Method Article

Processamento Mecânico de Microgordura Enriquecida com FES para Reconstrução de Defeitos Traumáticos de Tecidos Moles

DOI:

10.3791/69984

⸱

February 20th, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Trauma and Microsurgery Orthopedics, Zhongnan Hospital of Wuhan University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo descreve um método reprodutível para preparar microgordura enriquecida com SVF processada mecanicamente a partir de tecido adiposo autólogo e injetá-la em defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cárie para reconstrução clínica.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Defeitos traumáticos de tecidos moles apresentam desafios significativos para a reconstrução devido à perda de tecido, deterioração da vascularização e dificuldades para obter uma cobertura duradoura. O tecido adiposo oferece uma fonte prática de tecido autólogo, e microgorduras enriquecidas com fração vascular estromal (SVF) processadas mecanicamente podem ser preparadas intraoperatórias sem digestão enzimática.
Este estudo apresenta um protocolo clínico padronizado para a extração de tecido adiposo autólogo e seu processamento em microgordura enriquecida com SVF para injeção em defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cárie. A gordura é colhida manualmente da coxa ou abdômen sob baixa pressão negativa, fragmentada mecanicamente por corte e emulsificação seringa para seringa, filtrada para alcançar consistência uniforme de microgordura e centrifugada para isolar a fração contendo SVF. A microgordura processada é injetada por toda a cavidade da ferida em um padrão multicamada. A avaliação pós-operatória inclui avaliação clínica em série, documentação fotográfica e medição da redução da área da ferida até a epitelização.
Em uma pequena coorte, o método esteve associado à contração progressiva da ferida e epitelialização completa em aproximadamente 4 a 8 semanas, sem complicações significativas. Embora a composição e viabilidade celular não tenham sido quantificadas, a técnica forneceu uma abordagem intraoperatória viável adequada para ambientes sem acesso a instalações de processamento enzimático ou laboratório. Esse protocolo oferece um método prático e minimamente manipulado para administrar microgordura enriquecida com SVF no manejo de defeitos traumáticos do tipo cavidade e pode servir como base para estudos controlados adicionais.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cavidade continuam sendo um grande desafio reconstrutivo porque combinam perda de tecido, perfusão local comprometida e alto risco de infecção e formação de espaços mortos. Técnicas convencionais de cobertura, como enxertos de pele de espessura dividida ou transferências de retalhos, proporcionam uma cobertura duradoura em muitos casos. No entanto, eles frequentemente são limitados pela morbidade do local doador, complexidade técnica e desfechos variáveis a longo prazo, especialmente em leitos contaminados oucicatrizados 1,2,3.

O tecido adiposo é uma fonte abundante e facilmente acessível de uma população celular heterogênea conhecida como fração vascular estromal (SVF). A SVF inclui células estromais mesenquimatosas, progenitores endoteliais, perícitos e elementos estromais de suporte. Quando retido dentro das partículas do tecido adiposo, o contexto extracelular nativo da SVF é preservado durante o manuseio e a entregaclínica 4. Clinicamente, enxertos de gordura enriquecidos para SVF (microgordura enriquecida com SVF) foram relatados como melhorando a retenção do enxerto e associados à aceleração da epitelialização da ferida em uma variedade deindicações 5,6,7.

Existem duas estratégias principais para obter SVF a partir de lipoaspirate. A digestão enzimática normalmente gera maior contagem de células nucleadas por unidade de volume, mas requer reagentes dedicados, infraestrutura laboratorial, tempos de processamento mais longos e está sujeita a restrições regulatórias em muitas jurisdições 4,8. Em contraste, os métodos de processamento mecânico incluem corte, emulsificação seringa para seringa, filtração e o uso de dispositivos mecânicos de sistema fechado. Essas abordagens permitem a preparação intraoperatória rápida de microgorduras enriquecidas com SVF, com manipulação mínima e tempos de resposta maiscurtos 6,9,10,11. Sistemas mecânicos recentes relataram tempos de processamento <15 min e rendimentos próximos aos de métodos enzimáticos em algumas séries, embora a contagem e viabilidade de células medidas possam variar de dispositivo para dispositivo eoperador 9.

Apesar da literatura crescente sobre SVF processada mecanicamente e sobre enxerto de gordura para úlceras crônicas e doença do pé diabético, protocolos padronizados e reprodutíveis especificamente direcionados a defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cárie sãoescassos 7,12. Relatórios clínicos publicados geralmente abordam úlceras crônicas, feridas diabéticas ou enxertos estéticos de gordura. No entanto, apenas alguns fornecem um protocolo intraoperatório passo a passo que especifica parâmetros de colheita, desfechos de emulsificação, tamanhos dos poros de filtração, força de centrifugação (× g), dosagem por área da ferida e critérios de prontidão para injeção em ambientes de trauma 7,13.

Orientações práticas de aplicabilidade são, portanto, importantes para equipes cirúrgicas que consideram essa abordagem. Com base na literatura disponível e em nossa experiência cirúrgica, os volumes típicos de aspiração intraoperatória para uma única cárie são de ~20-40 mL. Esse volume geralmente gera microgordura processada suficiente para preencher cáries pequenas a moderadas. Em contraste, reconstruções em grande volume provavelmente estão além do escopo do processamento mecânico no ponto de atendimento e podem exigir procedimentos em etapas ou estratégias alternativas 9,12. Abordagens mecânicas de SVF também são menos adequadas para feridas gravemente contaminadas até que a infecção seja controlada; Nesses casos, o desbridamento adjunto e o manejo da infecção (incluindo antibióticos direcionados e, quando apropriado, terapia com feridas por pressão negativa) devem preceder oenxerto 7.

O presente trabalho visa fornecer um protocolo intraoperatório detalhado e reprodutível para preparar microgorduras enriquecidas com SVF por meio de processamento mecânico e para injetar esse produto em defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cárie. O protocolo enfatiza parâmetros operacionais explícitos (colheita, fragmentação mecânica e emulsificação, filtração, centrifugação expressa em × g, técnica de injeção e medição objetiva da área da ferida) para que outras equipes cirúrgicas possam adotar e validar o método em seus próprios contextos.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê de Ética Institucional (Aprovação nº KL-2025062) e conduzida de acordo com a Declaração de Helsinque. Consentimento informado por escrito foi obtido de todos os pacientes antes da participação.

1. Seleção de pacientes e avaliação pré-operatória

  1. Incluir pacientes adultos que apresentam defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cárie que necessitam de intervenção reconstrutiva após a conclusão do desbridamento cirúrgico adequado.
    NOTA: Os defeitos devem demonstrar uma cavidade bem definida com tecido viável ao redor e sem necrose contínua no momento da reconstrução.
  2. Exclua pacientes com infecção sistêmica ativa ou infecção local não controlada da ferida, diabetes mellitus mal controlado (definido como HbA1c persistente >8% apesar do tratamento), doença vascular periférica significativa afetando o membro afetado, distúrbios de coagulação conhecidos ou anticoagulação atual que não podem ser interrompidos com segurança, malignidade envolvendo o local do defeito ou contraindicações para lipoaspiração ou anestesia conforme determinado por avaliação pré-operatória.
  3. Realizar coleta de dados de linha de base e avaliação de feridas
    1. Registre características basais do paciente, incluindo idade, sexo, localização da ferida, mecanismo de lesão e tempo desde a lesão até a reconstrução.
    2. Realize a avaliação da ferida após a preparação padrão da ferida. Meça o comprimento e a largura da ferida usando uma régua estéril nos pontos mais largos. Adquira fotografias digitais padrão com distância e orientação fixas. Calcule a área da ferida (cm²) usando análise planimétrica baseada em fotografias calibradas (veja Passo 6.6).
  4. Ofereça aconselhamento pré-operatório. Explique ao paciente as etapas do procedimento, benefícios previstos, riscos potenciais (incluindo infecção, reabsorção de gordura e necessidade de procedimentos adicionais), requisitos de cuidados pós-operatórios e cronograma de acompanhamento ao paciente.
  5. Confirme a compreensão e obtenha consentimento informado por escrito antes da cirurgia

2. Preparação pré-operatória

  1. Preparação de equipamentos estéreis
    1. Prepare o equipamento estéril necessário, incluindo: cânulas de lipoaspiração (2-3 mm de diâmetro, ponta romba), seringas Luer-lock (capacidade de 10-20 mL), conectores Luer-lock estéreis para transferência de seringa para seringa, tesouras cirúrgicas, cânulas de injeção com ponta romba (22G × 50 mm).
    2. Confirme a integridade e esterilidade de todos os dispositivos antes de usar.
  2. Preparação e infiltração da solução tumescente
    1. Retire 1.000 mL de soro fisiológico normal 0,9% em um recipiente estéril
    2. Adicione 2 mL de epinefrina 1:1.000 para alcançar a concentração final de 1:500.000. Misture bem em condições estéreis.
    3. Conecte a solução a uma seringa Luer-lock com uma cânula de infiltração romba de 2-3 m
      NOTA: A lidocaína é intencionalmente omitida para permitir a administração separada de anestesia controlada por dose.
    4. Introduza a solução no local doador subcutâneo (por exemplo, abdômen ou coxa) usando passagens lentas em forma de leque, do plano profundo ao superficial.
    5. Ajuste o volume total de acordo com a área de superfície do local doador e o volume previsto de lipoaspirato.
    6. Infiltre até que o tecido demonstre tumescência uniforme e vasoconstrição.
    7. Espere de 10 a 15 minutos após a infiltração para permitir a máxima vasoconstrição antes da colheita. NOTA: A epinefrina reduz o sangramento intraoperatório e facilita a colheita de adiposo. Omitir a lidocaína impede que excesse das doses seguras de anestesia e permite anestesia local ou regional separada.
  3. Administração de anestesia
    NOTA: A anestesia é administrada separadamente da solução tumescente, selecionada com base no tamanho do defeito, local doador e tolerância do paciente. Uma das seguintes abordagens anestésicas é selecionada com base no tamanho do defeito, local doador e tolerância do paciente.
    1. Infiltração local (bloqueio de campo): Infiltrar 0,5-1% de lidocaína com epinefrina 1:200.000 usando uma cânula de ponta romba (22G × 50 mm). Espalhe-se radialmente ao redor dos nervos sensoriais que fornecem o local doador. Deixe de 5 a 10 minutos para efeito anestesioso completo antes da manipulação do local doador ou infiltração tumescente.
      NOTA: Dose máxima: 7 mg/kg de lidocaína com epinefrina, ajustada para peso e comorbidades do paciente.
    2. Anestesia regional (opcional): Use bloqueios de nervos periféricos guiados por ultrassom com base no local doador. Use bupivacaína (0,25-0,5%) ou ropivacaína (0,5%), sob dosagem conforme as diretrizes padrão. Confirme o início do bloco (10-20 min) antes da colheita.
    3. Anestesia geral: Reservada para grandes defeitos ou procedimentos combinados. Administrar conforme protocolos institucionais com monitoramento padrão.
      ATENÇÃO: Certifique-se de que a dose total de epinefrina sistêmica de todas as soluções infiltradas permaneça dentro dos limites de segurança clínica aceitos.

3. Colheita de gordura

  1. Selecione o local doador (abdômen e/ou coxa lateral) com base nos seguintes critérios
    1. Disponibilidade de tecido adiposo subcutâneo suficiente para permitir a colheita adequada sem deformidade de contorno
    2. Ausência de cicatrizes locais, infecção ou cirurgia prévia que possa comprometer a qualidade do tecido.
    3. Acessibilidade e posicionamento do paciente na mesa de cirurgia para permitir infiltração e aspiração estéril.
      NOTA: Selecionar um local com tecido adequado e trauma prévio mínimo facilita a colheita consistente do adiposo e reduz complicações procedurais.
  2. Faça uma incisão cutânea de 2-3 mm usando um bisturi nº 11, em condições estéreis. Incise através da epiderme e derme até a camada subcutânea sem penetrar em fáscias ou músculos mais profundos.
  3. Mantenha uma incisão pequena e controlada para minimizar as cicatrizes.
  4. Conecte uma cânula de lipoaspiração de 2-3 mm a uma seringa Luer-lock de 10-20 mL.
  5. Insira a cânula pela incisão cutânea na camada adiposa subcutânea, permanecendo superficial em relação à fáscia subjacente.
  6. Use movimentos suaves e multidirecionais para distribuir a cânula de forma uniforme pelo plano subcutâneo alvo.
  7. Aplique manualmente pressão negativa baixa retirando suavemente o êmbolo da seringa para aspirar o tecido adiposo.
  8. Evite sucção agressiva para minimizar o trauma mecânico nas células derivadas do adipo.
  9. Continue a aspiração em pequenas alíquotas controladas, reposicionando a cânula dentro da camada subcutânea para maximizar a eficiência da colheita.
    NOTA: Mantenha a seringa em temperatura ambiente (20-25 °C) para preservar a viabilidade celular.
  10. Colhe aproximadamente 20-40 mL de lipoaspiração, ajustado ao tamanho do defeito.
  11. Após a aspiração, remova a cânula e feche a incisão cutânea com uma única sutura de nylon 3-0 ou 4-0, ou use tiras adesivas estéreis para incisões menores de punhalada. Aplique um curativo estéril no local doador.
  12. O lipoaspirato aspirado é inicialmente na seringa Luer-lock usada para a colheita. Descolhe delicadamente a cânula de colheita e transfira o lipoaspirato para uma nova seringa Luer-lock estéril de 10-20 mL para processamento posterior.
  13. Evite exposição ao ar, altas temperaturas ou força mecânica excessiva. Mantenha o aspirado à temperatura ambiente (20-25 °C) até o processamento (por exemplo, purificação, centrifugação ou injeção).
    NOTA: O uso de uma seringa estéril nova previne contaminação e permite o processamento padronizado. O manuseio suave preserva a viabilidade da fração vascular de adipócitos e estromas

4. Processamento mecânico de microgorduras enriquecidas com SVF

  1. Deixe o lipoaspirato colhido em pé em seringas Luer-lock estéreis de 10-20 mL por 5 minutos em temperatura ambiente (20-25 °C) para permitir a separação baseada em gravidade.
  2. Após ficar em pé, três camadas distintas (camada superior de óleo [fração lipídica livre], camada adiposa média, camada inferior aquosa/sanguínea) tornam-se visíveis.
  3. Usando a técnica estéril, segure a seringa verticalmente com o bico apontado para cima e avance suavemente o êmbolo para expulsar a camada superior de óleo até que reste apenas a fração adiposa. Inverta a seringa e remova cuidadosamente a camada inferior aquosa/sanguínea por meio do avanço lento do êmbolo ou aspiração usando uma seringa estéril. Mantenha apenas a fração do adiposo médio para processamento posterior.
    NOTA: A remoção de óleo livre e componentes aquosos reduz os subprodutos inflamatórios e melhora a consistência do enxerto e a viabilidade celular.
  4. Transfira a fração adiposa retida para um prato estéril de aço inoxidável ou vidro. Usando tesouras cirúrgicas estériles, triture suavemente o tecido adiposo em fragmentos de aproximadamente 1-2 mm de tamanho, evitando forças excessivas de compressão ou cisalhamento.
  5. Coloque o tecido adiposo picado em uma seringa Luer-lock de 10 mL. Conecte essa seringa a uma segunda seringa Luer-lock de 10 mL usando um conector Luer-lock estéril fêmea para fêmea.
  6. Emulsifice mecanicamente o tecido adiposo transferindo-o de um lado para o outro entre as duas seringas por 20 a 30 passagens em uma taxa constante e moderada. Continue até alcançar uma consistência uniforme de microgordura injetável.
    NOTA: A gordura processada deve parecer homogeneamente emulsificada, com mínima separação visível de óleo.
  7. Desconecte o conector Luer-lock e transfira a microgordura emulsificada da seringa para um tubo estéril de centrífuga compatível com o rotor da centrífuga. Certifique-se de que os tubos estejam balanceados por volume antes da centrifugação.
  8. Centrifuge a gordura emulsionada a aproximadamente 400 × g por 3 minutos em temperatura ambiente.
  9. Após a centrifugação, podem ser observadas três camadas: camada superior de óleo, fração de microgordura enriquecida com SVF média, camada inferior aquosa/sanguínea (Figura 1).
  10. Usando uma seringa estéril, aspire cuidadosamente apenas a camada média de microgordura enriquecida com SVF, evitando contaminação pelas camadas adjacentes.
  11. Passe a fração coletada por um filtro de malha de aço inoxidável estéril de 500-1.000 μm para remover detritos fibrosos e partículas grandes. Essa etapa facilita a injeção suave e minimiza o entupimento da cânula durante a entrega do enxerto.
  12. Coloque a microgordura filtrada enriquecida com SVF em seringas estéreis de 1 a 5 mL para injeção imediata.

5. Injeção no local do defeito

  1. Realize o desbridamento final da ferida seguido de uma irrigação completa com soro fisiológico estéril até que todo o tecido necrótico seja removido.
  2. Confirme a prontidão da ferida pela presença de tecido granulado saudável e/ou sangramento pontuado, indicando perfusão adequada e viabilidade tecidual.
  3. Utilizando a técnica estéril, introduza uma cânula de ponta romba (1,2-2,0 mm de diâmetro) no defeito através da borda da ferida ou da pele intacta adjacente, evitando a entrada direta pela base central da ferida sempre que possível.
    1. Profundidade e plano do tecido: Avance a cânula para o plano do tecido subcutâneo imediatamente superficial ao leito da ferida; A colocação intramuscular é evitada, a menos que seja especificamente indicada pela profundidade do defeito.
    2. Ângulo de inserção: Insira a cânula em um ângulo oblíquo baixo (aproximadamente 10-30°) em relação à superfície da ferida para facilitar a deposição controlada e em camadas.
    3. Posicionamento da cânula: Mantenha a ponta da cânula dentro dos planos teciduais bem vascularizados para otimizar a sobrevivência do enxerto e minimizar a extrusão.
  4. Injete a microgordura enriquecida com SVF usando uma técnica de leque retrógrado em várias camadas, depositando pequenas alíquotas durante a retirada lenta da cânula.
  5. Distribua o enxerto uniformemente pela base da ferida, margens e tecido subcutâneo ao redor para alcançar um preenchimento uniforme e maximizar o contato com o tecido vascularizado do receptor.
  6. Ajuste o volume de injeção de acordo com o tamanho e a profundidade da cavidade, normalmente variando de 5 a 12 mL.
  7. A injeção é interrompida assim que o defeito está adequadamente preenchido e os contornos do tecido são restaurados, garantindo que não haja correção excessiva ou tensão tecidual.
    NOTA: Evite encher excessivamente para reduzir o risco de necrose gorda, perfusão comprometida ou extrusão do enxerto.
  8. Cubra a ferida com gaze de vaselina (petrolato), colocada em contato não compressivo com a superfície da ferida.
  9. Aplique curativos secundários para proteger o local, permitindo drenagem passiva e minimizando as forças de cisalhamento sobre a microgordura injetada.

6. Cuidados pós-operatórios e acompanhamento

  1. Administrar antibióticos profiláticos de acordo com o protocolo institucional, levando em conta o tamanho da ferida, o estado de contaminação e os fatores de risco específicos do paciente.
  2. Instrua os pacientes a evitar pressão, cisalhamento ou atrito tanto no local doador quanto no enxerto por 1 a 2 semanas após a cirurgia, para minimizar o deslocamento do enxerto e otimizar a integração.
  3. Inspecionar o curativo da ferida em cada consulta de acompanhamento e substituir a gaze de vaselina (petrolato) conforme necessário. Não remova à força a gaze aderente; permitir o descolamento espontâneo durante a epitelialização para evitar a perturbação do tecido em regeneração.
  4. Agende consultas de acompanhamento em 1, 2, 4 e 12 semanas após o procedimento.
  5. Adquira fotografias digitais padronizadas em cada consulta usando uma câmera fixa à distância da ferida, condições de iluminação consistentes e uma referência de escala (por exemplo, régua estéril) colocada no mesmo plano da ferida. Isso garante consistência para a avaliação longitudinal.
  6. Meça a área da ferida usando o software ImageJ (National Institutes of Health (NIH), EUA) via análise planimétrica.
    1. Importar fotografias padronizadas de feridas para o ImageJ
    2. Calibre a escala da imagem usando a régua de referência
    3. Trace manualmente a margem do ferimento usando a ferramenta de seleção de polígonos.
    4. Calcule automaticamente a área da ferida usando a função de medição do software.
  7. Para avaliação de desfechos, defina epitelialização completa como cobertura total da superfície da ferida, sem exsudato, necessidade de curativo ou necessidade de intervenção secundária.
  8. Registre todas as complicações pós-operatórias, incluindo infecção, necrose gorda, hematoma, seroma ou tardio na cicatrização da ferida.
    ATENÇÃO: Descarte todos os resíduos biológicos de acordo com as regulamentações institucionais de biossegurança.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Um total de oito pacientes com defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cárie foram tratados usando o protocolo descrito.

Características da coorte

A coorte incluía cinco homens e três mulheres, com idade média de 51,5 ± 11,7 anos (faixa de 38 a 74 anos). Os defeitos estavam localizados no membro inferior (n = 5),...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudo descreve um protocolo clinicamente aplicável e reprodutível para o processamento mecânico e transplante de microgordura enriquecida com SVF no manejo de defeitos traumáticos de tecidos moles do tipo cavidade. O protocolo é destinado à implementação no ponto de atendimento em um ambiente padrão de sala de cirurgia e prioriza a simplicidade procedural, segurança e viabilidade em detrimento da caracterização biológica. Nesta pequena série clínica, todos os defeitos tratados demo...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudo foi apoiado pelo Programa Especial Regional de Inovação em Ciência e Tecnologia da Província de Hubei para Cooperação Internacional em Ciência e Tecnologia (Bolsa nº 2023EHA043) e pelo Departamento de Trauma e Microortopedia do Hospital Zhongnan da Universidade de Wuhan, o Projeto Chave Nacional de Pesquisa Clínica de 2025 (Projeto nº: 2025LCYJZX-ZD003). Os autores agradecem sinceramente ao Dr. Qi Baiwen por seu trabalho anterior que inspirou este estudo e por fornecer orientações valiosas sobre metodologia clínica. Também agradecemos às equipes de enfermagem e cirurgia do Hospital Zhongnan pela assistência no cuidado e acompanhamento dos pacientes.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,9% de soro fisiológico normalBaxter Healthcare (ou equivalente)VáriosUsado como solução base para solução tumescente
Cânula de injeção de ponta romba (22G e vezes 50 mm)CONPUVON (figure-materials-1;), ChinaDZ 22 e vezes; 50-C5Usado para injeção multicamada de microgordura enriquecida com SVF
Centrífuga Biotecnologia de longa duração (figure-materials-2), ChinaLTA-1600Centrífuga clínica capaz de gerar aproximadamente 400 e poucas vezes; g
Câmera digital / SmartphoneQualquerN/AFotografia padronizada de feridas durante o acompanhamento
EpinefrinaFarmácia hospitalar localVáriosAdicionado à solução salina para alcançar uma concentração final de 1:500.000
Software ImageJ (Versão 1.53 ou posterior)Institutos Nacionais de Saúde (EUA)Software livreUsado para medição planimétrica de área de ferida
Cânula de lipoaspiração (2– 3 mm)Fornecedor médico padrãoN/AUsado para coleta de tecido adiposo do local doador
Conector Luer-lock (fêmea para fêmea)Becton Dickinson (ou equivalente)VáriosUsado para emulsificação mecânica de seringa para seringa
Seringa Luer-lock (1, 5, 10, 20 mL)Dispositivos Médicos Hongda (figure-materials-3), ChinaNão especificado (oferta institucional)Usado para aspiração, processamento mecânico e injeção
Curativo estéril / curativoFarmácia do HospitalN/APara cobertura de feridas pós-operatórias
Tesoura cirúrgica (estéril)Guangzhou Baitang Medical Devices Co., Ltd.BT00301 (ou modelo representativo similar)Usado para fragmentação mecânica do tecido adiposo
Gaze de vaselina (10 cm e vezes 10 cm)Huaxi Medical Dressing Co., Ltd. (figure-materials-4), ChinaNão especificado (oferta institucional)Curativos não aderentes usados para cuidados pós-operatórios de feridas

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hidalgo, D. A. Aesthetic improvements in free-flap mandible reconstruction. Plastic and Reconstructive Surgery. 88 (4), 574-585 (1991).
  2. Pu, L. L. Q. Free flaps in lower extremity reconstruction. Clinics in Plastic Surgery. 48 (2), 201-214 (2021).
  3. Wong, C. H., Wei, F. C. Microsurgical free flap in head and neck reconstruction. Head & Neck. 32 (9), 1236-1245 (2010).
  4. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. SpringerPlus. 4, 713(2015).
  5. Sforza, M., et al. Mechanical isolation of stromal vascular fraction from adipose tissue: methods and cellular outcomes. Stem Cell Research and Therapy. 16 (1), 560(2025).
  6. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: review of upcoming techniques. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 4 (9), e1017(2016).
  7. Cervelli, V., et al. Application of enhanced stromal vascular fraction and fat grafting mixed with PRP in post-traumatic lower extremity ulcers. Stem Cell Research. 6 (2), 103-111 (2011).
  8. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88(2019).
  9. Solodeev, I., Meilik, B., Gur, E., Shani, N. A closed-system technology for mechanical isolation of high quantities of stromal vascular fraction from fat for immediate clinical use. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 11 (6), e5096(2023).
  10. Uguten, M., et al. Comparing mechanical and enzymatic isolation procedures to isolate adipose-derived stromal vascular fraction: a systematic review. Wound Repair and Regeneration. 32 (6), 1008-1021 (2024).
  11. Semina, E. V., et al. Improvement in nanofat preparation technology: simple and easy-to-use adipose tissue harvesting with Liporevive. JPRAS Open. 46, 187-199 (2025).
  12. Prakash, O., et al. Utility of fat grafting in chronic wounds. Indian Journal of Plastic Surgery. 57 (3), 201-207 (2024).
  13. Sbitan, L., Qandah, A., Alzraikat, N., Camargo, C. P. Adipose tissue and fat-derived products in wound, ulcer, and scar management: a systematic review. Frontiers in Surgery. 12, 1666776(2025).
  14. Qi, B. W., et al. Effect of negative pressure wound therapy combined with microfat grafting on diabetic foot wounds. Chinese Journal of Microsurgery. 43 (4), 371-373 (2020).
  15. Liu, D., et al. Clinical outcomes of fat particle grafting for reconstruction of cavity-type soft tissue defects. Chinese Journal of Injury Repair and Wound Healing (Electronic Edition). 15 (5), 351-354 (2020).
  16. Aronowitz, J. A., Ellenhorn, J. D. Adipose stromal vascular fraction isolation: a head-to-head comparison of four commercial cell separation systems. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (6), 932e-939e (2013).
  17. Carvalho, P. P., Gimble, J. M., Dias, I. R., Gomes, M. E., Reis, R. L. Xenofree enzymatic products for the isolation of human adipose-derived stromal/stem cells. Tissue Engineering Part C: Methods. 19 (6), 473-478 (2013).
  18. Bora, P., Majumdar, A. S. Adipose tissue-derived stromal vascular fraction in regenerative medicine: a brief review on biology and translation. Stem Cell Research and Therapy. 8 (1), 145(2017).
  19. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthetic Surgery Journal. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  20. Orgill, D. P., Bayer, L. R. Negative pressure wound therapy: past, present and future. International Wound Journal. 10 (Suppl. 1), 15-19 (2013).
  21. Argenta, L. C., Morykwas, M. J. Vacuum-assisted closure: a new method for wound control and treatment: clinical experience. Annals of Plastic Surgery. 38 (6), 563-576 (1997).

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