Este protocolo clínico foi aprovado pelo Comitê de Ética do Hospital Popular Hengshui (Aprovação nº 2019-2-013). Todos os participantes ou seus responsáveis legais forneceram consentimento informado por escrito antes da inclusão. O estudo seguiu a Declaração de Helsinque e as diretrizes institucionais para ética em pesquisa humana.
Preparação de nanocompósitos de prata-carbono (Ag-C)
Para sintetizar o nanocomposto Ag-C, 3,0 g de tartrato de sódio potássico foram pesados com precisão e colocados em um cadinho de quartzo de 50 mL dentro de um forno tubular. A amostra foi aquecida a 400 °C a uma taxa de 15 °C/min e mantida por 6 horas, depois deixada esfriar até a temperatura ambiente (~25 °C). O produto foi transferido para um béquer de vidro de 250 mL e disperso em 80 mL de água deionizada (resistividade ≥18 MΩ·cm) usando um agitador magnético a 400 rpm por 10 minutos. A suspensão foi centrifugada a 10.000 x g por 10 minutos a 4 °C, e o sobrenadante marrom contendo pontos quânticos de carbono (CQDs) foi coletado. O sobrenadante foi concentrado em 20 mL a 80 °C sob mexer, seguido pela adição de 60 mL de acetona e mistura de vórtices por 1 minuto. Após centrifugação a 9.500 x g por 20 minutos a 4 °C, o sobrenadante amarelo-claro foi coletado como a solução original CQD. Para preparar o reagente Tollens, 1 mL de 0,5 M deAgNO 3 foi misturado com 1,04 mL de água de amônia e 0,65 mL de 3 M NaOH, seguido pela adição de 17,3 mL de água desionizada sob agitação contínua. Em um frasco de três gargalos, envolto em papel alumínio, 25 mL de solução CQD e 75 mL de água desionizada foram combinados e mexidos a 500 rpm por 5 minutos. O pH foi ajustado para aproximadamente 7,0 com água concentrada em amônia, após o que foi adicionado 1 mL de reagente de Tollens. A mistura foi aquecida a 120 °C por 20 minutos em condições escuras. Ao resfriar até a temperatura ambiente, a solução amarela de Ag-C era obtida e armazenada a 4 °C até o uso.
ATENÇÃO: NaOH e água de amônia são corrosivas e liberam vapores irritantes. Manusei todas as reações em um exaustor químico usando luvas, óculos de proteção e jaleco. Não feche os recipientes aquecidos de forma estranha para evitar o acúmulo de pressão.
Preparação de curativos antibacterianos de nanoprata (NSAD)
Para preparar a mistura de solventes, 15 mL de água desionizada foram misturados com 200 μL de ácido acético glacial em um béquer de vidro de 100 mL. A isso, 0,1 mL da solução preparada de Ag-C (22 mg/L), 0,2 mL de glicerol e 60 mg de poloxâmero foram adicionados e dissolvidos completamente a 50 °C com agitação magnética. Posteriormente, 0,6 g de pó de quitosano foram gradualmente incorporados para evitar aglomerações e mexidos continuamente por 30 minutos até que ficassem homogêneos. Depois, 2 mL de 1 M de NaHCO3 foram adicionados em gota durante a mistura para induzir uma leve espuma, seguidos por mais 10 minutos de mistura. O volume total foi ajustado para 20 mL com água desionizada, e a solução foi desgasificada ultrassônicamente por 5 minutos. A solução homogênea foi despejada em um molde retangular (14 cm x 8 cm x 0,5 cm), selada com filme plástico e deixada gelificar por 48-72 h em temperatura ambiente (20-25 °C). Após a gelificação, o filme era removido e seco em um forno de ar forçado a 40 °C por 12-18 horas, resultando em filmes NSAD com aproximadamente 1 mm de espessura. Registre a temperatura ambiente e a umidade durante a gelificação, pois elas influenciam a uniformidade do filme e a resistência à tração. Descarte quaisquer filmes que contenham rachaduras ou bolhas visíveis.
Caracterização do nanocomposto Ag-C
Uma gota de solução diluída de Ag-C foi colocada sobre uma grade de microscopia eletrônica de transmissão (TEM) revestida de cobre e seca sob luz infravermelha por 10 minutos. As amostras foram analisadas a 100 kV sob um TEM. O tamanho das partículas foi analisado usando o software ImageJ, medindo pelo menos 200 partículas selecionadas aleatoriamente, e os dados foram expressos como média ± DS.
Avaliação da atividade antibacteriana
Staphylococcus aureus (ATCC 29213) e Escherichia coli (ATCC 25922) foram cultivados em caldo de soja de triptona (TSB) durante a noite a 37 °C. A suspensão bacteriana foi ajustada para uma densidade óptica de OD600 = 0,1 (~1 x 107 CFU/mL). As amostras foram divididas em três grupos: controles tratados com água desionizados, controles positivos tratados com amoxicilina (10 μg/mL) e grupos de teste tratados com nanocompósitos com Ag-C (10 μg/mL equivalente de conteúdo de Ag). As culturas foram incubadas a 37 °C e agitadas a 150 rpm por 7 dias. A cada dia, 100 μL de amostras eram coletadas, diluídas em série, placadas em ágar TSB e incubadas por 24 horas. As unidades formadoras de colônias (CFUs) foram contabilizadas, e as taxas de inibição (%) foram calculadas como [(N0−N t)/N 0] x 100. Cada experimento foi realizado em triplicado, e os resultados foram reportados como média ± DS.
ATENÇÃO: Manuseie todas as culturas bacterianas em um gabinete de biossegurança nível II. Autoclave elimine todo o lixo a 121 °C por 20 minutos antes do descarte.
Comportamento de inchaço do NSAD
Amostras quadradas de NSAD (1 cm x 1 cm) foram pesadas para obter o peso seco (W0). Cada amostra foi imersa em 10 mL de soro fisiológico a 37 °C. Em 1, 6 h, 12 h e 24 h, as amostras foram removidas, manchadas com papel de filtro e pesadas (Wt). A razão de inchaço (%) foi calculada como [(Peso − DV0)/D0] x 100. Todas as medições foram realizadas em triplicado, e os resultados foram reportados como média ± DS.
Montagem e aplicação do VAC combinado com o NSAD
O filme preparado de NSAD foi cortado para corresponder ao tamanho da ferida usando tesoura estéril e aplicado diretamente na cama da ferida. Dois tubos de drenagem de silicone estéreis (1 mm de espessura na parede, microporos de 0,4 a 0,5 mm) foram inseridos sob o NSAD. Toda a ferida e 2 a 3 cm de pele intacta ao redor foram selados com uma película transparente de poliuretano para garantir uma cobertura hermética. Os tubos de drenagem foram conectados a uma fonte contínua de pressão negativa mantida entre -60 kPa e -80 kPa por 72 horas. O selo era inspecionado diariamente, e o exsudado coletado era registrado quanto à cor e volume. Os curativos eram substituídos a cada 3-5 dias ou antes caso ocorresse vazamento. A terapia VAC foi descontinuada assim que o tecido de granulação cobriu completamente a ferida. Confirme a hemostasia completa antes de selar o ferimento. Se ocorrer sangramento ativo, reduza temporariamente a pressão negativa para -40 kPa. Monitore desconforto do paciente, dor excessiva ou falha no dispositivo.
Gestão de resíduos
Todos os resíduos contendo prata e alcalinos foram coletados em recipientes de resíduos rotulados para descarte de resíduos perigosos. As soluções alcalinas foram neutralizadas a pH 7 antes da descarga. Resíduos biológicos eram esterilizados por autoclaving e descartados conforme as normas de biossegurança hospitalar.
Pacientes e desenho do estudo
Um total de 300 pacientes diagnosticados com fraturas abertas da tíbia tipo I ou II (OTFs) foram recrutados no Departamento de Ortopedia de Trauma do Hospital Popular de Hengshui, entre novembro de 2019 e novembro de 2022. Os pacientes foram avaliados de acordo com critérios pré-definidos de inclusão e exclusão. Os critérios de inclusão foram: (1) idade entre 18 e 70 anos; (2) confirmou fratura de Gustilo tipo I ou II com base em avaliação clínica e radiológica; (3) ausência de lesão vascular ou nervosa maior; e (4) capacidade de fornecer consentimento informado e cumprir o acompanhamento pós-operatório. Os critérios de exclusão incluíam: (1) Fraturas tipo Gustilo III; (2) comorbidades graves, como diabetes descontrolada, doença vascular periférica, infecção crônica ou deficiência imunológica; (3) fraturas patológicas; e (4) gravidez ou distúrbios de coagulação. A randomização foi realizada usando uma sequência gerada por computador com randomização por blocos (tamanho do bloco = 6). A ocultação da alocação foi assegurada usando envelopes opacos lacrados preparados por um estatístico independente. Os pacientes foram divididos igualmente em três grupos (n = 100 cada): Grupo 1 recebeu redução fechada e fixação intramedular da unha (CRINF) com cuidados convencionais de feridas; O Grupo 2 recebeu CRINF combinado com fechamento assistido por vácuo (VAC); e o Grupo 3 recebeu CRINF com curativo antibacteriano de nanoprata (NSAD) e VAC. Todos os procedimentos foram realizados pela mesma equipe cirúrgica para minimizar o viés do operador. Os avaliadores de desfechos foram cegos quanto à alocação de tratamento ao avaliar cicatrização de feridas, infecção e escores de dor. Todos os pacientes foram acompanhados por 9 meses após a cirurgia para avaliar a cicatrização da fratura e a recuperação funcional.
Plano de tratamento para Gustilo tipo I e II OTFs
Os pacientes passaram por anestesia (geral, espinhal ou local) de acordo com a gravidade da lesão e o estado médico. Após desbridamento preliminar, as feridas foram completamente irrigadas com soro salino estéril e peróxido de hidrogênio; O tecido devitalizado foi aparado e as bordas dos tecidos moles foram suturadas provisoriamente conforme necessário. A estabilização da fratura foi alcançada por redução fechada e fixação intramedular da unha, seguindo procedimentos ortopédicospadrão 17. Para o Grupo 3, um filme NSAD estéril foi cortado para corresponder às dimensões da ferida e aplicado na cama da ferida; dois drenos de silicone foram posicionados sob o curativo. Um filme semipermeável de poliuretano selou a ferida, além de 2 a 3 cm de pele intacta ao redor. A hermeticidade e a hemostasia foram confirmadas antes da sucção; os filhotes (se presentes) eram cobertos com gaze estéril. Pressão negativa contínua era aplicada entre -60 e -80 kPa e ajustada de acordo com o tamanho e profundidade do ferimento (wound) e profundidade, com substituição do curativo a cada 3-5 dias ou antes caso ocorresse vazamento/saturação. Nos Grupos 1 e 2, os ferimentos eram cobertos com gaze petrolato estéril e trocados a cada 48-72 horas. O cuidado pós-operatório incluiu antibióticos profiláticos de amplo espectro por 3 a 5 dias (cefalosporinas ou fluoroquinolonas), cobertura anaeróbica com metronidazol quandonecessário 18, terapia anti-inflamatória e analgésica, controle do edema, medidas para promover a circulação e suporte nutricional (incluindo suplementação proteica). Pacientes com envolvimento neurovascular receberam agentes neurotróficos e antiedematosos/antiespasmódicos quando apropriado. O monitoramento laboratorial (hemograma completo, taxa de sedimentação de eritrócitos, proteína C-reativa) foi realizado em visitas pós-operatórias programadas para monitorar a infecção. A reabilitação começou com contrações isométricas e movimentos articulares suaves a partir do terceiro dia, progredindo para amplitude ativa após ~1 semana, conforme tolerado. O acompanhamento radiográfico foi obtido aproximadamente em 1 mês, 3 meses, 6 meses e 9 meses; o apoio gradual iniciou uma vez que a caliosidade e a continuidade com o córtex tibial foram evidentes no raio-X e a dor clínica permitida.
Índices de observação
As principais medidas de resultado incluíram tempo de cicatrização da ferida, tempo de cicatrização da fratura, taxa de cicatrização e taxa de cicatrização da fratura. Os desfechos secundários incluíram a incidência de complicações pós-operatórias (infecção superficial, infecção profunda, união retardada, embolia adiposa, infecção do trato agulha e não união infectada), duração da internação hospitalar, custos médicos totais e intensidade da dor pós-operatória. A intensidade da dor foi avaliada usando uma Escala Numérica de Avaliação (NRS) de 0 (sem dor) a 10 (pior dor imaginável). A cicatrização da ferida foi definida como epitelização completa sem exsudato, enquanto a cicatrização da fratura foi confirmada radiograficamente ao fazer uma ponte entre calos em pelo menos três córtices. As avaliações de acompanhamento foram realizadas em 1 mês, 3 meses, 6 meses e 9 meses após a cirurgia, incluindo avaliação clínica e radiografia.
Análise estatística
Análises estatísticas foram realizadas usando a versão 20.0 do SPSS. Variáveis contínuas foram testadas quanto à normalidade e expressas como média ± desvio padrão (DS). As diferenças entre os três grupos foram analisadas usando ANOVA unidirecional, seguida pelo teste pós-hoc de Tukey para comparações múltiplas. Dados não distribuídos normalmente foram analisados usando o teste de Kruskal-Wallis. As variáveis categóricas foram expressas como contagens e percentuais e analisadas usando o teste qui-quadrado (χ²) ou o teste exato de Fisher, quando apropriado. Os intervalos de confiança (ICs) de 95% foram calculados para parâmetros-chave. A significância estatística foi definida em p < 0,05. Todas as análises foram conduzidas por um bioestatístico independente, cego para a alocação de grupos.