Artigo de método

Desenho e Padronização de um Modelo de Lesão Mandibular para o Estudo da Regeneração de Tecido Craniofacial no Modelo Ambystoma mexicanum

DOI:

10.3791/69895

⸱

24 de abril de 2026

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O objetivo deste estudo foi padronizar uma abordagem cirúrgica segura e reprodutível para realizar uma amputação transversa completa da mandíbula em Ambystoma mexicanum , visando o estudo da regeneração do tecido craniofacial.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O complexo craniofacial é uma região anatômica que, em humanos, pode ser afetada por malformações do desenvolvimento, traumas e patologias como câncer, levando à perda de tecidos afetados. Isso cria a necessidade de buscar estratégias para regenerar esses tecidos perdidos. Isso promoveu o estudo dos mecanismos celulares e moleculares que orquestram a resposta regenerativa de estruturas craniofaciais lesionadas em espécies em regeneração, sendo Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) uma espécie de grande interesse.

De acordo com o acima, foi projetado e padronizado um modelo cirúrgico reprodutível de lesão na mandíbula dos axolotes para estudar a resposta regenerativa dos tecidos lesionados e simular um defeito crítico como os realizados em humanos. Assim, animais juvenis/adultos entre 12 e 15 cm foram anestesiados com 0,1% de tricaína por 20 a 30 minutos. Posteriormente, foi realizada uma amputação transversal completa usando uma técnica de quatro mãos no terço distal da mandíbula, incluindo as regiões simfisária e parassínfisica, removendo estruturas esqueléticas correspondentes ao osso dentário e à cartilagem de Meckel, bem como tecidos moles como músculo, tecido conjuntivo, nervos e pele. Posteriormente, restos ósseos foram regularizados e 0,5% de sulfamerazina foi aplicada. A resposta do tecido foi avaliada tanto macroscópicamente quanto por diafã. Todos os procedimentos realizados foram aprovados pelo comitê de experimentação animal da Universidade de Antioquia, Colômbia. Os resultados mostram que os animais amputados conseguiram regenerar as estruturas craniofaciais removidas morfologicamente, estruturalmente e funcionalmente.

De grande relevância, este trabalho fornece uma técnica cirúrgica reprodutível com 100% de sobrevivência de animais amputados e reamputados quando a coleta de tecidos regenerativos foi necessária. Portanto, esse desenho cirúrgico representa uma entrada básica para realizar análises comparativas com outros vertebrados capazes de regenerar estruturas craniofaciais e para estudar os mecanismos celulares e moleculares subjacentes a essa resposta regenerativa no futuro.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A capacidade de regenerar tecidos, órgãos e estruturas complexas tem sido amplamente descrita em todo o reinoanimal 1,2,3. Assim, o interesse em entender como essas espécies podem ativar e regular a resposta regenerativa após lesão ou amputação de várias estruturas dentro dos apêndices, como membros e caudas, tem sido o foco de atenção no estudo da biologia daregeneração 4,5,6,7,8.

De grande relevância para este trabalho, o estudo da regeneração do tecido craniofacial também tem sido uma área de grande interesse mundial, dado que essa região anatômica é altamente afetada por traumas faciais, distúrbios craniofaciais do desenvolvimento, doenças infecciosas e patologias tumorais, incluindo câncerbucal 9. Na presença de tumores, é necessária a excisão de estruturas ou grandes áreas de tecido, seja nas mandíbulas ou em outras regiões faciais, o que subsequentemente gera a necessidade de reconstruir e promover a reparação da áreaafetada 10,11,12. Consequentemente, nas últimas décadas, o estudo da regeneração do tecido craniofacial cresceu, devido à necessidade de explorar e identificar os mecanismos celulares e moleculares que podem potencializar a resposta regenerativa desses tecidos em espécies com baixa capacidade regenerativa, comoos humanos 13,14. Isso levou ao uso de modelos animais com capacidade de regenerar estruturas craniofaciais, como a mandíbula, para explorar e elucidar os mecanismos envolvidos na resposta regenerativa após a criação de pequenas lesões ou defeitos críticos namandíbula 15.

Estudos anteriores sobre amputação mandibular destacaram o desenho de vários tipos de abordagens cirúrgicas que desafiam a capacidade de diferentes espécies de regenerar essaestrutura 16. No caso do peixe-zebra, amputações transversais no terço distal da mandíbula e abordagens laterais da mandíbula revelaram uma resposta regenerativa na qual o segmento amputado é restaurado morfologicamente ehistologicamente 17,18. Por outro lado, estudos pioneiros em anfíbios, como Notophthalmus viridescens, mostraram que após a amputação transversa da mandíbula, que inclui estruturas como a língua e o aparelho faríngeo no plano de amputação, tecidos perdidos, incluindo o osso dentário, tecido muscular e dentes, podem se regenerar. No entanto, a estrutura lingual e o aparelho faríngeo não podem serregenerados 19,20. No entanto, quando a língua e o aparelho faríngeo não são incluídos no plano de amputação nesta mesma espécie, todos os tecidos regenerados recapitulam a forma e estrutura dos tecidosamputados 21,22. Além disso, amputações transversais na espécie Cynops pyrrhogaster que não incluem a língua no plano de amputação apresentam uma resposta regenerativa das estruturas mandibularesamputadas 23. Outros estudos mostram que amputações transversais completas no terço proximal da mandíbula e recessões laterais da mandíbula em espécies como Ambystoma maculatum, Desmognathus fuscus, Plethodon cinereus, Eurycea bislineata e Ambystoma opacum promovem uma resposta regenerativa no tecidolesionado 24,25. Isso mostra que, em anfíbios, o sucesso da resposta regenerativa pode variar dependendo do design e da extensão dos tecidos envolvidos no plano de amputação.

Por outro lado, uma das espécies-modelo entre anfíbios usada como referência para estudar os mecanismos subjacentes à resposta regenerativa é o anfíbio urodele A. mexicanum 26,27. Relatórios anteriores demonstraram que este é um modelo excepcional capaz de regenerar estruturas craniofaciais, incluindo os tecidos moles do assoalho da boca, o osso dentário, a cartilagem de Meckel e as estruturas musculares edentárias 28,29,30,31. Esses achados resultaram de várias abordagens cirúrgicas, incluindo lesão por soco no assoalho da boca, dentectomia dos dentes junto com uma porção do osso dentário, e uma abordagem mais ampla caracterizada pela amputação lateral de uma porção damandíbula 28,29,30,31. No entanto, até o momento, nenhuma abordagem cirúrgica transversa completa foi descrita que crie um defeito crítico, incluindo simultaneamente a região distal dos hemimandíbulos esquerdo e direito, bem como o osso dentário, a cartilagem de Meckel, a sínfise mandibular completa e tecidos dentários e musculares bilateralmente.

Portanto, este artigo descreve o processo passo a passo para realizar uma amputação transversa completa da mandíbula de A. mexicanum, o que permite monitorar a resposta regenerativa dos tecidos amputados com uma taxa de viabilidade de 100% nos animais operados. Além disso, dada a falta de detalhes sobre como realizar esse tipo de amputação, este guia cirúrgico visa garantir a reprodutibilidade desse tipo de abordagem cirúrgica para qualquer pesquisador que planeje realizar análises comparativas nos níveis morfológico, tecidicular, celular e molecular nesta e em outras espécies expostas a esse mesmo tipo de abordagem cirúrgica, bem como em outras abordagens, incluindo amputação lateral da mandíbula. Em última análise, este trabalho fornece uma base para identificar futuras moléculas que promovam a resposta regenerativa dessas estruturas, com aplicações potenciais na medicina regenerativa de tecidos craniofaciais.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O organismo-modelo utilizado neste projeto foi a salamandra A. mexicanum, endêmica de Xochimilco, México. Esta colônia de animais foi legalmente estabelecida em 2014 com a importação de salamandras progenitoras do Centro de Estoque Genético de Ambystoma da Universidade de Kentucky, e atualmente possui 32 progenitores e mais de 200 animais juvenis. Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê de Ética em Experimentação Animal da Universidade de Antioquia (UdeA) sob a Lei nº 151 de 27 de março de 2023, levando em conta padrões nacionais e internacionais de ética na experimentação animal, como o Capítulo VI da Lei 84 de 1989 e o Título V da Resolução 8430 de 1993 do Ministério da Saúde, Colômbia32,33.

1. Manejo de animais

NOTA: Animais com aproximadamente 12 a 15 cm de comprimento com fenótipo selvagem foram usados para padronizar esse protocolo. No entanto, animais menores e outros fenótipos não são excluídos.

  1. Selecione axolotes com aproximadamente 12-15 cm de comprimento (do focinho à cauda).
  2. Coloque os axolotes individualmente em um recipiente grande o suficiente para que possam se mover facilmente, idealmente transparente e retangular.
  3. Mantenha os animais em uma temperatura entre 19 °C e 21 °C em solução Holtfreter 20% antes do procedimento e dos ciclos claro-escuro (12:12).
    NOTA: Sempre que possível, evite alimentar os animais em excesso 24 horas antes da realização do procedimento. Isso serve para evitar episódios de vômitos.

2. Amputação transversal completa no terço distal da mandíbula

  1. Preparação de anestesia e pré-cirurgia para animais
    1. Prepare uma solução anestésica de metanassulfonato de tricaína 0,1%: misture 1 g de metanassulfonato de tricaína, 100 μL de 1 M de ácido etilenendiamina tetraacético (EDTA), pH 7,5, 50 μL de 0,5% de fenol vermelho, e prepare até 1 L com solução de Holtfreter a 40%. Ajuste o pH para 7,5 com NaOH.
    2. Prepare todos os instrumentos microcirúrgicos estéreis (tesoura, pinça, pinça, espátula 7A, tubos de 1,5 mL, dentêmetro, pipeta Pasteur, placa de Petri e uma bandeja plástica para colocar o animal a ser operado posteriormente).
    3. Limpe a área de trabalho com álcool antisséptico 70%, ajuste e posicione a luz direta sobre o campo cirúrgico adequadamente.
  2. Anestesia
    1. Coloque o axolote em um recipiente com aproximadamente 500 mL de solução anestésica de metanassulfonato tricaína 0,1% por 20-30 minutos para garantir anestesia profunda.
      NOTA: Certifique-se de que o animal esteja completamente submerso na solução anestésica.
    2. Verifique sinais de anestesia geral verificando a completa ausência de movimentos branquiais e resposta a estímulos táteis.
      NOTA: Para monitorar a regeneração maxilar, uma vez que o animal tenha sido anestesiado, tire fotografias pré-operatórias usando o estereoscópio, seguindo os passos da seção 4.
  3. Amputação transversa completa da mandíbula
    NOTA: A amputação deve ser realizada com o máximo cuidado e rapidez possível, utilizando uma técnica com quatro mãos, ou seja, dois cirurgiões.
    1. Coloque cuidadosamente o animal em posição deitada (virada para cima) na bandeja plástica.
    2. Meça a região a ser amputada com um calíper (medidor dentário endodôntico) desde a borda externa da mandíbula em direção à extremidade proximal dessa estrutura, aproximadamente 2,5 mm na região do queixo/sínfise (Figura 1A).
      NOTA: A medição com um caliper é realizada sobre a pele do animal (extraoral).
    3. Marque com um lápis de cera vermelha para identificar a trajetória do plano de amputação e a extensão do defeito cirúrgico.
    4. Levante cuidadosamente o axolote e segure-o firmemente com uma mão para que o animal não escape do aperto do operador.
      NOTA: Essa ação deve ser realizada por um dos operadores (operador 1), enquanto o outro operador (operador 2) será responsável por manusear os instrumentos cirúrgicos e realizar a incisão.
    5. Posicione uma luz direta sobre a região da cabeça do axolote, especificamente sobre a região anatômica a ser operada.
    6. Com a outra mão, use o lado arredondado e mais largo de uma espátula 7A para separar a língua do assoalho da boca e da região da mandíbula a ser operada. (Figura 1B).
      NOTA: Certifique-se de que a língua esteja levemente sobreposta à mandíbula superior.
    7. Primeiro, faça (operador 2) um corte inicial com a pinça cirúrgica, da borda externa da mandíbula sobre a pele e os tecidos duros (osso do dente e cartilagem de Meckel) (Figura 1C).
      NOTA: Certifique-se de que os instrumentos estejam adequadamente afiados para maior controle ao cortar e manipular tecido.
    8. Continue cortando transversalmente com tesouras cirúrgicas finas de modo que a incisão atravesse toda a largura da mandíbula, desde o local do primeiro corte até o lado contralateral, até que o tecido distal da mandíbula seja completamente removido, seguindo o plano de amputação planejado (amputação transversa completa) (Figura 1D).
      NOTA: No caso de axolotes maiores com mandíbulas mais robustas, recomenda-se finalizar o plano de corte com pinças para um corte mais limpo e menos traumático das estruturas esqueléticas (Figura 1E).
    9. Observe a retração imediata do tecido mole restante (Figura 1F).
    10. Colete o tecido amputado com pinças dissecantes e o imerga em um tubo de 1,5 mL com a solução desejada conforme o procedimento a ser realizado: paraformaldeído a 4% (PFA) para fixação e histotecnologia ou imunofluorescência subsequente, ou em Trizol ou RNA posteriormente para extração de RNA, DNA ou proteína, entre outras técnicas (Figura 1F).
      NOTA: Este tecido pode ser usado como controle não regenerativo para comparação com tecido regenerado sob uma perspectiva histológica, para expressão gênica basal ou para a detecção de marcadores da diferenciação final do tecido.
    11. Coloque o axolote em uma placa de Petri, observe sob o estereoscópio e remodele as bordas expostas do osso e do tecido cartilaginoso com pinças.
    12. Coloque cuidadosamente o axolote de volta na bandeja plástica e aplique banhos de antibiótico com sulfamerazina 0,5% por 12 horas.

3. Recuperação pós-operatória de A. mexicanum

  1. Após o procedimento cirúrgico, coloque o axolote no recipiente plástico transparente com 40% de solução de Holtfreter e observe sinais de recuperação da anestesia geral, como movimentos branquiais, reflexo de endireitamento ou resposta a estímulos táteis. A recuperação total leva aproximadamente 30 a 60 minutos.
    NOTA: Mantenha a solução de Holtfreter a 40% fria, em uma temperatura entre aproximadamente 4 °C e 8 °C.
  2. Troque a solução fria de 40% de Holtfreter a cada 24 horas por pelo menos 8 dias.
    NOTA: As primeiras 48 horas são as mais críticas na recuperação do animal, portanto deve estar sob observação diária.
  3. Após 24-48 horas após o procedimento, alimente o axolote com comida de textura macia, que seja mais fácil de pegar e menos traumática para o animal.
    NOTA: Não alimente o axolote nas primeiras 24 horas após o procedimento cirúrgico.

4. Aquisição de imagens e monitoramento da resposta regenerativa

NOTA: Todas as imagens devem ser tiradas o mais rápido possível para evitar manuseio prolongado do animal recentemente operado.

  1. Quando o animal estiver totalmente anestesiado, pegue-o cuidadosamente e leve-o ao estereoscópio e à câmera digital em uma placa de Petri para obter imagens pré e pós amputação.
    NOTA: Limpe e desinfete o estereoscópio com álcool 70% antes.
  2. Use uma luz incidental que aponte para a cabeça do axolote para observar melhor a área da mandíbula.
  3. Segure o corpo do axolote com firmeza com uma mão para evitar que ele escorra para fora do campo de aquisição da imagem.
    NOTA: Evite tirar fotos em meio aquoso para evitar distorções do tamanho real; use uma placa de Petri sem líquido. Umedecida levemente o axolote ocasionalmente com solução de Holtfreter 40%.
  4. Identifique corretamente a área da mandíbula e foque nela de forma adequada.
    NOTA: Nos dias seguintes (acompanhamento) ao procedimento, lembre-se da necessidade de foco adequado, pois a regeneração de tecido nos estágios iniciais costuma ser muito sutil e, em alguns casos, imperceptível.
  5. Otimize os parâmetros para aquisição de imagem ajustando as ferramentas do programa (contraste, brilho, exposição, ganho, balanço de branco, etc.).
  6. Adquira imagens usando um estereomicroscópio (0,7x) para realizar medições e monitorar a regeneração da estrutura.
  7. Uma vez concluído o período de regeneração, os tecidos regenerados foram corados com azul alciano e vermelho de alizarina, conforme o protocolo34 previamente relatado.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Considerando a importância e relevância de estudar a potencial resposta regenerativa pós-amputação de estruturas craniofaciais em espécies como A. mexicanum29, é necessário dispor de uma técnica cirúrgica segura e reprodutível que permita não apenas a avaliação da resposta regenerativa dos tecidos, mas também ofereça uma taxa de mortalidade baixa ou nula nos animais submetidos à cirurgia. Consequentemente, este estudo apresenta a padronização de uma abord...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este artigo apresenta a abordagem cirúrgica bem-sucedida para a amputação transversal completa da mandíbula no modelo animal de A. mexicanum , juntamente com várias recomendações necessárias para reproduzir esse modelo cirúrgico para monitorar a resposta regenerativa dessas estruturas e a possível identificação de fatores que regulam esse processo regenerativo.

Neste estudo, foi realizada uma amputação transversa completa no terço distal da mandíbula ...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram que não há conflitos de interesse.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Queremos agradecer ao Vice-Reitor de Pesquisa da Universidade de Antioquia pelos recursos fornecidos pelo fundo para o primeiro projeto para professores afiliados. Queremos agradecer ao Sistema General de Regalias de Colombia e ao 15º Chamado de Bolsas da Universidade de Antioquia pelo financiamento do mestrado de Samanta Tarquino. Por fim, gostaríamos também de agradecer a cada um dos estudantes que participam do cuidado da colônia de axolotes em nosso laboratório.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

```html

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Ambystoma Genetic Stock CenterN/A15-18 cm e 16 g - 22 g wildetype
Calcium Chloride dihydrateDuksan1098CaCl2 2H2O
Digital camera MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
EDTA - Sodium salt, dihydrateBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Glass petri dishany makerN/AVidro borosilicato
Magnesium Sulfate 7-hydrateITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Microsurgical instrumentsN/AN/AFórceps, grampo, espátula 7A, centímetro e tesouras
Pasteur pipetteany makerN/APolietileno de baixa densidade
Potassium ChlorideDuksan372KCl
Red wax pencilany makerN/A
Sodium ChlorideMerkK48297604 717NaCl
Software Motic Images Plus-Versão 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
Stereo microscopeOlympus SZX16 N/A
Sulfamerazine sodium saltSigma- AldrichS08004-Amino-N-(4-metil-2-pirimidinyl) benzenesulfonamida
Tricaine methanesulfonateSigma- AldrichE10521Metanosulfonato de 3-aminobenzoato de etila
Tubes 1.5 mLAxygenMCT150CPolipropileno puro
```

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Regenera o CraniofacialModelo de Les o Cir rgicaAmputa o da Mand bulaRegenera o Esquel ticaEstruturas CraniofaciaisResposta RegenerativaRegenera o Comparativa

Artigos relacionados