É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Padronização do Modelo MCAO Intraluminal de Rato: Um Protocolo Detalhado com Medidas de Controle de Qualidade

121 visualizações

⸱

DOI:

10.3791/69573

⸱

7 de agosto de 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Xuanwu Hospital, Capital Medical University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo demonstra uma técnica otimizada de oclusão da artéria cerebral média (MCAO) de 60 minutos em ratos. O protocolo é validado usando abordagens multimodais, alcançando uma taxa de sucesso de 87,5% com mortalidade mínima e gerando desfechos reprodutíveis de infarto e comportamental para pesquisas em AVC.

Resumo

O modelo de oclusão da artéria cerebral média (MCAO) do rato permanece como padrão de referência para elucidar a fisiopatologia do AVC isquêmico e validar terapias neuroprotetoras. Desvios cirúrgicos sutis, no entanto, podem alterar profundamente o volume do infarto e os resultados comportamentais. Usando uma estrutura de "visualizar e depois sistematizar", reexaminamos cada etapa do estabelecimento e validação do modelo. Foi realizada documentação fotográfica detalhada dos principais marcos cirúrgicos e etapas críticas para padronizar a orientação anatômica e o posicionamento dos filamentos. A coloração com cloreto de 2,3,5-Trifeniltetrazólio (TTC) foi usada para mapear com precisão o volume e a topologia dos infartos às 24 horas e 72 horas após a reperfusão. Os déficits neurológicos foram classificados com as escalas Zea-Longa, Bederson e Garcia modificada. Vinte e quatro ratos machos de Sprague-Dawley passaram por MCAO transitório de 60 minutos; Volume do infarto e escores neurológicos foram avaliados às 24 horas e 72 horas. Aproximadamente 87,50% dos animais alcançaram bloqueio bem-sucedido do fluxo sanguíneo cerebral (Zea-Longa ≥ 1 e infarte definido pela TTC inequívoco), com mortalidade geral de 12,50%, atestando a alta fidelidade do modelo. Esse protocolo padronizado fornece uma base tecnicamente refinada e reprodutível para a pesquisa pré-clínica sobre AVC, facilitando a consistência interlaboratorial em estudos que investigam a fisiopatologia do AVC e intervenções terapêuticas.

Introdução

O AVC é a segunda principal causa de morte e a terceira principal causa de incapacidade no mundo 1,2. O AVC afeta desproporcionalmente países de baixa e média renda, onde ocorre, em média, 15 anos antes do que em países de altarenda 1. Os dois principais tipos são AVC isquêmico (85%) e hemorragia intracerebral (15%)3. O AVC isquêmico, responsável pela grande maioria dos AVCs, resulta de bloqueio do fluxo sanguíneo cerebral, levando à morte celular e infartocerebral 4. A cascata isquêmica envolve múltiplos eventos bioquímicos, incluindo processos pró-oxidativossignificativos 5,6.

Apesar dos extensos esforços pré-clínicos e clínicos, apenas um punhado de terapias — notadamente a trombólise intravenosa com ativador de plasminogênio tecidular e trombectomia mecânica — se mostraram eficazes, e esses tratamentos são limitados por janelas terapêuticas estreitas e critérios rigorosos de seleção de pacientes. Consequentemente, há uma necessidade urgente de elucidar os mecanismos celulares e moleculares subjacentes à lesão isquêmica, à reparação neurovascular e à recuperação pós-AVC. Um modelo animal reproduzível e clinicamente relevante é indispensável para alcançar esse objetivo.

O modelo de oclusão da artéria cerebral média (MCAO) é amplamente utilizado para explorar o AVC isquêmico emroedores 7,8. O método de oclusão intraluminal de filamentos é uma das técnicas MCAO mais clássicas e amplamenteutilizadas 9. Essa técnica pode modelar tanto oclusões permanentes quanto transitórias sem exigir craniectomia. Uma técnica transfemoral mais recente usando fios endovasculares mostrou potencial para induzir MCAO transitória em ratos, oferecendo desfechos maisconsistentes 10. Esse modelo envolve a oclusão da artéria cerebral média, tipicamente usando uma técnica de filamentointraluminal 11. MCAO causa hipoperfusão cerebral focal, levando a isquemia e lesão porreperfusão 12.

Embora o MCAO seja valioso para investigar a fisiopatologia do AVC e possíveis tratamentos, ele pode produzir volumes variáveis delesão 7. Portanto, melhorias no modelo MCAO — como o aprimoramento das técnicas de reperfusão, o estabelecimento de protocolos operacionais padronizados e o desenvolvimento de critérios unificados de avaliação — podem reduzir a variabilidade na localização e volume do infarto, aumentando assim sua utilidade na pesquisa do AVC isquêmico.

Esse protocolo exige uma curva de aprendizado de aproximadamente 10 a 15 cirurgias para obter resultadosconsistentes 13. As taxas de sucesso podem variar com base na experiência do operador e na cepado rato 14. O modelo é adequado para estudar AVC isquêmico agudo, mas pode não replicar totalmente comorbidades humanas como hipertensão oudiabetes 15. Assim, buscamos conceber e validar rigorosamente um protocolo MCAO otimizado que visasse reduzir a variabilidade experimental por meio de procedimentos padronizados e rigorosas medidas de controle de qualidade. Quatro inovações complementares foram integradas para alcançar ganhos duplos em padronização e confiabilidade dos dados: (1) Avaliação longitudinal em pontos de tempo duplos — escores neurológicos das escalas Zea-Longa, Bederson e Garcia Modificada foram obtidos em paralelo com volumes de infarto derivados do cloreto de 2,3,5-Trifeniltetrazólio (TTC) às 24 horas e 72 horas após a reperfusão, delineando a relação temporal entre resolução do edema e recuperação funcional; (2) Validação cruzada em três escalas — pontuação cega, com dois pesquisadores, com calibração integrada em três escalas aumentou significativamente a sensibilidade e precisão da avaliação comportamental; (3) Secção rápida hipotérmica em toda a extensão — foi estabelecido um procedimento operacional padrão (SOP) de "extração em banho de gelo de 90 s seguida de corte coronal de 2 mm em etapas únicas em moldes pré-refrigerados" para minimizar autólise e erro humano, garantindo medições volumétricas de alta fidelidade; (4) Estrutura integrada de controle de qualidade — uma SOP abrangente abrangendo jejum pré-operatório, controle de profundidade anestesiêmica, termorregulação pré-operatória e prevenção de contaminação cruzada foi construída para fornecer um procedimento operacional padrão MCAO reprodutível e facilmente transferível, estabelecendo uma base sólida para consistência interlaboratorial e comparabilidade entre estudos.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

O experimento foi aprovado e supervisionado pelo Comitê de Experimentos Institucionais com Animais e Bem-Estar Experimental de Animais da Capital Medical University. Todos os protocolos estão em conformidade com o Guia do NIH para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório (NIH Publ. 80-23, revisão de 1996), além de equipamentos estéreis e técnicas assépticas são necessários.

1. Seleção de animais

  1. Use ratos machos de Sprague-Dawley (com idades entre 6 e 8 semanas, pesando 240–270 g) obtidos de um fornecedor certificado de animais de laboratório (Licença nº SCXK (Pequim) 2021-0011) para estabelecer um modelo de MCAO.
  2. Abrigar os animais convencionalmente com comida e água ad libitum; todos os procedimentos seguiam o Código Internacional de Ética.
  3. Use os seguintes critérios baseados no peso corporal do animal para a seleção do tamanho do filamento, garantindo uma oclusão consistente:
    - 220–250 g: 0,33–0,35 mm de diâmetro
    - 250–280 g: 0,35–0,38 mm de diâmetro
    - 280–310 g: 0,38–0,40 mm de diâmetro
    NOTA: Essas especificações consideram aumentos relacionados à idade no diâmetro do vaso e reduzem a incidência de SAH ou oclusãoincompleta 13.

2. Tamanho da amostra

  1. Calcule o tamanho da amostra usando um software de cálculo de tamanho. Com base em dados preliminares que mostram um volume esperado de infarto de 35% ± 10% (média ± DS) no grupo MCAO versus 0% ± 2% no grupo SHAM, estime-se um tamanho de efeito (d de Cohen). Para um teste Mann-Whitney U de duas caudas (alternativa não paramétrica ao teste t), com α = 0,05 e potência (1-β) = 0,80, calcule um tamanho mínimo da amostra.
    NOTA: O tamanho do efeito foi estimado em 3,5 e o tamanho mínimo da amostra foi de 6 animais por grupo.
  2. Para considerar a mortalidade prevista (12,5%) e a taxa de exclusão (5–10%), incluam 24 ratos no grupo MCAO e 6 ratos no grupo SHAM, fornecendo energia adequada (>0,90) para o desfecho primário (volume do infarto às 24 horas).

3. Critérios de inclusão e exclusão

  1. Inclua os animais se atendessem aos seguintes critérios: (1) ratos machos de Sprague-Dawley, 240–270 g, 6–8 semanas de idade; (2) ausência de déficits neurológicos pré-existentes (pontuação neurológica pré-operatória = 0); (3) indução bem-sucedida da anestesia sem complicações.
  2. Exclua animais da análise se apresentassem: (1) hemorragia subaracnoidiana (SAH) evidente na necropsia; (2) morte prematura (<24 h após a reperfusão) não relacionada à intervenção experimental; (3) falha na oclusão (escore neurológico = 0 e ausência de infarte definido pela TTC); (4) falha cirúrgica técnica (por exemplo, ruptura do CCA).
    NOTA: Esses critérios foram pré-especificados antes do início do estudo para minimizar o viés de seleção.
  3. Política de substituição animal: Substituir apenas animais excluídos devido a falha cirúrgica técnica ou morte intraoperatória para manter o poder estatístico. Não substitua animais por modelagem malsucedida (oclusão falhada), mas reporte-os como parte do cálculo da taxa de sucesso para evitar reduzir artificialmente a variabilidade.

4. Preparações pré-cirúrgicas

  1. Prepare ferramentas autoclave, filamento estéril e um campo drapeado.
  2. Não é necessário jejum rotineiro; Quando necessário, limite a duração do jejum a 2–4 horas. Induza anestesia com isoflurano (3–4%) e mantenha-a em 1,5–2% em 30–40% de O₂ durante o procedimento. Confirme a profundidade da anestesia pela perda do reflexo de endireitamento e do beliscão do dedo do pé.
  3. Mantenha a temperatura corporal em 37 ± 0,5 °C usando uma almofada térmica controlada por feedback e monitoramento da temperatura retal.
  4. Raspe o pescoço e o couro cabeludo, depois limpe a área com povidona-iodo, seguido de 70% de etanol.
  5. Administrar buprenorfina (0,05 mg/kg, subcutânea) 30 minutos antes da cirurgia e a cada 12 horas pós-operatórias por 48 horas, ou meloxicam (1 mg/kg, subcutâneo) uma vez ao dia por 3dias e 16. Avaliar a dor monitorando o comportamento de tosa, postura e atividade espontânea; Administre analgesia adicional caso os sinais de desconforto persistam.

5. Oclusão do MCA

  1. Coloque o rato em posição dorsal deitada com a cabeça suavemente estendida para expor o pescoço ventral.
  2. Faça uma incisão cervical na linha média (1,5–2,0 cm) usando tesoura de íris.
  3. Separe de forma direta os músculos esternomastoide e omohióide usando pinças curvas para expor a bifurcação da artéria carótida comum esquerda (CCA).
  4. Liga a artéria carótida externa (ECA) distalmente com um ponto permanente de seda 4-0 e proximalmente com uma ligadura temporária. Crie uma pequena incisão entre as duas ligaduras ECA usando microtesoura.
  5. Ocluir temporariamente a ACC e a artéria carótida interna (ICA) usando grampos microvasculares (pressão de 60 g).
  6. Insira um monofilamento revestido de silicone 4-0 (0,35–0,40 mm de diâmetro) através da incisão ECA. Avance retrogradamente para o CCA, depois redirecione-o para o ICA além da bifurcação do CCA.
    NOTA: Certifique-se de que o filamento entre na ACI em direção à base craniana, e não à artéria pterigopalatina (PPA), que se ramifica lateralmente. Se houver resistência em <10 mm, retrair o filamento, girar a cabeça do animal 30° em direção ao lado contralateral e avançar novamente para redirecionar além da origem PPA.
  7. Avance o filamento 18–20 mm a partir da bifurcação CCA até que uma leve resistência indique oclusão da origem MCA. Verifique a profundidade usando a linha de referência pré-marcada no filamento (posicionada 2 mm proximal ao tampão de silicone), medida com um calibre a partir do ponto de inserção do coto ECA. Solte a grampa CCA assim que o filamento estiver no lugar.

6. Reperfusão

  1. Após 60 minutos de oclusão, reabra a incisão e afrouxe a ligadura temporária da ECA.
  2. Retire suavemente o filamento até que a ponta passe pelo coto do ECA, restaurando assim o fluxo sanguíneo. Coloque prontamente uma ligadura permanente próxima ao coto para evitar sangramentos nas costas. Feche o ferimento em camadas.
  3. Transfira o rato para uma gaiola de recuperação aquecida para monitoramento contínuo.

7. Cirurgia simulada

  1. Prepare o animal seguindo o mesmo procedimento descrito acima para MCAO (jejum, anestesia, controle de temperatura, drapeamento estéril).
  2. Realize incisão cervical e exposição à bifurcação CCA conforme acima.
  3. Dissecar e expor o recipiente. Não insira o filamento.
  4. Deixe as artérias permanecerem patentes; Não induza isquemia cerebral.
  5. Feche a incisão em camadas após 10 minutos de exposição. Transfira o animal para uma gaiola de recuperação aquecida para monitoramento.

8. Escores neurológicos pós-operatórios

  1. Avalie às 24 e 72 horas após a reperfusão, imediatamente antes do sacrifício para a medição do volume do infarto.
  2. Habitue o animal em um cômodo silencioso, 25 °C por 30 minutos.
  3. Tenha dois investigadores independentes cegos para a alocação em grupo. Fazer com que cada investigador registre as pontuações em folhas separadas sem consulta; Qualquer diferença entre avaliadores ≥1 ponto desencadeia uma reavaliação.
  4. Escalas (em ordem de administração): Realizar pontuação Zea-Longa17 (Tabela 1), Bederson18 (Tabela 2) e Garcia19 Modificada (Tabela 3), seguindo os protocolos mais recentes publicados para critérios consistentes.
  5. Use a média dos dois observadores para análise estatística. Exclua dados de qualquer animal se as médias variarem em >10% e substitua por um novo sujeito.

9. Medição do volume do infarto cerebral

  1. Às 24 e 72 horas após a reperfusão, anestesiar profundamente ratos com 5% de isoflurano. Confirme anestesia profunda pela perda do reflexo de endireitamento e da resposta de beliscão no dedo do pé, juntamente com respiração estável, antes de prosseguir.
  2. Remova rapidamente o cérebro dentro de 90 segundos após a confirmação da anestesia profunda, enxágue com PBS gelado e corte em fatias coronais de 2 mm usando uma matriz cerebral de rato resfriada. Durante a fatiação, siga as seguintes precauções
    1. Mantenha todo o procedimento no gelo entre 0 e 4 °C; Colhe o cérebro em até 90 segundos e posicione-o plano em uma matriz pré-resfriada.
    2. Use uma lâmina afiada para fazer cortes simples e limpos para seções coronais precisas de 2 mm, coletando cada fatia em ordem rostro-caudal em PBS gelado.
    3. Limpe imediatamente a matriz e a lâmina com etanol a 75% entre os animais para evitar contaminação cruzada.
  3. Após pré-aquecer 2% para tentar fazer 37 °C, mergulhe completamente as fatias e incube no escuro por 20 minutos, girando suavemente a cada 5 minutos a 20 minutos.
  4. Pare a reação imediatamente enxaguando três vezes com PBS de 4 °C. Depois, coloque paraformaldeído a 4% a 4 °C durante a noite.
  5. A 300 dpi, fotografe ambos os lados de cada fatia uma vez.
    1. Use iluminação fixa contra fundo branco para eliminar sombras e reflexos.
    2. Coloque as fatias planas sem sobreposição, e inclua uma barra de escala e um rótulo de identificação em cada quadro. Segure a câmera perpendicular às seções e mantenha a distância focal e o balanço de branco constantes durante todo o tempo.
  6. Quantifique o volume do infarto usando o ImageJ.
    1. Importe a imagem de 300 dpi (formato RGB) e converta para escala de cinza de 8 bits (Tipo > Imagem > 8 bits).
    2. Aplique o auto-limiar do Otsu (Imagem > Ajustar > Limite Automático > selecionar Otsu) para separar o infarto (branco) do tecido viável (vermelho).
    3. Use a ferramenta de seleção livre para delinear o limite do hemisfério ipsilateral.
    4. Meça a área (Analise > Meça) e registre a contagem de pixels.
    5. Calcule o volume do infarto: Σ (área do infarto × espessura do corte [2 mm]) × (volume do hemisfério contralateral/volume do hemisfério ipsilateral), expresso como uma porcentagem do hemisfério contralateral.

10. Análise estatística

  1. Apresente os dados como média ± desvio padrão (SD) ou mediana [intervalo interquartil], conforme apropriado.
  2. Realize comparações entre grupos usando o teste t de Student não pareado ou o teste Mann-Whitney U para dados distribuídos de forma não normal.
  3. Defina significância estatística em P < 0,05. Realize todas as análises utilizando um software de análise estatística apropriado.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Os animais foram alocados aleatoriamente para grupos de sobrevivência pós-reperfusão de 24 h (n = 10) ou 72 h (n = 10) para a coloração terminal da TTC. Mais 4 ratos passaram pelo MCAO, mas morreram antes do desfecho previsto (taxa de mortalidade de 12,5%). O grupo SHAM compreendia n = 6. Assim, o número total de animais utilizados foi de 30 (24 MCAO + 6 SHAM).

Os ratos passaram por MCAO de 60 minutos para induzir isquemia cerebral (Figura...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

É importante esclarecer que o objetivo principal deste estudo foi a padronização metodológica, e não a descoberta biológica. Desenvolver um protocolo padronizado de MCAO é vital para reduzir a variabilidade interlaboratorial e aumentar a reprodutibilidade na pesquisa sobre AVC isquêmico. Esse protocolo aprimora a transparência processual por meio de rigorosas medidas de controle de qualidade e aborda deficiências técnicas comuns na modelagem MCAO, incluindo inserção padronizada de filame...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Esse trabalho foi apoiado pela Fundação de Ciências Naturais de Pequim (Nº 7232269) e pelo Projeto de Desenvolvimento de Ciência e Tecnologia da Medicina Tradicional Chinesa de Pequim (Nº JJ-2023-93).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
2% TTC staining solutionBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.T817025 g/bottle, ≥98 % purity
4% PFABeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.P1110500 mL ready-to-use
Absorbable sutureShandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.VCP345H5-0 Vicryl
Adson forcepsShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-110101×2 teeth, 12 cm
Dumont curved forcepsShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-1105211 cm length, 0.05 mm fine tip
Feedback heating padShenzhen Reward Life Science & Technology Co., Ltd.6900137 ± 0.3 °C closed loop
ImageJNational Institutes of Healthversion 1.53k
Iris scissorsShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-14060Curved tip, 10 cm
Micro-vascular clipsShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.JD-160101.5 cm curved clip
Non-absorbable silkShanghai Pudong Jin-Huan Medical Products Co., Ltd.S-23046-0 Black silk thread
PASS software NCSS, LLC, Kaysville, UT, USAversion 15.0 Sample size calculation software 
Rat brain matrixShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.686102 mm coronal slots
Silicone-coated nylon filamentShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.60-12500.35 mm OD, 30 mm silicone tip, EO-sterile
Small-animal anesthesia machineShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.R500IEIsoflurane vaporizer, induction chamber & mask included
SPSSIBM Corp., Armonk, NY, USAversion 26.0 Statistical analysis software
Vannas micro-scissorsShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-14058Curved tip, 8 cm

Referências

  1. Walter, J., Oyere, O., Mayowa, O., Sonal, S. Stroke: a global response is needed. Bull World Health Organ. 94 (9), 1816-1834 (2016).
  2. Mira, K., Andreas, L. Global burden of stroke. Semin Neurol. 38 (2), 1649-2211 (2018).
  3. Stephen, J. M., David, J. W. Stroke: causes and clinical features. Medicine (Abingdon). 48 (9), 1561-1566 (2020).
  4. Narayanaswamy, V. Ischemic stroke: new insights from risk factors, mechanisms and outcomes. J Cardiovasc Dev Dis. 10 (12), 472(2023).
  5. Chao, L., Tao, S., Chen, J. Recent advances in nanomedicines for the treatment of ischemic stroke. Acta Pharm Sin B. 11 (7), 1767-1788 (2021).
  6. Marcelo, F., Leonardo, E. V., Brigitta, B., Elisabetta, P., Luciano, S. The nrf2 pathway in ischemic stroke: a review. Molecules. 26 (16), 5001(2021).
  7. Melissa, T. -L., Claire, L. G. A review of experimental models of focal cerebral ischemia focusing on the middle cerebral artery occlusion model. F1000Res. 10, 51752(2021).
  8. Lang, Z., et al. Animal models of ischemic stroke with different forms of middle cerebral artery occlusion. Brain Sci. 13 (7), 1007(2023).
  9. Rosalia, C., Rosanna, D. P., Emanuela, E., Salvatore, C. Middle cerebral artery occlusion by an intraluminal suture method. Methods Mol Biol. 1727, 1393-1401 (2018).
  10. Afshin, A. D., et al. Transfemoral approach to induce transient middle cerebral artery occlusion in rats: the use of commercially available endovascular wires. Neurocrit Care. 32 (2), 575-585 (2020).
  11. Seunghoon, L., et al. Middle cerebral artery occlusion methods in rat versus mouse models of transient focal cerebral ischemic stroke. Neural Regen Res. 9 (7), 1315-1318 (2014).
  12. Kitti, T., Nipon, C., Siripron, C. C. The effects of hyperbaric oxygen therapy on the brain with middle cerebral artery occlusion. J Cell Physiol. 236 (3), 21677-21694 (2021).
  13. Gary, P. M., et al. A comparative study of variables influencing ischemic injury in the longa and koizumi methods of intraluminal filament middle cerebral artery occlusion in mice. PLoS One. 11 (2), e0148503(2016).
  14. J, S., et al. Strain differences in intraluminal thread model of middle cerebral artery occlusion in rats. Physiol Res. 68 (1), 933937-933948 (2019).
  15. Chang, L., Xiaoqing, W., Yueru, Z., Songli, Y., Xiangshi, T. Study on the efficacy and pharmacological mechanism of innate immune sting pathway regulators in the treatment of ischemic brain injury. Pharmaceuticals. 18 (12), 1775(2025).
  16. Pei-Kang, L., et al. Neuroprotective effects of low-dose G-CSF plus meloxicam in a rat model of anterior ischemic optic neuropathy. Sci Rep. 10 (1), 66977(2020).
  17. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 1184-1191 (1989).
  18. Bederson, J. B., et al. Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination. Stroke. 17 (3), 1472-1476 (1986).
  19. David, W. H., et al. Different strokes for different folks: the rich diversity of animal models of focal cerebral ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 30 (8), 1412-1431 (2010).
  20. Kudret, T., Raghu, V., Kurt, A. S., Robert, J. D. Ideal suture diameter is critical for consistent middle cerebral artery occlusion in mice. Neurosurgery. 56 (1 Suppl), 196-200 (2005).
  21. Ilya, L. G., et al. MRI guiding of the middle cerebral artery occlusion in rats aimed to improve stroke modeling. Transl Stroke Res. 9 (4), 12417-12425 (2018).
  22. Nathalie, P. D. S., et al. The IMPROVE guidelines (Ischaemia models: procedural refinements of in vivo experiments). J Cereb Blood Flow Metab. 37 (11), 17703488-17703517 (2017).
  23. Chintamani, N. J., Swatantra, K. J., Puvvada, S. R. M. An optimized triphenyltetrazolium chloride method for identification of cerebral infarcts. Brain Res Protoc. 13 (1), 1011-1017 (2004).
  24. Huaxin, S., Lihong, D., Xuan, L., Zhong, Y., Wei, Y. A modified transcranial middle cerebral artery occlusion model to study stroke outcomes in aged mice. J Vis Exp. (195), e65345(2023).
  25. Maria, S., et al. Modified middle cerebral artery occlusion model provides detailed intraoperative cerebral blood flow registration and improves neurobehavioral evaluation. J Neurosci Methods. 358, 109179(2021).
  26. Clemens, J. S. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  27. Bharti, M., Louise, D. M. Sexual dimorphism in ischemic stroke: lessons from the laboratory. Womens Health (Lond). 7 (3), 2222-2239 (2011).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Neuroci nciaEdi o 234Edi o 234Este M s no JoVEEdi oPalavras chave Acidente vascular cerebral isqu micooclus o da art ria cerebral m diaReperfus ofilamento intraluminalsutura intraluminal
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.