar femoral de rato para avaliar o desempenho mecânico e osteogênico de materiais substitutos ósseos sob condições de suporte, sem o uso de fixação interna ou externa.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A avaliação pré-clínica precisa dos materiais substitutos ósseos exige modelos que não apenas apoiem a regeneração dos tecidos, mas também reflitam os desafios mecânicos das condições fisiológicas de suporte. No entanto, a maioria dos modelos convencionais de defeitos ósseos animais falha nesse aspecto. Por exemplo, modelos de defeitos calvariais, embora amplamente utilizados, são criados em regiões não suportáveis de carga. De forma semelhante, perfuros ou defeitos parciais em ossos longos focam principalmente na cicatrização localizada, sem transferência suficiente de carga para avaliar o suporte mecânico. Este estudo estabeleceu um modelo padronizado de defeito ósseo diafisário semi-segmentar no fêmur de rato para avaliar tanto o desempenho mecânico quanto biológico dos materiais de substituição óssea em um contexto de suporte de carga, sem o uso de dispositivos de fixação. Usando uma peça de mão rápida e uma fresa cilíndrica especializada, foi criado um defeito semicilíndrico medindo 4 mm de comprimento e 1,5 mm de raio no eixo médio lateral do fêmur. Dois materiais representativos com propriedades distintas — gelatina metacriloila (GelMA) hidrogel e polimetil metacrilato impresso em 3D (3DP-PMMA) — foram implantados para validar a capacidade do modelo de diferenciar as propriedades mecânicas dos materiais. Análises radiográficas, histológicas e imunofluorescentes realizadas 4 semanas após a implantação revelaram que, devido ao suporte mecânico inadequado, a implantação de GelMA levou à má união com predominância de tecido fibroso e integração óssea limitada. Em contraste, o 3DP-PMMA facilitou a organização da formação de novos ossos, a continuidade periosteal e o recrutamento de células que expressam o componente 1 do canal iônico mecanosensibil tipo piezo (Piezo1+) e células que expressam receptores de leptina (LepR+). Esse modelo oferece uma plataforma prática e reprodutível para avaliar a capacidade de suporte, osteoindutividade e potencial de osseointegração dos biomateriais. Pode servir como uma ferramenta valiosa para selecionar materiais candidatos a aplicações ortopédicas, como reconstrução do osso longo ou reparo de fraturas.

Introdução

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Sob condições fisiológicas, o osso desempenha um papel central na manutenção da integridade estrutural e da função mecânica do corpo. Ele suporta o peso do corpo, possibilita o movimento e protege órgãos internos. Quando o osso é danificado devido a traumatismos, ressecção tumoral ou infecção, especialmente em regiões portantes, a continuidade mecânica é interrompida. Essa perturbação frequentemente leva a complicações como deformidade óssea, mobilidade reduzida, instabilidade dos membros, dor crônica e até problemas potencialmente fatais devido a fraturas graves ehemorragias 1,2. Atualmente, substitutos ósseos, como enxertos ósseos e biomateriais, têm sido aplicados clinicamente para substituir tecido ósseo gravemente danificado ou restaurar defeitos ósseos em grande escala. Da mesma forma, para os substitutos ósseos implantados, seu desempenho mecânico comprometido pode levar à falha do implante, resultando em fraturas não unidas ou até catastróficas no local do defeito 3,4. Para restaurar tanto a estrutura quanto a função, os materiais substitutos ósseos não só devem promover a regeneração óssea, mas também possuir resistência mecânica suficiente para suportar cargasfisiológicas 5.

Um passo crítico antes da tradução clínica é a avaliação realista de se um biomaterial, uma vez implantado in vivo, pode atender às demandas mecânicas necessárias para suporte estrutural em regiões ósseas portadoras. Embora muitos biomateriais tenham mostrado potencial in vitro ou em pequenos modelos não portadores de carga, sua tradução para a prática clínica é frequentemente dificultada pela falta de modelos pré-clínicos confiáveis que simulem condições mecânicas in vivo. Modelos animais atualmente usados para estudos de defeitos ósseos incluem defeitosmandibulares 6, defeitoscalvariais 7, defeitos de furo em ossoslongos 8, alvéolos pós-extração9, e assim por diante. Esses modelos avaliam principalmente a capacidade osteogênica de um material e focam nos pontos finais de regeneração histológica ouradiográfica 10,11. No entanto, considerando que esses locais são ou não suportáveis ou protegidos mecanicamente, eles não conseguem replicar as condições de tensão dinâmica encontradas em ossoslongos 12. Mesmo quando as propriedades mecânicas são testadas por técnicas in vitro, como ensaios de resistência compressiva ou de resistência à tração, estas não conseguem replicar a carga dinâmica e as interações do tecido hospedeiro inerentes aos ambientes invivo 13.

Uma grande lacuna na pesquisa pré-clínica permanece na ausência de um modelo animal padronizado e reprodutível que permita a avaliação mecânica in vivo de substitutos ósseos sob condições de suporte. Para resolver isso, o estudo atual estabeleceu um modelo semi-segmentar de defeito ósseo diafisário em ratos. Esse modelo fornece um sítio de defeito estável e reprodutível em uma região de suporte de carga, permitindo a avaliação direta da capacidade de suporte mecânico dos materiais substitutos ósseos sob carga fisiológica, ao mesmo tempo em que possibilita a avaliação dos resultados osteogênicos. Além disso, o modelo pode ser aplicado a várias espécies animais, com o tamanho e a localização dos defeitos ajustados de acordo com o animal específico utilizado. No entanto, ele não replica totalmente o complexo ambiente biomecânico dos ossos humanos, e para estudos focados exclusivamente em defeitos não portantes, cicatrização do osso craniano ou implantes estruturais muito grandes, modelos alternativos podem ser mais apropriados.

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Protocolo

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Todos os procedimentos com animais realizados neste estudo receberam aprovação do Comitê Ético da Escola de Estomatologia da China Ocidental, Universidade de Sichuan (WCHSIRB-AT-2025-342). Ratos machos de Sprague-Dawley (180 g cada) foram obtidos de uma fonte comercial e distribuídos aleatoriamente em dois grupos (n = 6 por grupo) de acordo com o material implantado. Os reagentes e os equipamentos utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação pré-operatória

  1. Itens cirúrgicos
    1. Prepare instrumentos cirúrgicos referentes à Figura 1A, correspondentes às etiquetas numeradas na figura, na seguinte ordem: pinça curva, bisturi estéril descartável, tesoura reta, elevador perióstico, agulha de irrigação, uma rebarba dentária específica (veja a vista ampliada na Figura 1B), dispositivo de mão de alta velocidade, pinça vernier, motor cirúrgico, ponto monofilamento (4-0) e suporte para agulha.
    2. Prepare solução salina estéril 0,9% para irrigação.
  2. Esterilização e desinfecção
    1. Esterilize instrumentos cirúrgicos que resistam ao autoclaving, incluindo pinças curvas, tesouras, elevador periostal, fresa de diamante dentária, ferramenta de mão rápida e suporte para agulhas.
      NOTA: Os instrumentos devem ser enrolados em tecidos médicos não tecidos e selados com fita autoclave para esterilização a vapor em 121-134 °C por 20-25 minutos.
    2. Para instrumentos sensíveis ao calor, como pinças vernier e motores cirúrgicos, exponha-os à luz ultravioleta por pelo menos 30 minutos para desinfecção. Itens descartáveis, como o bisturi estéril descartável, agulha de irrigação e pontos, devem permanecer selados em sua embalagem original até o uso.
    3. Garanta que o ambiente cirúrgico seja estéril e com controle de temperatura. Limpe a bancada cirúrgica e as superfícies ao redor com 75% de etanol. Use tecidos estéreis, de grau médico, não tecidos para cobrir a mesa de cirurgia.
      ATENÇÃO: O etanol é inflamável; Manuseie longe das fontes de ignição e armazene em recipientes fechados. Colete resíduos de etanol em recipientes específicos para resíduos químicos para descarte adequado. Use equipamentos de proteção individual adequados, incluindo luvas, jaleco e óculos de proteção.
  3. Anestesia
    1. Pese o rato e calcule a dosagem do anestésico (100 mg/kg de cetamina e 10 mg/kg de xilazina, intraperitonealmente).
    2. Induza anestesia 20 minutos antes da cirurgia (seguindo protocolos institucionalmente aprovados) e confirme sua profundidade verificando a ausência de resposta ao beliscão do dedo do pé e a perda do reflexo de endireitamento.
    3. Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos para evitar o ressecamento da córnea durante o procedimento.

2. Procedimento cirúrgico

  1. Preparação do local
    1. Coloque o rato em uma posição lateral reclinada sobre a bancada cirúrgica estéril. Raspe a área lateral da coxa correspondente à projeção do fêmur e desinfete a pele usando tintura de iodo a 2%, seguida de etanol a 75% (Figura 2Ba).
      ATENÇÃO: A tintura de iodo é inflamável e irritante. Manuse-o em um local bem ventilado usando luvas, jaleco e óculos de proteção. Descarte lenços e soluções usados em recipientes designados para resíduos químicos, conforme as regulamentações institucionais de segurança.
    2. Cubra o local cirúrgico com a folha fenestrada estéril para manter a asepsia.
  2. Abertura do local cirúrgico
    1. Use pinças curvas para ajudar a estabilizar os tecidos, segurar os músculos e fixar suavemente o fêmur durante todo o procedimento cirúrgico (Figura 2Bb-h).
    2. Faça uma incisão longitudinal cutânea de 2-3 cm sobre o lado lateral da coxa com uma tesoura reta para expor os músculos subjacentes (Figura 2Bb).
    3. Identifique os músculos reto femoral e vasto lateral e separe-os cuidadosamente ao longo da fáscia branca visível (indicada pela seta amarela na Figura 2Bb) usando uma tesoura reta (Figura 2Bc).
    4. Localize e exponha as fixações musculares na superfície lateral do fêmur (Figura 2Bd).
    5. Faça uma incisão longitudinal ao longo das fixações musculares com um bisturi estéril descartável para acessar a superfície do femur (Figura 2Be).
      NOTA: Ao realizar dissecação aguda (usando tesoura ou bisturi) para separar tecidos moles, tome cuidado para não danificar os vasos sanguíneos e nervos subjacentes. Se não estiver familiarizado com as estruturas anatômicas, utilize pinças de ponta fina e um elevador perióstico para realizar a dissecação romba.
    6. Realize dissecação contundente usando um elevador periosteal para desprender as fixações musculares e expor totalmente a diáfise média do fêmur (Figura 2Bf).
    7. Separe ainda mais o fêmur dos músculos ao redor e segure o eixo médio do fêmur usando pinças curvas (Figura 2Bg).
  3. Estabelecimento do modelo de defeito ósseo diafisário semi-segmentar
    1. Fixe a rebarba cilíndrica específica de diamante dentário (Figura 1B) de extremidade plana à peça de mão de alta velocidade, acionada pelo motor cirúrgico. Ajuste o motor cirúrgico para 35.000 rpm.
    2. Sob visualização direta, identifique o ponto mais alto do meássego do fémur como o centro anatômico para a criação de defeitos. Perfure verticalmente para baixo neste ponto usando a fresa até que uma perda súbita de resistência seja observada, acompanhada pelo aparecimento de derrame sanguíneo dentro do defeito, o que indica penetração cortical total e acesso à cavidade medular (Figura 2Bh).
      NOTA: Dada a variabilidade interanimal na espessura cortical, recomenda-se que os operadores se familiarizem com a anatomia femoral e realizem treinamento pré-experimental para padronizar essa etapa.
    3. Amplie o defeito aplicando movimentos horizontais controlados de empurrar e puxar centrados no ponto inicial de penetração. Estenda o defeito longitudinalmente (ao longo do eixo femoral) e lateralmente (ao longo do diâmetro do fêmoral) para formar gradualmente um defeito semicilíndrico padronizado medindo 4 mm de comprimento e 1,5 mm de raio (Figura 2Bi, veja a Figura 2A para a morfologia e posição do defeito).
      NOTA: Uma vez estabelecido o ponto central, use um calibre vernier para auxiliar no aumento gradual de defeitos, garantindo dimensões uniformes em todos os amostras. O design cilíndrico de extremidade plana da fresa dentária especializada corresponde ao defeito semicilíndrico, permitindo uma preparação eficiente e reprodutível.
    4. Irrige continuamente o local cirúrgico com soro fisiológico estéril usando a agulha de irrigação para evitar necrose térmica durante o corte ósseo.
  4. Implantação por substituição óssea
    1. Remova suavemente os detritos ósseos e irrige o local para eliminar partículas residuais.
    2. Implante hidrogéis de gelatina metacriloíla (GelMA) não portadores de carga (ver Tabela de Materiais) ou polimetilmetacrilato impresso em 3D (3DP-PMMA) de suporte de carga destinados a testes de desempenho mecânico no local do defeito, garantindo um ajuste justo (Figura 2Bj).
      NOTA: Os dois biomateriais usados aqui foram deliberadamente selecionados para representar propriedades mecânicas e biológicas contrastantes: o hidrogel GelMA serve como um material macio, não suportável, com potencial osteogênico limitado, enquanto o 3DP-PMMA atua como um andaime rígido e suportável, capaz de transmitir efetivamente o estresse e apoiar a formaçãoóssea 14 (Figura 2A). Esse contraste destaca a capacidade do modelo de avaliar implantes com uma ampla gama de resistência mecânica e desempenho biológico, e, na prática, o modelo de defeito pode ser aplicado para testar outros materiais candidatos com propriedades mecânicas.
  5. Fechamento do local cirúrgico
    1. Suture as camadas musculares usando suturas monofilamentos 4-0 e um suporte para agulha, tomando cuidado para evitar tensão excessiva (Figura 2Bk).
    2. Realize o fechamento da pele com suturas interrompidas e desinfete o local cirúrgico usando solução de iodóforo a 2% (Figura 2Bl).

3. Cuidados pós-operatórios

  1. Transfira os ratos para uma almofada térmica constante e desinfetada (37 °C) para permitir a recuperação pós-operatória.
  2. Administrar analgesia pós-operatória adequada (por exemplo, buprenorfina a 0,03 mg/kg por via subcutânea a cada 12 horas por 48-72 horas).
  3. Quando os ratos recuperarem a consciência, coloque-os em gaiolas limpas com cama macia e fácil acesso a comida e água.
  4. Monitore diariamente o local cirúrgico em busca de sinais de infecção, deiscência ou inchaço anormal. Observe o comportamento, peso e mobilidade dos ratos por pelo menos 7 dias após a cirurgia para garantir a recuperação e avaliar o bem-estar.

4. Colheita de amostras e coleta de dados

  1. Coleta de amostras
    1. Eutanasie os ratos com inalação de dióxido de carbono seguida de confirmação secundária (seguindo protocolos institucionalmente aprovados).
    2. Colhe os espécimes de fêmur às 4 semanas após a implantação, com animais inicialmente randomizados em dois grupos de materiais (n = 6 por grupo) para avaliar o desempenho mecânico dos materiais.
      NOTA: No grupo GelMA, três animais desenvolveram fraturas completas logo após a cirurgia e foram excluídos, restando três espécimes disponíveis para análises subsequentes.
    3. Fixe as amostras femorais em paraformaldeído a 4% por 48 horas a 4 °C.
      ATENÇÃO: O paraformaldeído é tóxico e deve ser manuseado em uma coifa certificada. Use luvas, jaleco e óculos de proteção ou uma viseira facial. Colete soluções de resíduos em recipientes de resíduos químicos perigosos rotulados para descarte.
  2. Avaliação por tomografia microcomputacional (μCT)
    1. Realize uma tomografia μCT em amostras femorais coletadas 4 semanas após a implantação com os seguintes parâmetros de varredura: potencial de tubo de raios X, 70 kVp; intensidade de raio-X, 0,2 mA; filtro, AL 0,5 mm; tempo de integração, 1 x 300 ms; e tamanho voxel, 17 μm.
    2. Realize a reconstrução 3D usando os scripts predefinidos fornecidos no software da máquina μCT. Gerar imagens em corte transversal do local do defeito usando a função de resfatiar de um software dedicado de processamento de imagens. Siga os fluxos de trabalho padrão conforme descrito nos respectivos manuais de software.
  3. Coloração histológica
    1. Descalcifique as amostras a 4 °C usando ácido etilenediaminêmico (EDTA) (pH 7,2) por 6 semanas em um shaker.
      NOTA: Substitua a solução EDTA a cada 2 dias. Verifique o progresso da descalcificação regularmente. A descalcificação é completa quando a amostra é maleável sob pressão ou passa por uma agulha.
      ATENÇÃO: Descarte as soluções EDTA conforme as diretrizes institucionais para resíduos químicos aquosos. Material biológico contaminado deve ser tratado como resíduos bio-perigosos.
    2. Desidrate as amostras em uma série graduada de diluições de etanol e então as incorpore na parafina.
    3. Corte as amostras embutidas em parafina sagittalmente em fatias de 6 μm de espessura.
      NOTA: Certifique-se de que as seções incluam a interface entre o material implantado e o tecido hospedeiro.
    4. Realize a coloração por hematoxilina-eosina (H&E) e a coloração tricromática de Masson usando kits comercialmente disponíveis (veja Tabela de Materiais). Execute todos os procedimentos estritamente de acordo com os protocolos padrão do fabricante, sem nenhuma alteração. Observe a cicatrização do local do defeito por histopatologia.
      ATENÇÃO: Descarte soluções de manchas e consumíveis contaminados de acordo com os protocolos institucionais de biossegurança e descarte de resíduos perigosos.
  4. Coloração imunofluorescente (IF)
    1. Desparafinize e reidrate seções de parafina com 6 μm de espessura usando uma série de soluções de xileno e etanol graduado.
      ATENÇÃO: O xileno é inflamável e tóxico. Manuseie xileno em uma exaustão usando luvas, jaleco e óculos de segurança. Colete os solventes de resíduos separadamente em recipientes de resíduos químicos para descarte adequado.
    2. Realize a coleta de antígeno incubando as lâminas em tampão de citrato (pH 6,0) a 95-100 °C por 15-20 minutos. Deixe as lâminas esfriarem naturalmente até a temperatura ambiente.
    3. Lave as seções com soro salino tamponado com fosfato (PBS) por 5 minutos e trate as seções com 0,1% de Triton X-100 em PBS por 20 minutos para facilitar a penetração de anticorpos. Depois, bloqueie os sítios de ligação inespecíficos com albumina sérica bovina (BSA) a 5% em PBS por 1 hora em temperatura ambiente.
      ATENÇÃO: Triton X-100 é um irritante; Manuseie com luvas, jaleco e óculos de segurança em um local ventilado. Descarte as soluções Triton X-100 como resíduos químicos em recipientes designados. Para todos os procedimentos, soluções que tenham entrado em contato com seções de tecido, como BSA e PBS, devem ser consideradas resíduos biológicos e devem ser coletadas e descartadas de acordo com os protocolos institucionais de biossegurança.
    4. Incubar as seções com anticorpos primários (componente do canal iônico mecanosensibil tipo anti-piezo 1 (Piezo1), diluído 1:200; receptor anti-leptina (LepR), diluído 1:50) em buffer de diluição de anticorpos. Aplique 50 μL de solução diluída de anticorpos em cada seção e incube por 12-18 horas a 4 °C no escuro, em uma câmara umidificada.
    5. Lave as lâminas com PBS (3 × 5 min) e depois incube-as com anticorpos secundários conjugados com fluoróforos (diluído 1:200). Aplique 50 μL de solução de anticorpos diluídos em cada seção e incube por 2 horas em temperatura ambiente, no escuro, em uma câmara umidificada.
    6. Enxágue novamente as lâminas em PBS (3 × 5 min), depois contra-colore os núcleos com 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) (diluído em 1:50) por 5 minutos.
    7. Monte as seções com meio de montagem antidescoloração e cubra com um revestimento de cobertura.
    8. Visualize e capture imagens usando um microscópio confocal de varredura a laser com configurações de filtro apropriadas.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neste estudo, o modelo de defeito ósseo diafisário semi-segmentar em ratos foi estabelecido por meio da perfuração de um defeito medindo 4 mm de comprimento e 1,5 mm de raio no meio do fêmur com uma broca cilíndrica específica de diamante de extremidade plana (Figura 2A). Para demonstrar a capacidade do modelo de testar o desempenho mecânico e biológico dos materiais, estabelecemos dois grupos de comparação, com defeitos implantados com hidrogéis GelMA ou 3D...

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Discussão

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Além das propriedades amplamente enfatizadas da osteoindutividade, osteointegração ebiocompatibilidade 5, a resposta mecânica e a capacidade de suporte dos substitutos ósseos são igualmente vitais, especialmente para reparar defeitos em ossos que suportampeso 22. Avaliações convencionais de desempenho mecânico normalmente dependem de métodos in vitro, como máquinas universais de teste, testes de compressão ou análise de resistência...

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Divulgações

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Todos os dados e imagens originais estão incluídos neste artigo. Os autores não declaram conflitos de interesse.

Agradecimentos

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Este estudo foi apoiado pela Fundação de Ciências Naturais da Província de Sichuan (2025ZNSFSC0754).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Solução de iodóforo 2%Chengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Nenhum
Polimetil metacrilato impresso em 3D (3DP-PMMA)gentilmente oferecido pela Faculdade de Ciência e Engenharia de Polímeros da Universidade de SichuanNenhum
4% de paraformaldeídoBiosharpBL539A
75% de etanolChengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Nenhum
Bolinhas de algodãoHaishi Hainuo Group Co.,   Ltd.Nenhum
Palitos de algodãoLakong Medical Devices Co., Ltd.Nenhum
Solução de coloração DAPIBeyotime Cat#C1005
Bisturi estéril descartávelHangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.20100227
Hidrogéis de metacriloíla gelatina (GelMA)gentilmente oferecido pela Faculdade de Ciência e Engenharia de Polímeros da Universidade de SichuanNenhum
GelMA 20%CellinkIKG125000005
IgG H e IgG Anti-Rato de Cabra L (Alexa Fluor & reg; 594)Abcamab150116
IgG Anti-Coelho de Cabras e IG L (Alexa Fluor ® 488)Abcamab150077
Kit de mancha de Hematoxilina e EosinaBiosharpC1005
Peça de mão de alta velocidadeFoshan SCS Medical Instrument Co., Ltd.9018499000
Agulha de irrigaçãoProdutos Médicos Poliméricos do Novo Século de Sichuan Co., Ltd.Nenhum
Masson' s Kit de Mancha TricromáticaSolarbioG1340
Tecidos não tecidos médicosHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Nenhum
Tecidos não tecidos médicosHenan Yadu Industrial Co., Ltd. Nenhum
Tomografia microcomputacional (& micro; CT) Scanco Medical AGμ CT 45
Imitações 20.0 para imagens de seção transversal (função de refatiamento)MaterialiseNenhum
Suportes de agulhaChengdu Shifeng Co., Ltd.Nenhum
Anticorpo Ob-R/Receptor de Leptina (B-3)Santa CruzSC-8391
Sistema de Escaneamento de Slides Inteiros de Grau Olympus Research VS200Chengdu Knowledge Technology Co., LtdVS200
Elevador perióstealChengdu Shifeng Co., Ltd.Nenhum
Anticorpo PIEZO1NovusNBP1-78446
Solução salinaSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.Nenhum
Software visualizador médico Scanco para reconstrução de imagens 3D (scripts pré-definidos)Scanco Medical AGNenhum
Rebarba diamantada dentária específica (TF-22/170-021m/845-021m)Empresa de Materiais Dentários DiantongNenhum
Ratos Sprague-Dawley  Byrness Weil Biotech LtdNenhum
Tesoura RetaChengdu Shifeng Co., Ltd.Nenhum
Motor cirúrgicoMARATONAN3-140232
Suturas cirúrgicas (monofilamento 4-0)Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.Nenhum
Pinça vernierDeliDL91150

Referências

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  1. Mitchnik, I. Y., et al. Femur fractures and hemorrhagic shock: Implications for point of injury treatment. Injury. 53 (10), 3416-3422 (2022).
  2. Mitchell, S. A. T., Majuta, L. A., Mantyh, P. W. New insights in understanding and treating bone fracture pain. Curr Osteoporos Rep. 16 (4), 325-332 (2018).
  3. Ritchie, R. O. The conflicts between strength and toughness. Nat Mater. 10 (11), 817-822 (2011).
  4. Carson, J. S., Bostrom, M. P. G. Synthetic bone scaffolds and fracture repair. Injury. 38 (1 Suppl ), S33-S37 (2007).
  5. Janicki, P., Schmidmaier, G. What should be the characteristics of the ideal bone graft substitute? Combining scaffolds with growth factors and/or stem cells. Injury. 42, S77-S81 (2011).
  6. Zandi, M., Dehghan, A., Talimkhani, I., Rezaeian, L., Mohammad Gholi Mezerji, N. Histological evaluation of the healing process of autografted mandibular bone defects in rats under treatment with zoledronate. J Cranio Maxillofac Surg. 47 (11), 1779-1786 (2019).
  7. Wu, J., et al. The establishment of calvarial suture-bony composite defects in rats: A standardized model for suture-regenerative therapy investigation. J Vis Exp. (207), e66417(2024).
  8. Chen, Y., Wu, J., Li, F., Ye, L., Wang, H. Creating a box-cavity defect model in the cortical bone of rat femora. J Vis Exp. (201), e66068(2023).
  9. Yu, C., Yu, F., Li, F., Ye, L. The establishment of a murine mandibular molar extraction socket healing model. J Vis Exp. (191), e64855(2023).
  10. Han, L., et al. 3D magnetic nanocomposite scaffolds enhanced the osteogenic capacities of rat bone mesenchymal stem cells in vitro and in a rat calvarial bone defect model by promoting cell adhesion. J Biomed Mater Res A. 109 (9), 1670-1680 (2021).
  11. Han, Z., Bhavsar, M., Leppik, L., Oliveira, K. M. C., Barker, J. H. Histological scoring method to assess bone healing in critical size bone defect models. Tissue Eng Part C Methods. 24 (5), 272-279 (2018).
  12. Gomes, P. S., Fernandes, M. H. Rodent models in bone-related research: the relevance of calvarial defects in the assessment of bone regeneration strategies. Lab Anim. 45 (1), 14-24 (2011).
  13. Tsiklin, I. L., Shabunin, A. V., Kolsanov, A. V., Volova, L. T. In vivo bone tissue engineering strategies: advances and prospects. Polymers. 14 (15), 3222(2022).
  14. Long, S., et al. Architecture mechanics mediated osteogenic progression in bone regeneration of artificial scaffolds. Sci Adv. 11 (29), eadv8804(2025).
  15. Man, K., et al. GelMA hydrogel reinforced with 3D printed PEGT/PBT scaffolds for supporting epigenetically-activated human bone marrow stromal cells for bone repair. J Funct Biomater. 13 (2), 41(2022).
  16. Chen, N. Embedded 3D printing and pressurized thermo-curing of PMMA for medical implants. J Mech Behav Biomed Mater. 146, 106083(2023).
  17. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  18. Ikeda, T., et al. Stimulation of osteogenesis in bone defects implanted with biodegradable hydroxyapatite composed of rod-shaped particles under mechanical unloading. Acta Histochem Cytochem. 45 (5), 283-292 (2012).
  19. Du, Y., Xu, B., Li, Q., Peng, C., Yang, K. The role of mechanically sensitive ion channel Piezo1 in bone remodeling. Front Bioeng Biotechnol. 12, 1342149(2024).
  20. Tadge, T., et al. The role of Piezo1 and Piezo2 proteins in tissue engineering: a comprehensive review. Eng Regen. 5 (2), 170-185 (2024).
  21. Prasad, P., Cancelas, J. A. From marrow to bone and fat: exploring the multifaceted roles of Leptin receptor positive bone marrow mesenchymal stromal cells. Cells. 13 (11), 910(2024).
  22. Hart, N. H., et al. Mechanical basis of bone strength: influence of bone material, bone structure and muscle action. J Musculoskelet Neuronal Interact. 17 (3), 114-139 (2017).
  23. Zhong, J., He, D. Combination of universal mechanical testing machine with atomic force microscope for materials research. Sci Rep. 5 (1), 12998(2015).
  24. El Kommos, A., Jackson, A. R., Andreopoulos, F., Travascio, F. Development of improved confined compression testing setups for use in stress relaxation testing of viscoelastic biomaterials. Gels. 10 (5), 329(2024).
  25. Lietaert, K., Cutolo, A., Boey, D., Van Hooreweder, B. Fatigue life of additively manufactured Ti6Al4V scaffolds under tension-tension, tension-compression and compression-compression fatigue load. Sci Rep. 8 (1), 4957(2018).
  26. Bignardi, C., Terzini, M. Novel load systems for in vitro testing of biomaterials and medical devices. Materials. 16 (2), 465(2023).
  27. Teti, A. Bone development: overview of bone cells and signaling. Curr Osteoporos Rep. 9 (4), 264-273 (2011).
  28. McGovern, J. A., Griffin, M., Hutmacher, D. W. Animal models for bone tissue engineering and modelling disease. Dis Model Mech. 11 (4), dmm033084(2018).
  29. Malda, J., et al. 25th anniversary article: engineering hydrogels for biofabrication. Adv Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  30. Altmann, B., et al. Promotion of osteoblast differentiation in 3D biomaterial micro-chip arrays comprising fibronectin-coated poly(methyl methacrylate) polycarbonate. Biomaterials. 32 (34), 8947-8956 (2011).
  31. Bastidas-Coral, A. P., et al. Polymethyl methacrylate does not adversely affect the osteogenic potential of human adipose stem cells or primary osteoblasts. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 108 (4), 1536-1545 (2020).
  32. Öztürk, Z., Tosun, B. Comparison of 3D printed and conventional denture base materials in terms of durability and performance characteristics. Sci Rep. 15, 18234(2025).
  33. Wu, J., et al. Transcriptomic and cellular decoding of scaffolds-induced suture mesenchyme regeneration. Int J Oral Sci. 16 (1), 33(2024).
  34. Kan, C., et al. BMP-dependent, injury-induced stem cell niche as a mechanism of heterotopic ossification. Stem Cell Res Ther. 10 (1), 14(2019).
  35. Bao, X., et al. 3D biomimetic artificial bone scaffolds with dual-cytokines spatiotemporal delivery for large weight-bearing bone defect repair. Sci Rep. 7 (1), 7814(2017).

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