Artigo de método

Propagação In Vivo de Nematoides Entomopatogênicos Baseada em Cultivadores

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DOI:

10.3791/69678

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9 de janeiro de 2026

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1US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Vegetable Crops Research Unit, 2Department of Entomology, University of Wisconsin-Madison, 3US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Southeast Fruit and Tree Nut Research Unit

Neste artigo

Resumo

Apresentamos dois métodos para que agricultores propaguem em massa nematoides entomopatogênicos como bioinseticidas. O primeiro método utiliza gel de poliacrilamida como substrato de cultivo do nematoide, enquanto o segundo utiliza algodão revestido com polímero como substrato de cultivo. Ambos os métodos dependem da propagação in vivo de nematoides dentro de cadáveres de insetos.

Resumo

Nematoides entomopatogênicos (NEPs) produzidos por métodos in vitro ou in vivo são agentes de biocontrole altamente eficazes para o manejo de pragas de insetos. Sistemas de propagação em massa in vivo resultam em nematoides de alta qualidade, mas frequentemente são mais laboriosos e/ou menos econômicos do que os métodos comerciais in vitro . Sistemas de propagação de nematoides orientados para cultivadores descritos até o momento são geralmente pouco confiáveis porque dependem de fontes externas (indústria ou laboratórios acadêmicos) para calibrar o inóculo. Projetamos sistemas inovadores baseados em cultivadores, onde os agricultores podem produzir continuamente seus próprios nematoides após adquirir o inoculo de laboratórios/empresas de produção de EPN já estabelecidos.

Aqui, apresentamos dois métodos para que os agricultores propagem em massa EPNs como bioinseticidas. No primeiro método, comparamos a produção in vivo de nematoides usando o método padrão White trap com uma abordagem voltada para o cultivador, envolvendo gel de poliacrilamida como substrato do nematoide. O método orientado para o cultivador produziu mais nematoides do que o método padrão ao cultivar duas espécies de EPN comumente disponíveis (Steinernema carpocapsae e Heterorhabditis bacteriophora).

No segundo método, duas espécies nativas de nematoides (Oscheius onirici e Heterorhabditis georgiana) foram propagadas em massa dentro de larvas vivas de besouros (Tenebrio molitor) que ficaram embutidas entre duas camadas de algodão revestido de polímero. A colheita dos nematoides emergidos da bicamada de lã utilizou irrigação sistemática de uma bandeja, criando uma polpa de nematoides pronta para aplicações em campo. Esses sistemas voltados para o cultivador prometem ampla adoção por parte dos envolvidos agrícolas porque as abordagens são tecnicamente simples e escaláveis para quem busca métodos acessíveis e confiáveis para produzir nematoides. Ao fornecer aos produtores uma forma de criar suas próprias ferramentas de manejo de pragas, esses métodos devem facilitar maior independência e lucratividade nas fazendas dos EUA.

Introdução

Nematoides entomopatogênicos (EPNs), comumente representados por espécies de Steinernema e Heterorhabditis, têm sido usados como agentes eficazes de biocontrole de pragas insetos do solo hámuitos anos 1. Os EPNs procuram no solo insetos hospedeiros e, quando um nematoide encontra um hospedeiro adequado, ele entra no corpo do inseto e utiliza bactérias simbióticas para matar oinseto 2. Essas bactérias simbióticas consomem o hospedeiro, se multiplicam dentro do cadáver e se tornam a principal fonte de alimento para osnematoides 3. Por fim, após várias gerações de nematoides dentro do cadáver hospedeiro, os nematoides juvenis infectivos (IJs) emergem para buscar novos hospedeiros insetos. É nessa fase que os nematoides podem ser colhidos e utilizados como bio-inseticida para proteção das culturas. Agricultores (e outros envolvidos agrícolas) podem comprar formulações desses nematoides benéficos, mas raramente conseguem cultivar seus próprios nematoides para usar em programas de manejo de pragas.

Cultivar e colher nematoides por métodos típicos de produção pode ser bastante difícil. A produção em pequena escala de NEPs é frequentemente baseada em métodos in vivo , enquanto em escalas maiores, a produção in vitro éusada 4. A maioria dos métodos in vitro utiliza homogeneados de subprodutos animais como dieta para os nematoides, evitando assim o manuseio de insetos. Não surpreendentemente, a produção in vivo pode ser desafiadora e cara porque envolve a inoculação de hospedeiros insetos vivos, frequentemente usando o método Whitetrap 5 com Galleria mellonella L. ('larvas') ou Tenebrio molitor L. ('larvas de farinha'). Cultivar nematoides dentro de hospedeiros insetos adiciona não apenas o alto custo dos insetos vivos, mas também o trabalho associado ao manuseio deles.

À medida que as EPNs se desenvolvem em seus hospedeiros insetos, os cadáveres apresentam sinais característicos de infecção correspondentes ao gênero EPN que osinfecta 6. Os cadáveres podem então ser colocados sobre uma superfície úmida dentro de um recipiente de contenção que foi colocado dentro de um recipiente maior, cheio de água, 7. Quando os nematoides completam seu ciclo de vida dentro do cadáver hospedeiro, os IJs saem do cadáver e são coletados, normalmente usando irrigação suave com água, e então armazenados em diversos meios, incluindo substratos inertes como géis (Figura 1), serragem ou vermiculita8. A produção in vivo geralmente reflete uma baixa economia de escala devido aos custos de mão de obra einsetos 7,9.

A produção in vitro baseia-se na criação de NPE em meios artificiais contendo culturas monoxênicas de NEPs e suas bactérias simbióticas, Photorhabdus (para Heterorhabdite) e Xenorhabdus (para Steinernema)4,10. Esse método exige expertise avançada e investimento significativo de capital nos materiais e instrumentação associados à fermentação de altacapacidade 11. Como resultado, a produção confiável de EPN in vitro tende a ser custosa para muitas operações agrícolas.

Para agricultores e outros envolvidos agrícolas, os desafios técnicos associados às técnicas in vitro podem ser superados melhorando metodologias in vivo, especialmente a criação aprimorada deinsetos 12 combinada com inoculação automatizada de nematoides e colheita 7,13. Esses métodos in vivo podem se tornar substancialmente mais eficientes, dado que otimizam os procedimentos de inoculação, produção e armazenamento deEPN 7,14,15,16. Além disso, a produção in vivo pode ser adaptada às necessidades dos usuários finais, facilitando a produção de EPN pelos própriosagricultores 17. Uma desvantagem básica desse método é que o inóculo do nematoide deve ser refornecido aos produtores a partir de uma fonte comercial ou financiada publicamente para cada rodada deprodução 9, tornando o produtor perpetuamente dependente da fonte de inoculo fornecida externamente. Portanto, era necessário um método sustentável e de produção de EPN de longo prazo para os produtores. Os métodos sustentáveis resultantes são apresentados neste artigo.

Para explorar essas abordagens, estabelecemos dois métodos diferentes de produção in vivo . No primeiro método, comparamos a produção in vivo da abordagem padrão White trap com o novo método orientado ao cultivador. O resultado é uma abordagem relativamente simples e de baixo custo para a produção de EPNs, sustentável e facilmente adaptável a várias espécies deEPN 9. Uma das principais vantagens desse método é que um pequeno subconjunto dos EPNs produzidos em qualquer 'lote' pode ser usado para inocular hospedeiros de insetos para lotes subsequentes. Assim, uma vez que o cultivador recebe o inóculo inicial de EPN, o material de origem externo não é mais necessário. Esse processo é responsivo ao uso contínuo pelo produtor.

Uma abordagem igualmente de baixo custo e baixo consumo de insumos para a propagação do nematoide foi desenvolvida em paralelo, focada principalmente no biocontrole de pragas do cranberry em Wisconsin, EUA. Recentemente, duas cepas de nematoides da espécie, Oscheius onirici (Nematoda: Rhabditidae) e Heterorhabditis georgiana (Nematoda: Rhabditidae), foram descobertas nas turfeiras ácidas do centro de Wisconsin18 e testadas repetidamente em estudosde campo 18,19. Essas espécies são nativas e demonstraram ser altamente virulentas contra pragas de insetos historicamenteproblemáticas 18,19,20. Por isso, muitos agricultores têm se interessado em usar esses nematoides como agentes de biocontrole para pragas de culturas (verme-das-frutas sparganothis e besouro da pulga-ruiva). Os nematoides podem ser propagados em massa in vivo usando larvas de besouros (Tenebrio molitor) que foram embutidas em camadas úmidas e bem aeradas de algodão revestido de polímero (ou seja, 'gaze de cavalo'). Importante, as fibras são úmidas, mas rígidas o suficiente para manter a espessura da gaze após a adição de água. Como resultado, as duas camadas de gaze não se comprimem quando molhadas, facilitando melhor circulação de ar e sobrevivência do nematoide. O sistema de gaze em duas camadas simula melhor os espaços porosos dentro do solo úmido e é adequado para armazenamento de nematoides após a emergência dos IJs. A colheita de IJs da bicamada de gaze é facilmente realizada por meio da irrigação sistemática da gaze e coleta da pasta rica em nematoides.

Protocolo

1. Obtenção da inoculação inicial e dos procedimentos básicos

NOTA: A produção em massa dos métodos baseados no cultivador é baseada em hospedeiros insetos infectados. No primeiro método, uma vez produzido o inoculo inicial, suspensões aquosas de nematoides não são mais necessárias para infectar novos hospedeiros.

  1. Para iniciar o inóculo inicial, obtenha a espécie de NPE desejada. Use o estágio juvenil infeccioso (IJ) de Steinernema carpocapsae (cepa Todos) e Heterorhabditis bacteriophora (cepa VS).
  2. Usando IJs, infecte larvas de G . mellonella no último estágio usando o método da armadilhabranca 7.
  3. Inocular vivas 50 larvas de G. mellonella com IJs (100 IJs/inseto) de S. carpocapsae ou H. bacteriophora em placas de Petri (90 mm) forradas com papel filtrante. Mantenha os insetos inoculados a 25 °C até que os IJs estejam próximos da emergência (5-7 dias para S. carpocapsae, 7-10 dias para H. bacteriophora).
  4. Prossiga com o processo de produção contínua baseada emcultivadores 9.
    1. Para inoculação em massa, coloque um cadáver infectado (por exemplo, infectado com S. carpocapsae ou H. bacteriophora) com 50 larvas vivas de G. mellonella em um recipiente plástico (5,7-14,2 L) forrado com papel toalha úmido e mantenha a 25 °C.
    2. Após 72 horas, retire cadáveres que não apresentam mudanças de cor apropriadas (bege/marrom para Steinernema; vermelho/laranja para Heterorhabdite) do recipiente para evitar contaminação.
    3. Mova os cadáveres para recipientes com pó de gel de poliacrilamida em recipientes plásticos transparentes e umedeça com água (20 mL/grama seco de gel). Coloque os cadáveres sobre uma tela de nylon (2 mm × 2 mm de tamanho de poros) para separá-los dogel.
    4. Colhe os IJs dos hospedeiros infectados (que ficam na tela sobre o gel). Continue a colheita no gel até ~5-7 dias após o início dos IJs; remover e descartar os cadáveres esgotados (a colheita dos IJs deve ser permitida continuar até que os IJs diminuam substancialmente, geralmente cerca de 5-7 dias).
      NOTA: Os IJs colhidos no gel podem ser usados para iniciar o inoculo para uma rodada subsequente de produção de EPN, usados diretamente para aplicação ou armazenados sob refrigeração para uso posterior por várias semanas a meses sem perda de viabilidade ou até mesmo de 3 a 6 meses para uso em reinoculação.
  5. Para desenvolver o inóculo para rodadas subsequentes de produção, expõe larvas saudáveis de G. mellonella a IJs presentes no gel em placas de Petri (90 mm). Depois, use esses hospedeiros recém-infectados para inocular o próximo grupo de larvas de G. mellonella (como mencionado acima nos passos 1.2 e 1.3).
  6. Para aplicações de EPN, enxágue os IJs que já foram liberados no gel usando água da torneira ou telas (tamanho de poros < 0,3 cm). Alternativamente, aplique EPNs no gel diretamente em pequenas arenas, sem enxaguar.
    NOTA: As NEPs podem ser usadas em suspensões aquáticas e aplicadas com práticas padrão de cultivadores (pulverizadores, irrigação, etc.)7. O gel pode ser armazenado por várias semanas sob refrigeração com pequenas reduções na viabilidade do EPN, enquanto em temperatura ambiente pode ser armazenado por no máximo 2 semanas. Sob refrigeração, o gel pode ser armazenado por meses (os tempos exatos variam conforme a espécie de EPN).

2. Experimento Steinernema carpocapsae

NOTA: O objetivo deste estudo foi validar a produção de IJ em uma abordagem baseada no cultivador em relação à abordagem padrão da armadilha branca, variando o tamanho da arena.

  1. Configurou o experimento para incluir cinco tratamentos com diferentes densidades de cadáveres, variando de 5 a 50 hospedeiros por arena.
    1. T1: Controle: Coloque 5 cadáveres em armadilhas brancas usando placas de Petri (10,0 cm × 1,5 cm; diâmetro [D] × altura [H]) ou 0,06 cadáveres/cm 2.
    2. T2: Coloque 30 cadáveres em armadilhas brancas maiores (15,0 cm × 1,5 cm; D × H) em recipientes transparentes de plástico de 14,2 L (43,2 cm × 28,3 cm × 16,5 cm; L × W × H) ou 0,025 cadáveres/cm 2.
    3. T3: Coloque 25 cadáveres em gel de poliacrilamida (15 g de pó de gel + 300 mL de água da torneira) em recipientes plásticos transparentes de 5,7 L (36,2 cm × 21 cm × 12,4 cm; L × W × H) ou 0,033 cadáveres/cm 2.
    4. T4: Coloque 30 cadáveres em gel de poliacrilamida (35 g de gel seco + 700 mL de água da torneira) em recipientes de plástico transparente de 14,2 L ou 0,025 cadáveres/cm 2.
    5. T5: Coloque 50 cadáveres em gel de poliacrilamida (35 g de pó de gel seco + 700 mL de água da torneira) em recipientes de plástico transparente de 14,2 L ou 0,041 cadáveres/cm 2.
  2. Use o método padrão da armadilha branca (T1) como controle (veja o passo 2.1).
  3. Certifique-se de que cada tratamento tenha quatro réplicas e repita todo o experimento duas vezes.
  4. Coloque os cadáveres com tratamentos em gel sobre a tela de nylon de 2 mm × 2 mm.
  5. Cubra todos os recipientes com tampas perfuradas levemente apertadas e mantenha a 25 °C.
  6. Observe as armadilhas brancas diariamente para a emergência do IJ e termine 7 dias após a primeira emergência do IJ.
  7. Ao final, avalie a produção total de IJ por inseto com base nos procedimentos padrão dediluição 6.
  8. No gel, conte os IJs após misturar bem o gel, registrando o volume total do gel, diluindo 10 mL em água (proporção 1:100) e mexendo por quase 20 minutos.

3. Experimento da bactériophora Heterorhabditis

NOTA: Este experimento foi projetado para testar um procedimento de produção baseado em cultivadores para H. bacteriophora (os procedimentos foram baseados nos resultados do experimento com S. carpocapsae ).

  1. Prepare os tratamentos: Coloque 5 cadáveres em armadilhas brancas em placas de Petri (100 mm de profundidade x 15 mm) e 50 cadáveres em gel de poliacrilamida (35 g de pó de gel seco + 700 mL de água da torneira) em recipientes de plástico transparente de 14,2 L.
  2. Use o método da armadilha branca (veja passo 3.1) para servir como controle.
  3. Repita o experimento inteiro duas vezes com cinco réplicas de cada tratamento.
  4. Realize o experimento e avalie o rendimento do IJ da mesma forma do experimento anterior (veja seção 2).

4. Propagação de Oscheius onirici e Heterorhabditis georgiana

NOTA: O objetivo deste estudo foi validar a produção de IJ usando uma segunda abordagem baseada no produtor, que dependia de algodão revestido de polímero (gaze de cavalo) comercialmente disponível como substrato de cultivo. Neste procedimento, a gaze de cavalo serve como substrato para os IJs emergentes, pois suas propriedades físicas permitem tanto a aeração quanto a colheita eficiente dos IJs. A abordagem com gaze de cavalo foi comparada a um substrato padrão de nematoide (algodão simples).

  1. Examine os dois fatores em um desenho fatorial bidirecional totalmente cruzado: Identidade do Nematoide (O. onirici ou H. georgiana) × Substrato de Cultivo (gaze de cavalo ou algodão). Este desenho experimental (2 × 2) criará quatro combinações únicas de tratamento, cada uma replicada 7 vezes e disposta em um desenho completamente randomizado.
  2. Para cada réplica, coloque uma gaze de cavalo ou algodão em uma bandeja plástica rasa (35,6 cm × 25,4 cm × 2 cm) para servir de substrato para os hospedeiros insetos. Espalhe 200 larvas de T. molitor (congeladas) uniformemente sobre a folha. Coloque outra folha das mesmas dimensões sobre as larvas, criando três camadas (uma camada inferior de lã, uma camada de larvas de farinha e uma camada superior de lã). Para ambas as espécies de nematoides, prepare sete bandejas usando gaze de cavalo e sete com algodão.
  3. Derive o inocula IJ tanto para O. onirici quanto para H. georgiana a partir de culturas nematoides in vivo, com T. molitor (larvas de farinha) como hospedeiro em redondos de algodão umedecidos.
    1. Coloque dois pequenos redondos de algodão dentro de uma placa de Petri e umede-os com um mergulho (10-15 mL) de água da torneira.
    2. Coloque 4-6 larvas de T. molitor (vivas ou congeladas) em um padrão não sobreposto entre as duas rodas de algodão.
    3. Adicione 10 mL de uma polpa de nematoide (400-500 IJs/mL) ao redondo superior do algodão, permitindo que os IJs procurem e infectem as larvas de farinha.
      NOTA: A 21-22 °C, as IJs começam a emergir 2-4 semanas após a inoculação.
    4. Colhe os IJs das placas de Petri despejando (duas vezes) 20-25 mL de água sobre a parte superior do algodão e coletando a polpa que permeou o algodão.
  4. Infecte os hospedeiros insetos dentro das grandes bandejas rasas por meio de uma completa icharada das folhas de lã com aproximadamente 400 mL de suspensão de nematoides (80.000-90.000 nematoides/L). Deixe os nematoides infectarem as larvas do inseto e incubar por 4 semanas a 21-22 °C.
  5. Após 4 semanas, colhe os nematoides regando cada bandeja duas vezes com banhadas (500 mL cada) de água da torneira, coletando um total de 1 L de polpa de nematoides.
  6. Conte a densidade de nematoides por mL sob um microscópio dissecador e contabilize as contagens para cada bandeja replicada.

Resultados

Experimento de S. carpocapsae
Os efeitos do tratamento foram significativos com base no número médio de IJs/cadáver (ANOVA unidirecional: F 4,39 = 2,95, P = 0,0362). Apenas T2 e T4 eram significativamente diferentes entre si, já que T4 produzia mais IJs por cadáver (244.029 ± 16.241) do que T2 (159.114 ± 9.669) (Figura 2).

Experimento com H. bacteriophora
Um efeito significativo do tratamento foi observado na média de IJs por cadáver neste experimento (ANOVA unidirecional: F1,19 = 5,0, P = 0,040). O tratamento baseado no método orientado ao cultivador apresentou significativamente mais IJs/cadáver (186.389 ± 28.645) do que o tratamento com armadilha branca (124.470 ± 19.129) (Figura 3).

Propagação de Oscheius onirici e Heterorhabditis georgiana
A bicamada de gaze de cavalo foi igualmente eficaz quanto algodão para fornecer substrato de cultivo para nematoides O. onirici e H. georgiana (ANOVA bidirecional: principal efeito do nematoide Identidade: F1,23 = 0,146; P = 0,706; principal efeito do tipo de substrato: F1,23 = 0,104; P = 0,751; interação entre identidade de nematoide e tipo de substrato: F1,23 = 0,346; P = 0,563). A média de O. onirici por L de bandejas com algodão e gaze de cavalo foi, respectivamente (em milhões), 101,11 ± 13,73 e 95,93 ± 20,19. A média de H. georgiana por L de bandejas com algodão e gaze de cavalo foi, respectivamente (em milhões), 82,23 ± 18,69 e 99,93 ± 18,40.

Figura 1
Figura 1: Diagrama do método baseado no cultivador. Passo 1: inoculação; Passo 2: incubação em massa; Passo 3: transfira para gel de poliacrilamida com peneira. Abreviação: IJs = nematoides juvenis infectivos. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Figura 2
Figura 2: Produção média de juvenis infecciosos (IJ) de Steinernema carpocapsae (Todos) por cadáver de Galleria mellonella em cinco tratamentos. Abreviação: IJs = nematoides juvenis infectivos. Esse valor foi obtido com permissão de Oliveira-Hofman et al.9. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Figura 3
Figura 3: Produção média de juvenis infectantes da bactériophora de Heterorhabditis (cepa VS) por cadáver de Galleria mellonella a partir de um tratamento com gel de poliacrilamida .Esse valor foi obtido com permissão de Oliveira-Hofman et al.9. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Discussão

Essa pesquisa revelou que métodos voltados para o cultivador (com gel de poliacrilamida e/ou uma bicamada de gaze revestida a polímero) podem produzir de forma confiável um alto número de nematoides para programas de controle de pragas. Importante, parâmetros básicos dos processos mencionados acima podem ser aprimorados para atender às necessidades dos produtores (por exemplo, densidade de hospedeiros, tamanhos das arenas e substratos utilizados). As duas abordagens podem ser adequadas para diferentes sistemas de cultivo; Uma comparação e uma otimização adicional dos métodos serão um tema central de pesquisas futuras.

Ao comparar o gel de poliacrilamida com o método baseado em trapéia branca, o substrato em gel produz um número maior de IJs. Um elemento crítico desses achados é que os IJs podem se mover diretamente para dentro do gel, enquanto em armadilhas brancas eles precisam se mover de dentro do recipiente de armazenamento para o prato de colheita, e, portanto, alguns IJs podem não alcançar o prato de colheita. Há vantagens em coletar IJs diretamente do gel, já que os IJs tendem a se dispersar ao seu redor, concentrando-se efetivamente no gel, facilitando o armazenamento e/ou a colheitade 15.

Da mesma forma, IJs cultivados em larvas de farinha embutidas na bicamada de gaze também podem sair dos cadáveres e, ao acompanhar a gravidade, descerão e se acumularão nas fibras molhadas da gaze. A estrutura da bicamada revestida de polímero cria uma grande área de superfície na qual os nematoides podem ser concentrados. A facilidade de cultivo e colheita dos IJs torna essa abordagem adequada para produtores que desejam produzir nematoides internamente. A constatação de que a gaze de cavalo foi tão produtiva quanto o algodão é bastante importante porque indica que os benefícios da gaze de cavalo (ou seja, melhor eficiência da colheita de nematoides) podem ser sustentados sem reduções na produtividade. É provável que a gaze de cavalo proporcione maior aeração, em comparação com o algodão, porque as fibras de gaze não colapsam em um tapete denso e embebidas em água. Importante é que os nematoides que emergem diretamente de um hospedeiro infectado (de acordo com nossos métodos in vivo ) terão demonstrado — como população — sua capacidade de encontrar, subjugar e matar hospedeiros insetos, indicando assim um alto grau de infectividade (capacidade de invasão), melhor capacidade de dispersão, maior virulência e tolerância ambiental (abiótica), em comparação com nematoides produzidos por métodos in vitro 21. 22.

O sistema de produção orientado ao cultivador proposto aqui pode ser facilmente adaptado a outras espécies de EPN, já que o inseto hospedeiro Galleria mellonella é muito suscetível à maioria das espécies 6 de Steinernema e Heterorhabditis. Outros hospedeiros insetos podem ser usados, como T. molitor 6,7,18,19. O valor da formulação em gel foi demonstrado por Leite et al. (2018)23; Se mantidos sob a temperatura adequada no sistema de gel, podem ser armazenados por vários meses antes do uso. A formulação à base de gel é altamente adequada para a maioria dos sistemas de aplicação; géis com poliacrilamidas têm sido usados com sucesso como formulações padrão de EPN pordécadas 6, 7, 24. Além disso, os géis possuem altos níveis de capacidade de armazenamento, bem como a colheita do gel por meio de peneira e enxágue é muitofácil de 24, pode levar menos de 5 minutos (observação pessoal de Shapiro-Ilan) e rendimentos maiores são observados na abordagem do sistema de gel em comparação com armadilhas brancas. As formulações em gel mantêm os IJs dentro das formulações (enquanto outras formulações (baseadas em turfa, vermiculita, mistura para vasos, diatomáceos e composto de cogumelos) apresentaram uma porcentagem maior de IJs que escaparam domeio 23). Testes adicionais em substratos de armazenamento de nematoides que podem se dissolver completamente na água de um tanque de pulverização (por exemplo, esponja fenólica utilizada por Leite et al. (2023)25 seriam úteis para os produtores.

Nossa abordagem voltada para o cultivador tem uma desvantagem potencial — subcultivos repetidos podem causar deterioração da virulência dos nematoides, o que é um problema potencial para todos os sistemas de produção. Esse problema pode ser evitado se os produtores usarem um inóculo inicial das linhasconsanguinais 26 e depois limitarem as densidades de nematoides durante os eventos de infecção, limitando assim a incidência de "trapaceiros" (nematoides não virulentos que dependem de outros nematoides para matar o hospedeiro) nas culturasde nematoides 27.

Nossos métodos inovadores de produção baseados no cultivador representam abordagens sustentáveis, acessíveis, de alto rendimento, alta durabilidade e baixo custo (porém intensivo em mão de obra) para a produção de EPNs. A chave para a produção contínua é o uso de um inoculo inicial confiável, baseado em hospedeiros infectados ou gel armazenado. O processo, portanto, responde ao uso contínuo pelos produtores, o que é uma alternativa a outros métodos nos quais o cultivador depende continuamente de uma fonte de inoculo fornecida externamente. Ter múltiplos métodos para sistemas de propagação de nematoides voltados para o cultivador permitirá que os produtores adaptem o sistema às suas próprias práticas agrícolas.

O impulso para que os produtores produzam seus próprios nematoides será tão variado quanto o dos próprios produtores, mas considerando que os nematoides produzidos por métodos in vivo frequentemente exibem maior capacidade de busca, aptidão e virulência21,22, há valor intrínseco na criação in vivo de nematoides. Por outro lado, os NEPs produzidos por abordagens in vitro não encontram insetos vivos durante seu desenvolvimento, o que efetivamente nega aos nematoides a oportunidade de manter alta letalidade per capita (uma métrica importante de seu valor como agente de biocontrole)7,21,22. A relação custo-benefício de nossos métodos deve ser considerada em relação a outras técnicas in vivo, bem como à custo-benefício das NEPs comerciais. A eficácia em campo e os custos são determinantes importantes de qualquer programa de biocontrole.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Agradecemos a Stacy Byrd pela assistência técnica. A menção a nomes comerciais ou produtos comerciais nesta publicação é exclusivamente para fornecer informações específicas e não implica recomendação ou endosso pelo Departamento de Agricultura dos Estados Unidos.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Clear plastic ContainersSterile Crop, Townsend MAhttps://www.sterilite.com/
Clear plastic ContainersIris USA, Inc, Pleasant Prairie, WIhttps://www.irisusainc.com/
Cotton woolMedLine Cotton Rolls, 1 × 8.5 ft rollshttps://athome.medline.com/en/medline-sterile-cotton-roll-1in-x-8-5ft-1lb-10ct-non6028
Heterorhabditis georgianaUSDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Ocheius onirici USDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Polyacrylamide gel powderSoil Moist, JRM Chemical, Cleveland OHhttps://www.soilmoist.com/
Polymer-coated cotton wool (horse gauze)Leggett & PlattBB Satin Star 12'S, 30 × 36 inch roll
Steinernema carpocapsae (All strain)  Heterorhabditis bacteriophora (VS strain)USDA ARS Southeastern Fruit and Tree Nut Research Laboratory, Byron, GA.N/A

Referências

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