Artigo de método

Modelo de Parada Cardíaca Suína usando um Desfibrilador Implantável

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DOI:

10.3791/69305

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9 de janeiro de 2026

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1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

Neste artigo

Resumo

Esse protocolo demonstra o uso de um desfibrilador cardioversor implantável (DCI) para induzir de forma confiável arritmias ventriculares, realizar cardioversão interna e obter registros de ECG intracardíacos em um modelo suíno.

Resumo

Este estudo apresenta um modelo reprodutível de parada cardíaca suína utilizando um desfibrilador cardioversor implantável (DCI) para indução e cardioversão confiáveis da fibrilação ventricular (FV), bem como monitoramento intracardíaco do ECG durante a ressuscitação. Modelos animais de grande porte são vitais para a pesquisa translacional em parada cardíaca; no entanto, técnicas convencionais de indução e cardioversão com FV — principalmente usando eletrodos externos e desfibrilação — são frequentemente prejudicadas por artefatos de movimento, taxas de conversão inconsistentes e alto uso de recursos animais. Este protocolo descreve ciclos repetidos de indução e cardioversão de FV dentro do mesmo animal, proporcionando controle preciso enquanto minimiza o estresse fisiológico e o número de animais, de acordo com os princípios das 3R (Substituição, Redução e Refinamento). O método baseado em DCI permite o monitoramento preciso do ritmo por meio de ECG intracardíaco durante a ressuscitação, com resistência a artefatos aprimorada em comparação ao ECG superficial. Onze porcos passaram por indução e cardioversão repetidas de FV, com altas taxas de sucesso e recuperação da circulação espontânea. O modelo permite a aquisição padronizada e confiável de dados para estudos de parada cardíaca, garantindo consistência experimental e facilitando a investigação reprodutível da fisiopatologia e estratégias de ressuscitação, minimizando o uso animal.

Introdução

Porcos e humanos compartilham semelhanças anatômicas e fisiológicas significativas, tornando os modelos suínos essenciais para a pesquisa emressuscitação 1. Técnicas para induzir fibrilação ventricular (FV) e parada cardíaca incluem: aplicação de corrente contínua (DC) por agulhas espinais inseridas no miocárdio usando uma bateria de 9 V, ou geradorsinusal 2; corrente alternada transcutânea ou subcutânea (CA)3,4; aplicação intramiocárdica com um eletrodo marcapacos usando corrente contínua (DC) (bateria de 9 V), corrente alternada (CA; osciloscópio/gerador de funções) ou um marcapassoexterno 5,6,7,8. Embora todos esses métodos induzam efetivamente a FV, a conversão para ritmo sinusal (SR) é tipicamente realizada por meio da aplicação transcutânea externa de um choque DC e o retorno da circulação espontânea (ROSC) é frequentemente subótimo. Além disso, choques externos impõem estresse fisiológico e tecidular significativo e lesãopotencial 9,10, limitando o número de intervenções repetidas por animal. Consequentemente, estudos sobre FV frequentemente exigem que um grande número de animais detecte diferenças estatisticamente significativas, o que entra em conflito com imperativos éticos de reduzir o uso de animais.

Pesquisas anteriores em humanos mostraram que a FV pode ser induzida usando um sistema implantável de cardioversor desfibrilador (CID) 11. Até onde sabemos, induções e conversões repetidas de FV usando um sistema de DAI não foram estudadas em um modelo suíno. Um eletrocardiograma (ECG) é usado para detectar a conversão da fibrilação ventricular para o ritmo sinusal. Durante a ressuscitação cardiopulmonar (RCP), o ECG padrão de superfície de alta qualidade pode ser pouco confiável ou desafiador de obter devido a artefatos de movimento e artefatos relacionados à interface eletrodo-pele e às propriedades elétricas doseletrodos 12,13,14.

Em linha com os princípios 3R da pesquisa animal (Substituição, Redução e Refinamento)8, e nossa pesquisa contínua sobre detecção de fluxo durante parada cardíaca 15,16,17, nosso objetivo é desenvolver um modelo previsível e reprodutível de parada cardíaca suína para indução repetida de FV e conversão em SR em um único animal. Além disso, nosso objetivo era usar o dispositivo de DAI para obter leituras de ECG intracardíaco durante a RCP. Ao reduzir a variabilidade e melhorar o sucesso da RCP, esse método aborda limitações importantes dos modelos existentes, minimiza o uso de animais e facilita pesquisas mais confiáveis em parada cardíaca. Essa abordagem refinada garante consistência e oferece vantagens significativas em relação às técnicas tradicionais, permitindo que pesquisadores alcancem resultados confiáveis enquanto seguem padrões éticos no desenho experimental. O modelo apresentado é tecnicamente avançado e requer acesso a um DCI e uma unidade de programação, além de fluoroscopia ou ultrassom para orientar a inserção do eletrodo do marcapasso. Devido ao tamanho do DCI, dos eletrodos do marcapasso e dos introdutores vasculares, o modelo é aplicável a porcos com pelo menos 25 kg.

Protocolo

Os experimentos descritos neste protocolo foram aprovados pela Autoridade Norueguesa de Pesquisa Animal (FOTS-ID 25415) e realizados de acordo com a Diretiva da UE 2010/63/UE sobre a Proteção de Animais Usados para Fins Científicos. Onze porcos da Landrace norueguesa (Sus scrofa domesticus), compostos por 10 machos e uma fêmea, com idade média de 56 ± 1,5 dia e peso médio de 30 ± 3 kg, foram utilizados. A configuração experimental está ilustrada na Figura 1.

1. Coleta de animais, anestesia e monitoramento

  1. Recuperação de animais
    1. Coordenar com um fazendeiro local para obter porcos de tamanho e peso adequados para o experimento planejado.
    2. Para promover o bem-estar animal, retire os animais imediatamente antes do procedimento. Forneça acesso ad libitum a comida e água até a coleta.
  2. Sedação na fazenda
    1. Administre uma mistura dos seguintes medicamentos intramusculares para um porco de 30 kg: Ketamina 2500 mg (25 mL de Belatamin VET 100 mg/mL), Midazolam 10 mg (2 mL de Midazolam 5 mg/mL), Atropina 1 mg (1 mL de Atropina).
    2. Confirme a sedação adequada verificando que o porco está dormindo, deitado e sem resposta à estimulação antes do transporte.
  3. Transporte o porco sedado em uma gaiola segura e ventilada. Garanta proteção contra hipotermia usando cobertores térmicos. Minimize o tempo de transporte.
  4. Preparação laboratorial
    1. Pese o porco. Insira dois cateteres intravenosos periféricos (IV) de 20G nos ouvidos usando a técnica asséptica padrão. Se necessário, coloque uma luva cheia de água morna sobre as veias contraídas para promover a vasodilatação. Role e coloque bandagens elásticas ou de gaze na parte externa da orelha do porco e prenda com fita adesiva para estabilizar os cateteres intravenosos.
    2. Lave e raspe o pescoço e a mandíbula. Administre cetamina (50 mg IV) ou tiopental (50-100 mg IV) conforme necessário para manter a sedação. Evite doses altas de tiopental para garantir a respiração espontânea.
  5. Monitoramento e posicionamento iniciais
    1. Posicione o porco deitado na mesa de operações. Conecte um oxímetro de pulso neonatal na cauda e eletrodos eletrocardiograma (ECG) no torso. Verifique leituras claras.
    2. Inicie as infusões IV da seguinte forma:
      Cateter 1: Tiopental (Pentocur Abcur) diluído em glicose a 5% ou 0,9% de NaCl até uma concentração final de 25 mg/mL. Taxa de infusão: 0,16 mL/kg/h (equivalente a 4 mg/kg/h)
      Cateter 2: Uma mistura de midazolam e morfina diluída em 5% de glicose ou 0,9% de NaCl para uma concentração final de 0,15 mg/mL e 2 mg/mL (equivalente a 0,15 mg/kg/h e 2 mg/kg/h, respectivamente). Taxa de infusão: 1 mL/kg/h. No mesmo cateter, administre acetato de Ringer (Ringer-Acetato) 4-10 mL/kg/h.
      ATENÇÃO: Não misture pentobarbital com outros medicamentos para evitar a formação de cristais em cateteres intravenosos.
  6. Oxigenação e indução por anestesia profunda
    1. Forneça oxigênio (6 L/min) através de uma máscara facial específica para porcos conectada a uma bolsa de ventilação auto-expansível.
    2. Induza anestesia profunda com pentobarbital (200-300 mg IV) e confirme a cessação da respiração espontânea. Inicie a ventilação da máscara.
  7. Intubação
    1. Use uma mordaça bucal para abrir a boca do porco. Com o porco deitado, insira uma lâmina Miller reta do laringoscópio #5 para localizar a epiglote e abrir o introito laríngeo. Monitore a saturação (SpO 2) usando o oxímetro de pulso acoplado e ventile conforme necessário se a saturação cair abaixo de 80%.
    2. Para a intubação endotraqueal, insira o bougie até que um reflexo de tosse indique a carina. Avance um tubo endotraqueal de 7,0 mm de diâmetro externo sobre o bougie, girando o tubo 90° no sentido anti-horário para facilitar a passagem pelas cordas vocais. Remova o pino e enche o punho.
    3. Ventile o porco usando um saco auto-expansível conectado ao capnógrafo. Confirme a colocação do tubo observando o retorno doCO2 e os sons pulmonares auscultados. Prenda o tubo com fita.
    4. Se a colocação falhar — indicado pela ausência de sons de ventilação e ausência de CO 2 de maréfinal expiratório (ETCO 2) — remova o tubo e repita o processo.
    5. Conecte o tubo a um ventilador. Defina a ventilação controlada por volume como:
      Volume de maré: 8-10 mL/kg
      Frequência respiratória: ~17/min
      Fração de oxigênio inspirada (FiO 2): 21%
      Pressão positiva no final da expiração (PEEP): 5cmH 2O
    6. Monitore SpO2 e termineETCO 2. Ajuste a frequência de ventilação para manter o pH sanguíneo de ~7,45. Evite hiperventilação para evitar alcalose. A maioria dos porcos tem um excesso de base (BE) fisiologicamente maior, de +5 a +10, buscando assim umETCO2 superior ao humano para manter a estabilidade do pH.

2. Instrumentação

  1. Colocação do cateter arterial
    1. Vire o porco para uma posição deitada e fixe os membros com uma bandagem de gaze.
    2. Desinfete o pescoço, mandíbula, virilha e barriga com clorexidina 5 mg/mL em etanol e cubra com drapeados estéreis.
    3. Estique a pata traseira para estender a artéria ilíaca. Use o ultrassom para localizar a artéria ilíaca e insira um cateter arterial de 5 Índice de Pulso Francês e Débito Cardíaco Contínuo (PiCCO) usando a técnica de Seldinger.
    4. Conecte o cateter a um transdutor de pressão pré-preenchido e faça a lavagem. Zere o transdutor e confirme um bom traçado de pressão arterial. Solte a pata traseira.
  2. Cateterização urinária
    1. Identifique a bexiga na linha mais baixa do mamilo usando ultrassom. Realize uma mini laparotomia usando diatermia para expor a bexiga.
      ATENÇÃO: Equipamentos de diatermia geram altas temperaturas, apresentando risco de lesão térmica. Evite contato com o eletrodo para evitar lesões pessoais e garantir controle preciso, e evite contato com tecidos ao redor para evitar danos não intencionais. A diatermia produz fumaça cirúrgica potencialmente cancerígena. Minimize o uso e garanta uma evacuação local eficaz da fumaça e ventilação do ambiente.
    2. Aplique um ponto de cordão de bolsa (0,5 cm de diâmetro) na bexiga. Faça uma incisão de 0,5 cm usando diatermia dentro do ponto e insira um cateter de 12 Charrière.
    3. Infle o balão do cateter com água estéril e aperte o ponto. Prenda o cateter em um saco de coleta.
    4. Reinsira a bexiga na cavidade peritoneal e feche a laparotomia com grampos.
  3. Colocação do cateter venoso central (CVC)
    1. Incline o porco na posição de Trendelenburg e aumente a PEEP do ventilador para 10cmH 2O para distender as veias do pescoço.
    2. Use ultrassom para localizar a veia jugular externa esquerda e insira um CVC de três lúmenes usando a técnica de Seldinger.
    3. Verifique o refluxo venoso em todos os lúmenes. Transfira sedação e infusões de fluido para o CVC.
    4. Conecte um transdutor de pressão ao terceiro lúmen e confirme o traçado por pressão venosa central (CVP).
  4. Colocação de eletrodos do introdutor vascular e do cardioverter-desfibrilador implantável (DCI)
    1. Localize a veia jugular externa direita usando ultrassom.
    2. Insira um introdutor vascular de 7 Fr usando a técnica de Seldinger. Confirme o refluxo venoso e lave com soro fisiológico. (O tamanho do introdutor pode variar dependendo do tipo de eletro do ICD - consulte o produtor relevante).
    3. Diminua a PEEP para 5cmH 2O e nivele a mesa cirúrgica. Confirme a colocação da ponta introdutora por ecocardiografia transesofágica ou fluoroscopia.
    4. Insira um eletrodo de ICD de bobina simples através do introdutor vascular. Avance o eletrodo para o ápice do ventrículo direito.
    5. Observe a posição adequada dos eletrodos usando ecocardiografia transtorácica ou transesofágica ou fluoroscopia, conforme disponível.
    6. Conecte o terminal do ICD a um analisador do sistema de pacing (PSA) usando o cabo dedicado do conector. Confirme a posição no ventrículo direito medindo ondas R intracardíacas de >6 mV.
    7. Expor a hélice para fixar a ponta do condutor do CID ao endocárdio do ventrículo direito (ápice ou septo distal).
    8. Confirme a posição adequada do cabo por meio de medições do limiar de estimulação (<2,5 V; 0,4 ms) e impedância (500-1500 Ω para estimulação, 50-100 Ω para bobina de choque). Reposicione a mina se necessário.
    9. Faça uma incisão horizontal de 4 cm abaixo da clavícula esquerda usando diatermia. Usando um par de pinças e os dedos, crie um pequeno bolso subcutâneo, grande o suficiente para conter o DCI.
    10. Conecte o cabo ao ICD e insira o dispositivo no bolso. É importante que o eletro do CID tenha uma boa posição no ventrículo direito e que o parafuso retrátil esteja firmemente fixado ao miocárdio. Se a onda R medida cair ou o limiar de pacing aumentar consideravelmente, reposicione o chumbo. Além disso, se a impedância (ritmo e/ou choque) estiver fora do intervalo, verifique se a extremidade do conector do cabo foi totalmente avançada para o conector do ICD e se o parafuso de fixação está firmemente fixado.

3. Programação de marcapassos/desfibriladores

  1. Alterne do modo Analisador do Sistema de Pacing (PSA) para o modo Programador no PSA. Conecte o ICD ao programador usando a antena fornecida e confirme a telemetria sem fio.
  2. O software de programação ICD abre automaticamente. Repetir as medições da onda R, limiar e impedâncias intracardíacas, e reposicionar o terminal da CID se necessário.
  3. Programe o modo de ritmo para as configurações desejadas (ex.: VVI 60 bpm, saída 3,5 V; largura de pulso 0,4 ms; autodetecção ativada).
  4. Programe parâmetros de terapia para taquiarritmia até os valores desejados, incluindo número de zonas, número de ondas R necessárias para a terapia e tipo de terapia, por exemplo, 2 zonas com taquicardia ventricular (TV) 190-240 e fibrilação ventricular (FV) > 240. Na zona VT, 32 intervalos, duas tentativas de estimulação antitaquicardia antes de uma cardioversão 30 J, e na zona VF, 12 intervalos antes de um choque DC.
    NOTA: O tempo de detecção para arritmia depende dos parâmetros programados, incluindo frequência cardíaca (duração do ciclo) e o número de ondas R consecutivas necessárias para o diagnóstico. Por exemplo, se a frequência cardíaca for 240 bpm e forem necessárias 12 ondas R consecutivas para diagnosticar a FV, o tempo de detecção será significativamente menor do que se a frequência cardíaca for de 180 bpm e 32 ondas R forem necessárias. Isso se aplica a ambientes onde a terapia é administrada automaticamente, como na prática clínica. Em contraste, ao usar o modo de teste do programador, a terapia pode ser administrada após um intervalo de tempo pré-definido (até 20 s) ou manualmente, onde nenhuma terapia é aplicada até que o operador a ative. Nesses últimos modos, a detecção de arritmia é manual em vez de automática.
  5. No lado direito da tela do programador, selecione o ícone de Teste e depois abra as pastas Fibber e NIPS . Pressione o ícone do Fibber Ventricular para permitir a indução de VF usando vários métodos, sendo o mais confiável para VF o FibberDC 11 — uma tensão DC constante de 7,5 V por 2 segundos. Outras opções para VF são choque em ondas T ou pacing de 50 Hz.
  6. Quando a FV é induzida, existem três opções para administrar a terapia (canto inferior esquerdo da tela). Use o Automático, no qual o dispositivo entregará automaticamente um choque de acordo com os parâmetros programados da terapia taquicárdica no CDI. Outras opções são Timed, onde o ICD emite um choque após um intervalo programável entre 3 s e 20 s, ou Manual, onde a terapia só é aplicada quando o operador pressiona o ícone Deliver Therapy .
  7. A taquicardia ventricular pode ser induzida clicando no ícone do NIPS ventricular . Selecione o ícone de Burst e o tempo de ciclo desejado para indução, por exemplo, 300 ms, que corresponde a uma frequência cardíaca de 200. Pressione Segurar para aplicar Burst por até 20 s (máximo) para induzir VT. Se não tiver sucesso, o procedimento pode ser repetido com um ciclo mais curto, por exemplo, 280 ms ou 260 ms.
  8. Se for induzida VT ou VF, a terapia é administrada de acordo com as configurações programadas na pasta Taquicardia. Para acessar as configurações, clique no ícone de Parâmetros no dispositivo. Garantir a restauração do SR.

4. Estabelecer monitoramento Doppler contínuo carotídeo não invasivo

  1. Para monitorar o fluxo carotídeo, utilize uma combinação do traçado de pressão intra-arterial da artéria carótida esquerda e, se disponível, complementado por uma medição não invasiva da velocidade do fluxo guiada por ultrassom na artéria carótida direita, usando um Doppler mãos-livres e contínuo, por exemplo, o RescueDoppler15.
  2. Fixe a sonda Doppler perpendicularmente à artéria carótida esquerda. Garanta o contato correto da pele usando grandes quantidades de gel de ultrassom.
  3. Verifique o monitor de ultrassom para garantir que há um bom traço carotídeo. Fixe a sonda cuidadosamente usando fita adesiva.

5. Realizar estudos de parada cardíaca

  1. Para monitorar o ritmo cardíaco, utilize-se o ECG intracardíaco obtido do marcapasso e os traços superficiais do ECG obtidos pelo monitor do paciente.
  2. Para monitorar o ROSC, utilize a pressão arterial invasiva na artéria carótida esquerda obtida do monitor do paciente e a medição não invasiva da velocidade do fluxo guiada por ultrassom na artéria carótida direita, obtida do RescueDoppler.
  3. Induza VF ou VT de acordo com o protocolo de estudo usando um dos métodos disponíveis no programador. Para dispositivos Abbott, o método mais confiável para indução VF é o Fibber DC: uma tensão DC constante de 7,5 V aplicada por 2 s. Métodos alternativos para indução VF incluem choque na onda T ou pacing de 50 Hz. Induzir a VT por meio de aceleração rápida de overdrive, tipicamente com um ciclo de 300-250 ms (correspondendo a uma frequência cardíaca de 200-240 bpm).
  4. Observe a cessação do fluxo carotídeo no traço Doppler carotídeo. Mantenha o período sem fluxo conforme o protocolo do estudo.
  5. Realize RCP manual, compressões mecânicas ou outras intervenções conforme o protocolo do estudo.
  6. Quando desejado, converta o porco para ritmo sinusal aplicando um choque DC manual através do desfibrilador implantável. Programe o nível de energia e ajuste com base no tamanho do animal. Para porcos adultos, a configuração máxima de energia normalmente é de 36-41 J, dependendo do fabricante. Em animais menores, 10-20 J podem ser suficientes.
    NOTA: Em humanos, um DCI geralmente entrega uma energia de 30-40 J ao tratar uma FV. Em porcos de 30 kg, menos energia pode ser suficiente, aumentando a longevidade do DCI, que pode ser reutilizado em outros animais. A energia entregue é programável, mas menos de 15 J não é recomendado, pois a falta de sucesso e a necessidade de choques repetidos com maior energia levarão a um período mais longo de assistolia e menor reprodutibilidade entre animais.
  7. Para garantir uma alta taxa de conversão, termine o VF em até 120 s. Se o animal estiver em VT, obtenha a conversão seja por estimulação antitaquicardia (ATP) — que entrega impulsos de baixa voltagem em uma taxa maior que a taquicardia — ou por um choque DC sincronizado (cardioversão).
    NOTA: Os DCI disponíveis comercialmente não podem ser programados para suspender a terapia indefinidamente. Por razões de segurança, elas aplicam automaticamente um choque comprometido assim que o tempo máximo de detecção termina, desde que o ritmo permaneça VF.
    ATENÇÃO: Evite contato direto com o animal ao aplicar um choque DC. Embora o choque seja administrado por eletrodos implantados e o risco de lesão elétrica seja mínimo, as precauções padrão de segurança ainda devem ser seguidas.
  8. Deixe o animal descansar, assegure a normalização dos parâmetros fisiológicos, incluindo pressão arterial,ETCO 2 e pH. O tempo normal de descanso é de aproximadamente 5 a 10 minutos até que os parâmetros vitais retornem o mais próximo possível dos valores base.
  9. Repita os passos 5.3 a 5.6 quantas vezes for necessário, conforme o protocolo do estudo.

6. Eutanásia e descarte de resíduos

  1. Após finalizar o estudo, eutanasie o porco administrando 50 mmol de cloreto de potássio (50 mL de cloreto de potássio 1 mmol/mL) ou 0,1 mg/kg de Pentobarbital (Exagon vet 400 mg/mL).
    ATENÇÃO: Os medicamentos para eutanásia são agentes potentes e letais. Manuse-se com rigor e siga os protocolos de segurança locais.
  2. Remova todos os corpos estranhos, incluindo o marcapasso, eletrodos, cateteres, tubos e linhas do cadáver animal. Descarte todos os instrumentos cortantes (por exemplo, seringas) em um recipiente aprovado para objetos cortantes.
    ATENÇÃO: Antes de explantar o ICD, certifique-se de que a terapia de Desabilitação esteja programada para evitar choques não intencionais durante o manuseio, armazenamento e preparação para reutilização. Trate o cadáver animal e todos os equipamentos descartáveis como material biológico perigoso. Descarte-os de acordo com as regulamentações locais de biossegurança e gestão de resíduos.

Resultados

Indução intencionalmente cronometrada da FV e subsequente cardioversão para SR com ROSC foram consideradas um resultado positivo do método. A falha em induzir FV ou cardiovert foi considerada um desfecho negativo. O uso do modo FV fibber induziu consistentemente a FV ou VT em todos os animais, conforme desejado (Tabela 1). Além disso, usar o modo desfibrilador cardiovertiu consistentemente todos os porcos. Tanto a indução da FV quanto a cardioversão eram controladas remotamente pela unidade de programação; assim, não era necessário gerador de sinusite externo nem desfibrilador. Todos os animais foram repetidamente cardiovertidos ao ritmo sinusal com ROSC várias vezes em cada experimento (Tabela 1)15,17. O intervalo de repouso entre cada sequência de VF era de no mínimo 5 minutos. A taxa de sucesso para alcançar a ROSC após a FV induzida foi de 92% em todas as sequências em todos os animais (Tabela 1). A FV que exigiu dois choques DC para conversão em ROSC ocorreu duas vezes em um mesmo animal. Em dois animais que tiveram um infarto do miocárdio intencionalmente grande induzido pela injeção de microesferas nas artérias coronárias antes da indução daFV 15, a indução da FV levou à PEA. Em um animal, o choque DC resultou em transição imediata para assistolia. A RCP padrão foi posteriormente iniciada nos três animais, mas nenhum conseguiu a ROSC. Nesta série de 11 experimentos suínos utilizando indução baseada em DCI e cardioversão da fibrilação ventricular, cada animal passou com sucesso por ciclos repetidos de FV e ressuscitação. O protocolo de DCI consistentemente apresentou altas taxas de sucesso na cardioversão, com estresse fisiológico mínimo e rápida recuperação da circulação espontânea. O monitoramento intracardíaco do ECG forneceu documentação do ritmo sem artefatos durante toda a ressuscitação, permitindo a detecção precisa de arritmias e intervenções. Esses resultados demonstram a confiabilidade, reprodutibilidade e potencial da técnica para análises detalhadas de desfechos, como medir taxas de conversão, intervalos de recuperação e qualidade do sinal do ECG, apoiando assim uma investigação experimental robusta de estratégias de ressuscitação

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Figura 1: Configuração experimental. (A) Os animais experimentais foram intubados com um tubo endotraqueal em posição deitada e conectados a um ventilador. Na posição supina, sob orientação ultrassonesca, foi estabelecido o seguinte acesso vascular: (B) Uma linha arterial PiCCO foi inserida na artéria femoral, (C) um cateter venoso central foi colocado na veia jugular externa direita e (D) um introdutor de bainha vascular foi inserido na veia jugular interna direita. Além disso, um cateter suprapúbico foi inserido na bexiga (não mostrado aqui) e (E) uma sonda de fluxo carótido RescueDoppler foi colocada sobre a artéria carótida esquerda. (F) Através da bainha vascular, um eletrodo marcapasso foi avançado para o ventrículo direito e sua posição verificada por ecocardiografia ou fluoroscopia. (G) Uma unidade cardioversória-desfibriladora implantável (DCI) foi inserida em um bolso subcutâneo sob a clavícula esquerda e conectada ao eletrodo do marcapasso. (H) Os animais foram conectados a um monitor multimodal registrando ECG, pletismografia caudal (SpO₂), pressão arterial, pressão venosa central e CO₂ de fim de marés. (I) O sensor RescueDoppler estava conectado a um gravador RescueDoppler, fornecendo traços contínuos de fluxo carotídeo. (J) O dispositivo ICD era conectado por telemetria a um programador ICD. Figura criada usando BioRender. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Arritmia induzida por marcapassosProcedimentos de RCP realizadosTaxa de conversão de arritmia (%)
Porco*Fibrilação ventricular (n)Taquicardia ventricular (n)Compressão manual (n)Compressão mecânica (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

Tabela 1: Resumo da FV/VT induzida por DCI e subsequente cardioversão. *Onze porcos passaram por experimentos. Em média, 18 arritmias, incluindo fibrilação ventricular (FV) e taquicardia ventricular (VT) - foram induzidas por animal usando um desfibrilador cardioversor implantável (DCI). A duração média de TV/FV foi de 0,75 min. A RCP foi realizada em episódios selecionados de FV, de acordo com os protocolosanteriores 15, 16 e 17. Os animais eram então convertidos para o ritmo sinusal (SR) por choque de corrente contínua (DC) via DCI. Cada animal foi estabilizado por 5 minutos antes da próxima arritmia ser induzida.

Discussão

Até onde sabemos, o modelo apresentado que utiliza um desfibrilador implantável para induzir e tanto a fibrilação ventricular cardiovertida (FV) em porcos não foi descrito anteriormente na literatura. A FV é comumente induzida usando geradores de forma de onda senoidal ou corrente contínua de uma bateria externa através de eletrodos epicárdicos. A cardioversão é normalmente realizada com desfibriladores externos. Embora esses métodos possam induzir FV de forma confiável, a falha em cardioverter animais usando desfibrilação externa foi relatada em até 45% doscasos 2.

O monitoramento do ECG durante a RCP é desafiador devido a artefatos relacionados à compressão que podem obscurecer o ritmosubjacente 18. No entanto, um desfibrilador implantável com ECG intracardíaco possibilita monitoramento contínuo do ritmo durante compressões torácicas, possibilitando uma avaliação do ritmo em tempo real mais precisa e uma análise pós-compressão confiável.

Em contraste, esse modelo cardiovertiu todos os animais de forma confiável, com múltiplas conversões bem-sucedidas por experimento. Isso permitiu o uso repetido de animais individuais em protocolos experimentais, reduzindo assim o número de animais sacrificados e melhorando a eficiência geral dos recursos. Além disso, o modelo eliminou a necessidade de patches externos de desfibrilação, liberando espaço no tórax e melhorando o acesso durante a instrumentação.

O modelo é único em sua capacidade de estudar os efeitos fisiológicos de paradas circulatórias curtas e completas em animais intactos, onde o reinício cardíaco é alcançado por um choque interno suave e único. Essa característica possibilita investigações controladas da tolerância isquêmica em órgãos vitais como rins e trato gastrointestinal, redistribuição do fluxo sanguíneo após isquemia global e a interação entre ativação simpática endógena, respostas ao estresse isquêmico e administração de medicamentos adrenérgicos. O modelo, portanto, oferece uma plataforma experimental valiosa para explorar respostas específicas e sistêmicas de órgãos a parada cardíaca, causando isquemia de corpo inteiro sob condições altamente padronizadas. Além da colocação dos eletrodos, manter a estabilidade fisiológica é crucial para a reprodutibilidade. O monitoramento contínuo da temperatura, ventilação e profundidade da anestesia garante normotermia, oxigenação adequada e hemodinâmica estável durante todo o experimento.

Os resultados representativos apresentados demonstram a confiabilidade e reprodutibilidade da indução e cardioversão controladas por FV controladas por CID em um ambiente experimental controlado. A capacidade de induzir e terminar a FV remotamente permitiu um tempo rápido e preciso, com interferência externa mínima, o que é valioso para estudar a fisiologia da parada cardíaca e a dinâmica da ressuscitação. A análise de desfechos focou na consistência da indução da FV, no número de cardioversões bem-sucedidas e na estabilidade da ROSC.

Neste estudo, seguimos o princípio das 3Rs gerando dados estatisticamente robustos enquanto minimizamos o número de animais utilizados. Devido à alta taxa de reanimações bem-sucedidas, fibrilação ventricular e cardioversão podiam ser induzidas várias vezes em cada sujeito. Ao empregar estatísticas de medidas repetidas em sujeitos e modelos de efeitos mistos que consideram tanto os efeitos fixos quanto aleatórios, o estudo pôde ser conduzido com apenas onze animais.

Limitações
A principal limitação do modelo está na necessidade de equipamentos especializados e expertise do operador. Um gerador de marcapassos, um cabo de estimulação transvenoso, uma unidade de programação e um operador treinado são todos essenciais. A colocação precisa do eletrodo de estimulação é fundamental e requer orientação por imagem, tipicamente por meio de ecocardiografia transtorácica ou fluoroscopia.

Consequentemente, a implementação desse modelo pode ser desafiadora em ambientes com recursos limitados. No entanto, uma vez estabelecida, oferece um método altamente eficaz e reprodutível para induzir e terminar a FV, minimizando a ocorrência de fibrilação não convertível e aprimorando o controle experimental. Esse modelo é amplamente relevante para grupos de pesquisa que realizam estudos de reanimação in vivo em grandes modelos animais.

Esse modelo suíno foi desenvolvido para avaliar a viabilidade do monitoramento Doppler automático da carótida durante a ressuscitação cardíaca, e não para testar estratégias clínicas de reanimação. O estudo focou nas respostas fisiológicas agudas e foi conduzido como um protocolo terminal, que excluiu o acompanhamento de longo prazo ou avaliação histológica. Além disso, usamos apenas 11 animais neste estudo. Embora múltiplos experimentos repetidos tenham sido realizados em cada animal, a variabilidade entre indivíduos pode não ter sido totalmente capturada. Além disso, o estudo não incluiu um grupo controle que utilizasse métodos tradicionais. Embora tais métodos tenham sido citados como tendo alta taxa de falha, a falta de comparação direta dentro do mesmo quadro experimental limita a capacidade de demonstrar as vantagens relativas da técnica proposta. Por fim, o modelo requer acesso a equipamentos especializados, como um DCI, programador e ultrassom Doppler, o que pode limitar sua aplicabilidade em ambientes com recursos limitados. Além disso, o protocolo cirúrgico é tecnicamente exigente, envolvendo múltiplos pontos de acesso vascular, criação de estoma da bexiga e implantação de CID, o que pode apresentar uma curva de aprendizado íngreme para operadores inexperientes.

Nesse sistema experimental, os registros de ECG intracardíaco não podiam ser exportados da unidade de programação; portanto, a interpretação dos dados dependia exclusivamente do monitoramento visual. Estudos futuros devem incorporar um método que permita a exportação direta de traços de ECG para facilitar a análise quantitativa.

Divulgações

Charlotte Björk Ingul é consultora da Cimon Medical, empresa que detém a tecnologia associada à RescueDoppler. Os autores restantes declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

Usamos Perplexity e Microsoft Copilot para ajudar na revisão em inglês. Todo o conteúdo foi revisado e aprovado pelos autores. Este projeto recebeu financiamento da Nord University, da Universidade Norueguesa de Ciência e Tecnologia e do Conselho Norueguês de Pesquisa.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Abbott Durata 7120 ICD Single Coil LeadAbbott, Abbot Park, IL7120
Icd de RV Abbott GallantAbbott, Abbot Park, ILCDVRA500Q
Abbott Merlin ProgramadorAbbott, Abbot Park, IL3650
Cateter venoso central Trio CertofixB. Braun Medical, Melsungen, Alemanha4167408-07
Tubo endotraqueal Portex #7.0Smiths Medical, Rockland, MA100/150/070
Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)VetViva Richter, Wels, ÁustriaN/A
Heparina 5000 UI/mLPanpharma, Luitré, FrançaETI3M807-1
Ketamina 50 mg/mLAbcur AB, Helsingborg, SuéciaLB-12355-01
Midazolam 5 mg/mLB. Braun Medical, Melsungen, Alemanha753-12612876-0621
MorfinaAbcur AB, Helsingborg, SuéciaLB-122184-01
Solução normal de lavagem salinaFresenius Kabi, Uppsala, SuéciaB202382-05
PentoCur (Tiopental)Abcur AB, Helsingborg, SuéciaLB-122564-01
Cateter IV Perifal 20G VasofixB. Braun Medical, Melsungen, Alemanha4268113B
PiCCO  Kit de monitoramento (transdutor de pressão, sistema de lavagem e termístor)Pulsion, Feldkirchen, AlemanhaPV8215
Cateter PiCCO 5 Fr 20 cmPulsion, Feldkirchen, AlemanhaPV2015L20-A
Kit de transdutor de pressão e de lavagem TruWaveEdwards Lifescience, Irvine, CAPX272
RescueDopplerCimon Medical, Trondheim, NoruegaN/AProprietário, não disponível comercialmente
Acetato ringerFresenius Kabi, Uppsala, SuéciaB203150-02
Cather urinário 12 ChVáriosN/A
Introdutor de bainha vascular Prelúdio 7.0 FrMerit Medical, South Jordan, UTPSI-7F-11-035-18G
Gel de Ultrassom VueOptimum medical, Leeds, United Kingdim1157

Referências

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