Artigo de método

Configuração Reprodutível para Imagem de Dois Fótons In Vivo da Contratilidade dos Vasos Linfáticos Cervicais e do Fluxo Linfático em Camundongos

DOI:

10.3791/69482

⸱

10 de abril de 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics, Saratov State University, 3Department of Computer Science and Information Technology, Saratov State University, 4, Res Inst Intelligent Complex Syst, Fudan University, 5Potsdam Institute for Climate Impact Research

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O manuscrito demonstra um método inovador para o estudo in vivo da contratilidade dos vasos linfáticos cervicais e do fluxo linfático em camundongos para testar várias funções fisiológicas dos vasos linfáticos cervicais (cLVs) e as estratégias terapêuticas para a modulação dos mecanismos reguladores linfáticos de drenagem e desobstrução cerebral.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A contratilidade dos cLVs é a força motriz para o fluxo linfático e um mecanismo fundamental por trás da limpeza de toxinas cerebrais. Aqui, apresentamos um método inovador para imagem in vivo de dois fótons da contratilidade dos cLVs e a observação a longo prazo da remoção de glóbulos vermelhos com fluxo linfático em cLVs em camundongos. Os componentes do sistema incluem uma mini almofada térmica adaptada ao pescoço do camundongo, que permite aumentar a janela para imagens de até 5 horas, preservando a contratilidade do cLV e o fluxo linfático; controle de umidade; uma carcaça protetora; e um sistema de posicionamento que permite manter uma visualização óptica estável dos cLVs. O método garante reprodutibilidade e compatibilidade com outros tipos de microscópios de dois fótons e uma ampla gama de objetivos, mantendo imagens de alta qualidade com profundidade de até 500 μm. O protocolo inclui etapas detalhadas da preparação cirúrgica dos cLVs para manter o ambiente fisiológico, fornecendo a contratilidade normal do cLV.

Introdução

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A contratilidade dos vasos linfáticos cervicais (cLVs) desempenha um papel fundamental na drenagem cerebral e na eliminação linfática de seus tecidos de metabólitos e toxinas 1,2,3. A redução dessa função principal dos cLVs leva à supressão da limpeza de toxinas cerebrais, acompanhada por muitas doenças cerebrais, incluindo Alzheimer, lesão cerebral traumática e câncercerebral 4,5,6,7,8,9. Portanto, estudar a contratilidade do cLV é uma abordagem importante no desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas para a modulação dos mecanismos regulatórios linfáticos do drenagem e limpeza cerebral 10,11,12.

Este estudo apresenta um método inovador para imagem em tempo real de dois fótons da contratilidade do cLV e do fluxo linfático em camundongos de diferentes idades. Os componentes importantes do sistema incluem uma micro almofada térmica que, quando presa ao pescoço do animal, permite um tempo de imagem estendido de até 5 horas, mantendo a atividade contrátil dos vasos linfáticos coletores e a estabilidade do fluxo linfático.

Deve-se notar que, ao contrário do sistema circulatório sanguíneo, cheio de sangue que se move em certa velocidade (de 10 mm/s nas arteríolas a 13 cm/s no seio sagital em humanos) através de vários tipos de vasos sanguíneos, o preenchimento dos vasos linfáticos com linfa depende do gradiente crescente de pressão entre os vasos linfáticos vazios e do volume de fluido intersticial gerado durante ometabolismo 13, 14,15,16,17,18,19. Ao mesmo tempo, o fluxo linfático nos vasos linfáticos é intermitente, variando de 0 a 1 mm/s 20,21,22. Estudos recentes de ressonância magnética em humanos mostraram que o fluxo linfático nos vasos linfáticos meníngeos (MLVs) é de 1-3 mm23. No entanto, deve-se notar que, mesmo em uma única pessoa, o fluxo linfático nos MLVs varia em diferentes horários do dia e pode cair até 0. Assim, o fluxo linfático nos vasos linfáticos é inconsistente, pois depende da taxa dos processos metabólicos, que por sua vez depende da temperatura24. De fato, a velocidade de uma reação bioquímica é profundamente e diretamente afetada pela temperatura, o que, portanto, também pode exercer um efeito significativo sobre contrações espontâneas dos vasos linfáticos e, assim, alterar a drenagem e o transportelinfático 24,25,26.

Portanto, manter a temperatura corporal é uma condição importante para preservar o ambiente fisiológico dos vasos linfáticos, a fim de apoiar a contratilidade normal e o fluxo linfático. No entanto, o uso de placas de aquecimento comercialmente disponíveis não garante a manutenção da temperatura necessária nas áreas profundas e ópticamente acessíveis do braço onde os cLVs estão localizados. Isso é especialmente importante para a imagem de dois fótons da contratilidade do cLV e do fluxo linfático, pois é realizada em salas experimentais frias com temperatura ambiente de 19 °C, necessária para essa técnicaóptica 27.

Nesse sentido, na esmagadora maioria dos estudos in vivo, a contratilidade dos vasos coletores linfáticos usando placas de aquecimento comerciais é limitada a 3-5 minutos (o efeito máximo geralmente é observado em poucos segundos 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37 ,38, após o que o obturação e a contratilidade linfáticas diminuem. Essa abordagem limita significativamente o tempo de observação da fisiologia dos vasos linfáticos e torna impossível avaliar os efeitos a longo prazo em sua contratilidade e fluxo linfático, o que nos motivou a desenvolver uma mini-almofada térmica adaptada ao pescoço do camundongo, com o objetivo de aumentar a janela de tempo para imagens de até 5 horas, preservando a contratilidade do cLV e o fluxo linfático estável.

Outro componente do conjunto é a carcaça protetora com controle de umidade e sistema de posicionamento, que permite manter a visualização estável dos cLVs sem imersão em água, e com preservação de imagens de alta resolução quando lentes de imersão de ar de longa distância corrigidas para vidro de cobertura de 0,17 mm (por exemplo, CFI Plan Apochromat Lambda D 10x (MRD70170) e CFI Plan Apochromat Lambda D 20x (MRD70270) são usadas).

O método proposto garante reprodutibilidade e compatibilidade com outros tipos de microscópios de dois fótons e vários intervalos de objetivos compatíveis com a carcaça, levando em conta as características ambientais, incluindo controle de temperatura/umidade e a distância de trabalho da lente, mantendo imagens de alta qualidade com profundidade de até 500 μm e janela de tempo (até 5 h), o que permite a análise de longo prazo da contratilidade de cLVs e fluxo linfático com alta qualidade em camundongos.

É importante levar em conta a localização anatômica dos cLVs próximo à bifurcação da artéria carótida, onde estão localizados os barorreceptores. O impacto mecânico nos barorreceptores leva à desestabilização da pressão arterial e da frequência cardíaca. Isso pode causar mudanças significativas na pressão hidrostática e, como resultado, perturbação do fluxolinfático 39. Portanto, o método proposto inclui uma descrição detalhada do protocolo cirúrgico para o isolamento suave dos cLVs na área profunda do pescoço, evitando impacto mecânico na bifurcação da artéria carótida próxima e alterações na pressão arterial, que podem levar a um fluxo linfático comprometido no cérebro e, consequentemente, a um fluxo linfático comprometido nos cLVs e sua contratilidade.

Os resultados demonstram a diminuição da contratilidade do cLV relacionada à idade e sua sensibilidade aos efeitos terapêuticos fotoestimulantes em camundongos. Além disso, pela primeira vez em observação de longo prazo (ao longo de 5 horas), demonstramos claramente que os cLVs atuam como túneis para a remoção de glóbulos vermelhos do ventrículo lateral direito, que é uma importante via linfática para a limpeza de toxinas cerebrais 1,2,3. No geral, o método para imagem in vivo de dois fótons da contratilidade do cLV e do fluxo linfático destina-se a estudos pré-clínicos de várias funções fisiológicas dos cLVs, incluindo regulação do dreno e eliminação cerebral, remoção de metabólitos e toxinas do cérebro, bem como para testes das novas tecnologias terapêuticas para modulação da fisiologia do cLV.

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Protocolo

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Todos os procedimentos foram realizados de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, a Diretiva 2010/63/UE sobre a Proteção de Animais Utilizados para Fins Científicos e as diretrizes do Ministério da Ciência e Ensino Superior da Federação Russa (nº 742 de 13.11.1984), que foram aprovadas pela Comissão de Bioética da Universidade Estatal de Saratov (Protocolo nº 7, 22.09.2022).

NOTA: Consulte a Tabela de Materiais para detalhes sobre todos os materiais utilizados neste protocolo.

1. Dispositivo técnico para consertar o mouse

  1. Use um trilho óptico de aço (SOR, comprimento 270 mm, largura 43 mm; Figura 1A) como base da instalação.
  2. Instale dois suportes de postes (3PH-25) sobre o SOR, a uma distância de 175 mm um do outro (Figura 1B). Coloque os pinos de fixação (3MP, diâmetro 12 mm) dentro do 3PH-25 e depois fixe-os firmemente com o parafuso M6 (Figura 1C).
  3. Fixe o colar do poste (3PC) em ambos os postes de fixação (3MP; Figura 1D). Um pós-colar é necessário para a fixação subsequente do cateter com um suprimento constante de solução salina durante o monitoramento óptico do vaso linfático cervical.
    NOTA: Isso é necessário para lavar periodicamente a área do estudo para remover o acúmulo de sangue após procedimentos cirúrgicos, o que pode complicar o monitoramento óptico.
  4. Prenda a grampa fixa de pino em ângulo reto (3RPC-12) a um dos postes de montagem de 3MP e fixe-a firmemente com o parafuso M6 (Figura 1H).
    1. Insira o suporte (diâmetro 12 mm) no furo lateral do 3RPC-12 (Figura 2B).
      NOTA: O poste de montagem é necessário para a fixação subsequente da cobertura protetora de uma lente de dois fótons que não seja imersão em água.
    2. Prenda o suporte impresso em uma impressora 3D ao suporte lateral e fixe-o firmemente usando dois pares de parafusos M3 (Figura 2C).
    3. Usando cola curável por UV, fixe um vidro de cobertura com diâmetro de 12 mm na parte inferior da carcaça protetora impressa em uma impressora 3D (Figura 2D,F). Depois disso, use o par de parafusos M4 para fixar a tampa protetora ao suporte (Figura 2).
  5. Instale a mesa de pantógrafo de precisão para movimento vertical 02TV004 (Figura 1E) na base SOR usando dois clipes de mesa (3TC5) e conjuntos de parafusos, porcas e arruelas M6 (Figura 1F).
  6. Coloque uma caixa impressa em 3D (155 mm de comprimento, 110 mm de largura) sobre a mesa, que é usada como reservatório para o acúmulo de solução salina (Figura 1G).

2. Elemento de aquecimento

  1. Montagem de dispositivos periféricos.
    1. Cubra o ponto de conexão dos fios ao elemento de aquecimento 1 com uma fina camada de silicone (Figura 3). Fixe o sensor de temperatura 1 no tapete e o sele com silicone (Figura 3B).
    2. Solde os fios do elemento de aquecimento e dos sensores de temperatura a um cabo multifio, preencha o ponto de conexão com silicone e feche com plástico retrátil (Figura 3).
    3. Coloque o elemento de aquecimento 2 e o sensor de temperatura 2 no rolo de espuma (Figura 4).
  2. Montagem da unidade de controle
    NOTA: Link para baixar arquivos para impressão da caixa do https://disk.yandex.ru/d/06BURfMlQpl0Jg de controle.
    1. Imprima a caixa da unidade de controle em uma impressora 3D (Figura 5B).
    2. Fixe os conectores para conectar o cabo de energia e o botão de energia nas paredes do gabinete, conforme mostrado na Figura 5C,D).
  3. Instale uma fonte de alimentação DC de 24 V, um conversor de redução de corrente contínua e 2 módulos MOSFET dentro do gabinete (Figura 5A,G,H,I).
  4. Para montar o circuito, siga estes passos (Figura 6).
    1. Conecte o conversor de redução à fonte e ajuste a tensão para 9 V (Figura 6).
    2. Conecte o pino VIN do Arduino UNO ao conector OUT+ do conversor e o GND ao conector OUT, respectivamente (Figura 6).
    3. Conecte o pino V+ da fonte de alimentação aos pinos VIN+ dos módulos MOSFET, e o pino V aos pinos VIN, respectivamente (Figura 6).
    4. Conecte o pino V+ no elemento de aquecimento 1 ao VOUT+ no módulo MOSFET 1 e V- ao VOUT, respectivamente (Figura 6).
    5. Repita os passos para o elemento de aquecimento 2 e o MOSFET 2 (Figura 6).
    6. Conecte o pino GND dos módulos MOSFET 1 e 2 ao GND do Arduino UNO, e o PWM MOSFET 1 ao conector D11 do Arduino UNO, e o PWM MOSFET 2 ao conector D10, respectivamente (Figura 6).
    7. Conecte o pino VIN do sensor de temperatura 1 ao conector GND do Arduino UNO, o VIN+ ao conector de 5 V do Arduino UNO e o SIG ao D3 (Figura 6).
    8. Conecte o contato SIG do sensor de temperatura 2 ao A1 do Arduino UNO, conecte o sensor GND ao GND do Arduino UNO e também conecte o resistor pull-up de 100 kΩ (Figura 6).
  5. Conserte o Arduino UNO e a tela do teclado na carcaça da tampa (Figura 7I).

3. Guia de software de controle de temperatura

  1. Baixe o esboço do Arduino (arquivo .ino) e abra no ambiente de desenvolvimento do Arduino (versão do IDE: 2.3.5-nightly-20241212).
  2. Selecione a porta COM correta e baixe o firmware. A interface contém dois botões. Para se mover entre eles, use os botões esquerdo e direito (Figuras 7B, D). O indicador de seleção está localizado à esquerda da coluna (Figura 7F).
  3. O campo de seleção de temperatura está localizado na coluna esquerda da tela (Figura 7H). Use os botões Up e Down para ajustar (Figura 7C).
  4. O campo START/shutdown está localizado na coluna direita da tela (Figura 7G). Para selecionar esta coluna, pressione o botão Direito do teclado e depois pressione Select (Figura 7A). Quando o processo está em execução, o indicador de atividade pisca, e o rótulo no botão CORRER muda para DESLIGADO.

4. Fixar o animal no dispositivo técnico

NOTA: Os experimentos foram realizados em camundongos BALB/c machos (25-28 g, 2, 18 e 24 meses); em cada grupo, havia 7 animais.

  1. Prepare uma mistura de cetamina e xilazina (100 mg/kg; 10-156 mg/kg, respectivamente) e injete por injeção intraperitoneal de acordo com o peso do camundongo.
  2. Aplique pomada ocular nas pálpebras para evitar que os globos oculares ressecem durante a cirurgia. Repita esse procedimento se necessário.
  3. Quando os reflexos de retirar as patas traseiras e recolher a cauda param, coloque o rato sobre o elemento de aquecimento nas costas para dar acesso à parte abdominal do corpo.
  4. Conecte a unidade de controle em uma tomada (faixa de tensão de entrada 175-240 V CA, faixa de frequência 50-60 Hz, corrente AC 1,8A/230 V CA). Ajuste a temperatura de funcionamento do dispositivo para 37-38 °C.
  5. Usando fita médica, fixe o animal de modo que o corpo fique paralelo à superfície da mesa e posicione a cabeça em um ângulo em relação ao eixo sagital do corpo, de modo que o lado direito ou esquerdo do pescoço fique sobre o rolo (Figura 8A).
    NOTA: Essa fixação da cabeça do rato é necessária para que o lado direito ou esquerdo do pescoço (dependendo das condições experimentais) seja elevado a uma altura de cerca de 5 mm em direção à lente do microscópio. Assim, a área de dcLN e cLV estará quase no mesmo nível da traqueia.
  6. Enrole a ligadura ao redor dos incisivos superiores e prenda-a na parte de trás do dispositivo para manter a temperatura corporal do animal usando fita médica.
  7. Usando uma máquina de barbear, raspe a área da linha do cabelo na região do pescoço. Remova qualquer pelo restante após a barba e cubra o animal para proteger o campo estéril. Para procedimentos cirúrgicos e controle óptico subsequente, injetar de 0,5 a 1 mL de lidocaína/bupivacaína (1 mg/mL e 0,25 mg/mL, respectivamente) subcutâneamente no local da incisão.
    1. Para desinfecção primária, desengordura e desinfete parcialmente a pele com um cotonete de álcool; depois, para tratamento antisséptico, aplique uma solução de clorexidina 0,5% ou iodo 2% na pele. Repita todas as etapas da esterilização mais duas vezes.
  8. Usando tesoura secadora reta, realize uma dermatotomia da pele do pescoço com uma incisão longitudinal da mandíbula inferior até a área da clavícula, com cerca de 2 cm de comprimento (Figura 8B).
  9. A realização de fasciotomia com tesoura curva microcirúrgica, usando pinças curvas, afasta as glândulas salivares e os músculos superficiais do pescoço, expondo o músculo esternocleidomastoideo. Evite danificar os vasos sanguíneos visíveis para evitar sangramentos. Umedecida constantemente a área cirúrgica com solução salina para evitar lesões excessivas nos tecidos.
  10. Utilizando tesouras microcirúrgicas, realize uma miotomia do músculo esternocleidomastoide para fornecer acesso à área entre a traqueia e a artéria carótida do animal.
  11. Continuando a espalhar os músculos e a fáscia e realizar mio- e fasciotomia, localizar o linfonodo cervical profundo e os vasos linfáticos aferentes e eferentes a uma profundidade de 5-7 mm (Figura 8C).

5. Consertando o rato sob um microscópio

  1. Coloque o dispositivo com o animal fixo na mesa móvel do microscópio e conecte-os firmemente usando o parafuso M6. Isso é necessário para garantir uma posição permanente de instalação na mesa móvel.
  2. Conecte a unidade de controle em uma tomada (faixa de tensão de entrada 175-240 V CA, faixa de frequência 50-60 Hz, corrente AC 1,8A/230 V CA). Ajuste a temperatura de funcionamento do dispositivo para 36-37 °C.
  3. Prenda o cateter cheio de solução salina ao poste de fixação usando fita médica.
  4. Coloque um rolo de 1 cm de diâmetro sob o elemento de aquecimento na lateral da cabeça do animal para garantir um ângulo de inclinação de 45° em relação à mesa móvel do microscópio. Isso é necessário para posicionar o vaso linfático cervical em posição horizontal e reduzir a pressão subsequente sobre a traqueia.
  5. Coloque o cateter fixo na área do pescoço aberta após os procedimentos cirúrgicos, de modo que fique localizado na lateral das clavículas do animal.
    1. Ligue o fornecimento de solução salina, espere até que a área aberta do pescoço esteja completamente preenchida com solução salina.
    2. Abaixe a carcaça protetora sobre a área do pescoço preenchida com solução salina para que a área do vaso linfático fique localizada em seu centro e a traqueia do animal não seja comprimida (Figura 9A).
    3. Para instalar a carcaça protetora, recomenda-se usar um binóculo conectado a um microscópio de dois fótons. Coloque a carcaça protetora na traqueia para que ela não pressione sobre ela. Certifique-se de que nenhuma bolha de ar se acumule sob a carcaça protetora enquanto ela é baixada. Certifique-se de que a placa protetora esteja localizada nos músculos superiores do pescoço e não pressione cLVs, permitindo que a solução salina aquecida flua para dentro do vaso e prevenindo a deformação mecânica dos cLVs.
  6. Abaixe a lente de dois fótons sem imersão em água para dentro da carcaça protetora até uma profundidade correspondente à distância de trabalho dessa lente e então realize uma visualização de dois fótons do vaso linfático cervical (Figura 9B).
    NOTA: Ao realizar o primeiro exame, é necessário garantir que o vaso linfático tenha uma estrutura completa ao longo de todo o seu comprimento e esteja móvel quando o camundongo está respirando. Isso significa que ele não está deformado nem preso por uma carcaça protetora.

6. Monitoramento in vivo com dois fótons da contratilidade do cLV

NOTA: As imagens de 2 fótons foram obtidas usando um microscópio multifóton (laser pulsado, comprimento de onda de excitação 970 nm). A imagem foi obtida com resolução de 20x (f/0,75). Cada imagem consistia em 1 zoom de campo de visão x 3,0 (212,13 × 212,13 μm), consistindo em 512 x 512 pontos. As imagens dos cLVs foram obtidas gravando um vídeo a 30 quadros por segundo, com duração de 1 minuto. As imagens de 2 fótons foram obtidas em um canal com excitação de LYVE-1 fluorescente em cLVs em comprimento de onda de 488 nm e sua emissão em comprimento de onda de 525 nm.

  1. Análise do diâmetro de cLV e avaliação automatizada de contratilidade
    1. Meça o diâmetro dos cLVs na região de interesse (ROI) usando filmes de 30 minutos a 30 quadros/s e ampliação 3x. Usando um código Python personalizado, meça o perfil temporal do diâmetro de cLV para os mesmos segmentos usados no cálculo do fluxo linfático.
    2. Selecione manualmente dois pontos correspondentes às paredes opostas dos сLVs. Determine sua posição em quadros subsequentes usando o algoritmo de fluxo óptico Lucas-Kanade (função calcOpticalFlowPyrLK no OpenCV), que fornece precisão sub-pixel para as medições. Calcule o diâmetro como a distância entre os pontos rastreados, convertidos de pixels para micrômetros. Use um filtro de separação lateral de janela deslizante para eliminar artefatos de movimento. Deve haver pelo menos 20 medições de diâmetro em um ROI.
    3. Para determinar a frequência interna das pulsações, use a série temporal suavizada do diâmetro. Detecte automaticamente os máximos e mínimos do sinal usando a função find_peaks da biblioteca SciPy, que identifica os extremos locais do sinal temporal com base nos limiares de amplitude e na distância mínima entre picos.
    4. Exclua da análise as contrações do cLV com amplitude inferior a 3% do diâmetro médio e intervalo inferior a 2 s. Calcule a frequência média em intervalos de 30 minutos como a frequência das contrações por minuto.

7. Análise de dois fótons do fluxo linfático em cLVs

NOTA: A análise do fluxo linfático foi avaliada pelo movimento dos glóbulos vermelhos em cLVs durante 5 horas após a introdução de sangue autólogo no ventrículo lateral direito via cateter crônico.

  1. Anestesie o camundongo com 1% de isoflurano (veja protocolo publicado em40). Implante o cateter no ventrículo lateral direito conforme o protocolo descrito no40.
  2. Prepare o camundongo para imagens in vivo de cLVs com dois fótons de acordo com os passos 7.1, 7.3-7.5.
  3. Colete sangue da veia caudal por perfuração com agulha em uma quantidade de 10 μL em um tubo microcentrífuga estéril pré-lavado com heparina para evitar coagulação durante a coleta e injeção de sangue.
  4. Injetar sangue no ventrículo lateral direito (AP = −0,5 mm; ML= −1,06 mm; DV = 2,5 mm) usando uma bomba de microinjeção a uma taxa de 0,1 μL/min.
  5. Realize uma análise de dois fótons do movimento dos glóbulos vermelhos em cLVs. Calcule a taxa de fluxo linfático usando protocolos publicados em41,22.

8. Fotobiomodulação da contratilidade cLV

  1. Para o PBM dos cLVs, use a tecnologia e protocolos previamente publicados em40.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O uso da carcaça protetora oferece as vantagens mais importantes para o monitoramento a longo prazo dos vasos linfáticos cervicais in vivo, como o isolamento da área cirúrgica do ambiente externo, permitindo a manutenção da imersão do vaso linfático e dos tecidos circundantes em solução salina com um suprimento constante de solução salina por meio de um cateter fixado ao corpo. Além disso, devido à sua fixação à lâmina do microscópio e ao contato mecânico próximo com os tecidos ...

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Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O estudo da fisiologia dos vasos linfáticos requer o uso de métodos não invasivos, mantendo condições ambientais especiais que permitam contratilidade normal e fluxo linfático estável. A grande maioria dos métodos para estudar as funções dos vasos linfáticos baseia-se no monitoramento óptico de sua contratilidade e na avaliação da velocidade do fluxolinfático 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38 <...

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Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Essa pesquisa foi apoiada por uma bolsa da Fundação Russa de Ciência (nº 23-75-30001).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
3D printerBambu Lab, ChinaP1S
5pin connectorConnfly electronic (Zhenqin), ChinaDS1110-01
A set of heat shrinkable tubesJupiter, ChinaJP7230-01
Arduino IDEArduino LLC2.3.5-nightly-20241212
BALB/c mice"Andreevka" Branch FSBIS SCBT FMBA, Russia3-15-16Male, 6-month-old
Chlorhixedin BIOPHARMACEUTICAL PLANT, RussiaN/A
Dumont forceps Stoelting, USA52100-07 
Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAN/A
Fine ForcepsStoelting, USA52102-02P
HamiltonHamilton Bonaduz AG, Switzerland29 G needle
Heating elementChinaLFH-9415sg
Insulin needleINSUPEN, Italy31G, 0.25mm*6mm
Ketamine MOSCOW ENDOCRINE PLANT, FSUE, RussiaGeneral anesthesia 
Keypad Shielddiymore, China1602 LCD Keypad Shield
Lidocaine ORGANICA, RussiaN/A Analgesic drug
Lockable switch buttonChinaN/A
Metal-film resistorsTZT, ChinaN/A
Micro Dissecting Vannas Spring ScissorsStoelting, USA52130-00P
MOSFET ModuleChinaMOSFET Module D4184
Mounting postStanda, Lithuania3MP, diameter 12 mm
Mounting wireAB retail, RussiaHB-1
Non-sharp tweezerStoelting, USA52108-83P 
Plastic for 3D printerBambu Lab, ChinaA00-D0-1.75-1000-SPL.
Post collar Standa, Lithuania3PC
Post holderStanda, Lithuania3PH-25
Power connectorRUICHI, ChinaAC-015
Power supplySANPU, ChinaPS200-H1V24
Precision pantograph table for vertical movement"Laser components", Russia02TV004 
Right-angle fixed post clamp Standa, Lithuania3RPC-12
Screw M3Standa, LithuaniaN/A
Screw M4Standa, LithuaniaN/A
Screw M6Standa, LithuaniaN/A
Shaving machine Braun, figure-materials-1Series 3310s
Sodium chlorideKraspharma, RussiaN/A
Solder Production of metal powders, Russiatin-lead solder 61
Soldering fluxSolins, RussiaLTI-120 22 ml with brush
Soldering stationAOYUE, ChinaN/A
Soldering station AOYUE, ChinaN/A
Steel optical rails (SOR)Standa, LithuaniaN/A
Step-down voltage converterRUICHI, ChinaEM-825
Straight dissecting scissors Stoelting, USA52132-10P 
Temperature sensorLiludin, ChinaDS1820
TetracyclineJSC Tatkhimfarmpreparaty, RussiaEye ointment 
The ControllerArduino, ChinaUNO R3
TweezerStoelting, USA52100-03 
Two-photon  microscopNikon, JapanA1R MP
WirePartner-Electro, RussiaP020G-0305-C050
Xylazine "Alfasan International B.V.", NetherlandsMuscle relaxant
CatheterScientific Commodities Inc., USAPE-10, 0,28 mm ID × 0,61 mm OD

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Li, D. Y., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Commun. 14 (1), 6104(2023).
  2. Kunert, C., Baish, J. W., Liao, S., Timothy, P. P., Lance, L. M. Mechanobiological oscillators control lymph flow. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 112 (35), 10938-10943 (2015).
  3. Du, T., et al. Restoration of cervical lymphatic vessel function in aging rescues cerebrospinal fluid drainage. Nat Aging. 4 (10), 1418-1431 (2024).
  4. Mesquita, D., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  5. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11, 4524(2020).
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