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Artigo de método

Um modelo de lesão térmica por radiofrequência monopolar no nervo ciático em camundongos

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DOI:

10.3791/69998

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3 de abril de 2026

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1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2National Medical Center for Neurological Diseases, 3National Clinical Research Center for Geriatric Diseases

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este estudo aplicou sistemas de radiofrequência aos nervos ciáticos de camundongos, estabelecendo um modelo de ablação por radiofrequência para lesão do nervo térmico. Essa abordagem resolve questões de controlabilidade em modelos de lesão térmica dos nervos periféricos em camundongos, fornecendo um método prático de modelagem para pesquisas sobre reparo de lesões nervosas e dor neuropática.

Resumo

Lesão nos nervos periféricos frequentemente resulta em dor neuropática e desencadeia processos de reparação nervosa. Embora modelos de lesão física controlável estejam agora bem estabelecidos, modelos existentes de lesão térmica permanecem exploratórios e apresentam baixa controlabilidade. Na prática clínica, sistemas de ablação por radiofrequência (RFA) são frequentemente empregados para induzir lesão térmica em tecidos e nervos. A RFA é uma modalidade terapêutica que demonstrou bloquear efetivamente a transmissão da dor ao induzir danos térmicos aos nervos. A extensão da ablação pode ser modificada ajustando parâmetros específicos, assim como o grau de dormência e disfunção motora na área de distribuição nervosa afetada. Este estudo utilizou um sistema de radiofrequência monopolar para criar um modelo estável e controlável de lesão nervosa no nervo ciático de camundongos, aplicando 75°C por 30 segundos. Um aumento significativo no limiar de abstinência mecânica (MWT) foi observado dos dias 7 a 14 após a cirurgia, com recuperação ocorrendo até o dia 28. Esta pesquisa aborda a lacuna atual nos modelos de lesão nervosa da RFA, replica o dano nervoso observado clinicamente após procedimentos de RFA e fornece uma estrutura metodológica para estudos subsequentes sobre lesão nervosa induzida por RFA.

Introdução

A dor neuropática apresenta desafios contínuos no manejo clínico, já que seus mecanismos de dor continuam sendo investigados. Para estudar os mecanismos moleculares e celulares da dor neuropática, a ligadura do nervo espinhal (SNL)1, lesão por constrição crônica (CCI)2, ligadura parcial do nervo ciático (pSNL)3, e transeção do nervo ciático (SNT)4, e lesão nervosa poupada (SNI)5 foram usados com sucesso em roedores para simular lesão do nervo físico periférico. Para aumentar a controlabilidade e estabilidade do modelo, estudos anteriores propuseram melhorias, como manômetros e danos seletivos, que foram implementados.

Embora a tecnologia de radiofrequência tenha trazido resultados clínicos favoráveis, ela também está associada a vários efeitos colaterais. Por exemplo, a ablação por radiofrequência (RFA), usada para hemostasia durante acirurgia 6, pode causar danos térmicos aos tecidos ao redor e representar risco de lesão térmica nos nervos periféricos devido à alta temperatura da ponta doinstrumento 7. Além disso, RFA para tratar nevralgia dotrigêmeo 8, neuralgia pós-herpética9 e outras condições neuropáticas de dor reduzem a dor primária após a cirurgia, mas são acompanhadas por dormência pós-operatória prolongada na área inervada, hiperalgia superficial e outrosdesconfortos 10,11. Consequentemente, pesquisas sobre lesão térmica nos nervos periféricos têm ganhado gradualmente atenção. No entanto, modelos animais existentes não têm a capacidade de controlar com precisão a temperatura, duração e localização da lesão térmica, limitando assim a uniformidade na gravidade da lesão.

Estudos anteriores usaram hastes condutoras de calor conectadas a um banho-mariade temperatura constante 12 ou a uma bomba de água quente para injetar água quente em um tubo de borracha em contato direto com onervo 13, com o objetivo de simular os efeitos térmicos da RFA na lesão nervosa. No entanto, modelos anteriores de lesão térmica induziram apenas danos térmicos, eliminando assim a influência da corrente de radiofrequência e seus parâmetros nos nervos. Se o dano causado pela RFA é apenas devido a efeitos térmicos, ou se fatores como mudanças nos parâmetros de radiofrequência também exercem efeitos distintos sobre os nervos, ainda precisa ser explorado. A atual falta de modelos animais que empreguem diretamente sistemas de coagulação térmica por radiofrequência para lesão nervosa dificulta o avanço da pesquisa sobre danos nervosos associados à RFA. Este estudo utilizou diretamente um sistema monopolar de RFA para simular lesão nervosa associada a procedimentos de RFA em ambientes clínicos, induzindo lesão por RFA nos nervos ciáticos de camundongos. Ele fornece uma referência metodológica para pesquisas básicas sobre lesão por RFA nos nervos periféricos.

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Protocolo

Os experimentos com animais foram aprovados pelo Comitê de Ética Animal do Centro de Animais Experimentais, Hospital Xuanwu, Universidade Médica da Capital, e realizados de acordo com o Guia NIH para o Cuidado e Uso de Animaisde Laboratório 14. Machos adultos C57BL/6 camundongos (8–10 semanas, 20–25 g) foram alojados em grupo (4–5 por gaiola) sob condições ambientais controladas (22 ± 2 °C, 50%–60% de umidade, ciclo claro/escuro de 12 horas com luzes acesas às 07:00) com acesso ad libitum a comida e água padrão para roedores. Todas as avaliações comportamentais foram realizadas durante a fase de luz, entre 08:00 e 00:00. Detalhes dos reagentes, softwares e equipamentos estão listados na Tabela de Materiais.

1. Anestesia e preparação de camundongos

  1. Anestesiar camundongos por meio de injeção intraperitoneal de uma solução de tribromoetanol de 20 mg/mL em uma dose de 0,2 mL por 10 g de peso corporal.
  2. Cubra ambos os olhos com uma pomada oftálmica usando um aplicador de algodão.
  3. Coloque os camundongos na posição lateral esquerda. Remova os pelos do lado direito do corpo (1 cm × 1 cm de área) com uma lâmina elétrica (Figura 1).
    NOTA: Este passo aumenta a área de contato entre o torso e a placa negativa do circuito para facilitar a redução da resistência do circuito.
  4. Coloque parte do torso do camundongo em contato com a placa metálica do eletrodo negativo em uma orientação lateral direita. Aplique várias gotas de líquido iônico (0,9% de NaCl ou solução de Ringer modificada; veja a Tabela de Materiais para composição) na área de contato entre o torso e a placa para aumentar a condutividade elétrica.
    NOTA: Certifique-se de que a cabeça e o rosto permaneçam fora da placa negativa para evitar exposição não intencional de corrente aos olhos ou outros órgãos.
  5. Fixe o membro traseiro esquerdo em posição voltada para cima com o joelho flexionado usando fita adesiva na placa do eletrodo negativo. Remova pelos da região esquerda da coxa e desinfete o local cirúrgico três vezes com etanol a 75%.
  6. Confirme a profundidade adequada da anestesia antes de prosseguir, verificando a ausência de resposta de retirada a um estímulo de pinça aplicado no membro posterior ou cauda.
    NOTA: Evite administrar anestésicos locais (por exemplo, lidocaína) ou anti-inflamatórios não esteroides (por exemplo, paracetamol) durante o período perioperatório, pois esses agentes podem influenciar as avaliações neurocomportamentais pós-operatórias.

2. Cirurgia de ablação por radiofrequência

  1. Use o fêmur como referência. Use microtesouras para cortar uma incisão cutânea de 1 cm na direção do eixo longo do fêmur, com uma translação lateral de 0,5 cm para o lado caudal (Figura 2).
  2. Dissece de forma direta o músculo bíceps femoral (BFM) ao longo da incisão cutânea e procure o tronco principal do nervo ciático usando micropinças. O nervo ciático se bifurca próximo à articulação do joelho (Figura 3).
  3. Use micropinças para dissecar o tronco do nervo ciático do tecido ao redor, aproximadamente 2 mm acima da bifurcação do nervo ciático, até um comprimento de aproximadamente 5 mm. Evite lesões nos vasos sanguíneos durante a separação contundente.
    NOTA: Em caso de lesão vascular acidental, use um cotonete estéril para absorver o sangue e aplicar a pressão adequada para estancar o sangramento. Continue a operação após não haver vazamento sanguíneo subsequente.
  4. Conecte a agulha de coagulação RFA ao dispositivo de tratamento por radiofrequência. Coloque a ponta da agulha plana sobre o tecido muscular para testar a resistência. Se a resistência for maior que 1 kΩ, adicione líquido iônico entre o corpo do camundongo e a placa negativa usando um conta-gotas até que a resistência caia abaixo de 1 kΩ.
  5. Levante suavemente o nervo ciático separado com um ponteiro de vidro. Coloque a agulha RFA abaixo do nervo ciático, com a ponta metálica exposta posicionada a 3 mm da bifurcação do nervo ciático (Figura 4).
  6. Defina os parâmetros do instrumento terapêutico de radiofrequência da seguinte forma: modo de coagulação térmica, 75 °C, 30 s, frequência de 2 Hz e largura de pulso de 1 ms. Ative a entrega de energia RFA.
  7. Retire a agulha RFA com cuidado. Reposicione o nervo ciático usando uma pinça para levantar o tecido muscular. Feche o músculo com sutura de ácido poliglicólico absorvível 6-0 (PGA). Feche a incisão cutânea com sutura PGA absorvente 4-0.
  8. Após a cirurgia, coloque os camundongos sobre um cobertor de água morna circulante (38 °C) ou uma almofada térmica controlada termostaticamente (37–38 °C) coberta com papel higiênico ou toalha para permitir que o cabelo seque e evitar danos diretos causados pelo calor.
  9. Devolva os ratos à gaiola e aguarde a recuperação da anestesia. Regularmente verifique e verifique diariamente a integridade da incisão, monitorando a ingestão de alimentos, consumo de água e condição corporal geral.

3. Grupo experimental

  1. Grupo RFA: Realize o protocolo completo de cirurgia RFA conforme descrito nos passos 2.1–2.9.
  2. Grupo simulado: Executar procedimentos idênticos ao grupo RFA (passos 2.1–2.5 e 2.7–2.9), mas não ativar a entrega do sistema RFA no passo 2.6. Mantenha a agulha RFA na posição abaixo do nervo ciático por 30 segundos sem ativação da corrente, depois prossiga para a etapa 2.7.
    NOTA: O grupo Sham controla traumas cirúrgicos, anestesia, manipulação nervosa e colocação de agulhas independentemente da lesão térmica.

4. Avaliação de Von Frey para MWT

  1. Antes de cada teste, coloque os camundongos aleatoriamente na plataforma de teste von Frey. Permita a aclimatação por 15 minutos até o comportamento exploratório cessar.
    NOTA: A plataforma consiste em uma malha metálica com furos de 0,6 cm × 0,6 cm na parte inferior e vários recipientes transparentes vermelhos para os ratos, que são colocados em recipientes diferentes sem interferir entre si.
  2. Realize a avaliação von Frey usando o métodoup-down 15. Aplique o fio de fibra von Frey para estimular o meio da sola da pata traseira esquerda com força suficiente para causar uma leve flexão. Espere por 3 segundos ou até que ocorra uma resposta de retirada16.
    NOTA: Comece a testar com o filamento de 0,4 g. Aplique o próximo filamento mais alto após uma resposta negativa, ou o próximo filamento inferior após uma resposta positiva. Continue por mais quatro aplicações após a primeira mudança de direção. Na prática, o filamento de 2 g foi definido como limite superior neste estudo porque, nessa força, a fibra de von Frey levantava a pata dianteira do chão sem apresentar respostas de escape ou retirada.
  3. Registre as respostas e calcule o MWT de 50% usando a calculadora do método up-down (método up-down para experimentos de von Frey, https://bioapps.shinyapps.io/von_frey_app/).
  4. Realize o teste von Frey no início da cirurgia (pré-operatório) e nos dias 7, 14, 21, 28 e 35 pós-operatórios.

5. Coleta de tecido com DRG e coloração por imunofluorescência

  1. No dia 7 pós-operatório, colete DRG L4–L6 dos grupos RFA e Sham.
  2. Fixe os tecidos em 10% de sacarose-paraformaldeído a 4 °C por 6–12 horas.
  3. Crioproteja os tecidos em 30% de sacarose-PBS a 4 °C durante a noite.
  4. Incorpore os tecidos na temperatura de corte idealcomposta 17.
  5. Corte criosseções de 13 μm e permeabilize as seções com um surfactante não iônico.
  6. Bloqueie usando um reagente bloqueante e incube durante a noite com o anticorpo policlonal a 4 °C.
  7. Após a lavagem, incube com o anticorpo secundário por 2 horas em temperatura ambiente.
  8. Monte com meio antifade.

6. Análise estatística

  1. Apresentar dados contínuos normalmente distribuídos como média ± erro padrão da média (SEM).
  2. Realize comparações entre grupos usando o teste t de amostras independentes.
  3. Analise comparações dentro do grupo em diferentes pontos de tempo usando análise de variância por medidas repetidas (ANOVA).
  4. Aplique a correção de Bonferroni para comparações post-hoc de pares.
  5. Processe todos os dados usando um software estatístico e defina significância estatística em P < 0,05.

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Resultados

O estabelecimento bem-sucedido do modelo foi confirmado tanto por indicadores intraoperatório quanto pós-operatório. Ao final da RFA (75 °C, 30 s), foi observada uma leve adesão entre a ponta da agulha da RFA e o nervo ciático durante a retirada. Essa adesão resulta da desnaturação localizada da proteína e coagulação no local de contato e sugere entrega adequada de energia térmica juntamente com contato direto com o nervo. A ausência de aderência pode indicar deslocamento da agulha duran...

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Discussão

Com o rápido desenvolvimento da cirurgia minimamente invasiva, a tecnologia de radiofrequência tornou-se cada vez maisdifundida 6,7,18. À medida que a tecnologia de radiofrequência expandiu na prática clínica, pesquisas relacionadas facilitaram sua adoção mais ampla. No entanto, os efeitos da corrente de radiofrequência nos tecidos exigem investigações adicionais, especialmente após a aplicação ...

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Divulgações

Os autores declaram não haver interesses concorrentes.

Agradecimentos

Este estudo é apoiado pelo Programa de Convergência de Talentos do Hospital Xuanwu (HZ2025PYDTR009) e pelos Fundos de Melhoria e Pesquisa em Saúde da Capital (2-CFH2024-2011).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Sutura 4-0Jinhuan MedicalC412Feche a pele
Sutura 6-0Jinhuan MedicalKCR631Feche a camada muscular
Anticorpo secundário Alexa Fluor 488InvitrogenA-11008Anticorpo secundário
Anticorpo policlonal do coelho ATF3Novus BiologicalsNBP1-85816Anticorpo policlonal
Pinça fina curvaBeyotime BiotecnologiaFS031Corte muscular e fáscia
Meio de montagem antifade DAPIBeyotime BiotecnologiaP0131Meio antifade
Ponteiro de minuto de vidroYuyan InstrumentsBLFZ10Levante o coragem
GraphPad PrismaGraphpad Software, LLCVersão 9.0Imagens de dados de saída
Micro TesouraBeyotime BiotecnologiaFS217Corte de corte na pele
Solução Modificada de Ringer' sAuto-preparadoN/ALactato de sódio 3,10 g/L; NaCl 6,00 g/L; KCl 0,30 g/L; CaCl2& middot; 2H2O 0,20 g/L
Suporte de agulhaYuyan InstrumentsY32010Segure agulhas
Solução de bloqueio QuickBlockBeyotime BiotecnologiaP0260Reagente bloqueador para imunofluorescência
Dispositivo terapêutico de radiofrequênciaCosman MedicalRFG-1ASistema de radiofrequência
Trocar de eletrodo termocoagulante de radiofrequênciaCosman MedicalTCD-10Agulha isolada de RF
Injeção de Ringer de lactato de sódioSichuan  Kelun  Pharmaceutical Co.,   Ltd86902180001566Líquido iônico para reduzir a resistência
Estatísticas SPSSIBM CorpVersão 27.0Software de análise estatística
Pinças finas e retasBeyotime BiotecnologiaFS027Corte muscular e fáscia
Fio de fibra Von FreyDanmic GlobalAesthesio Semmes-WeinsteinTeste de comportamento

Referências

  1. Schäfers, M., Cain, D. Single-Fiber Recording: in vivo and in vitro preparations. Methods in molecular medicine. Luo, Z. D. , Humana Press. Totowa, NJ. 155-166 (2004).
  2. Vissers, K., Adriaensen, H., De Coster, R., De Deyne, C., Meert, T. F. A chronic-constriction injury of the sciatic nerve reduces bilaterally the responsiveness to formalin in rats: A behavioral and hormonal evaluation. Anesth Analg. 97 (3), 520-525 (2003).
  3. Malmberg, A. B., Basbaum, A. I. Partial sciatic nerve injury in the mouse as a model of neuropathic pain: Behavioral and neuroanatomical correlates. Pain. 76 (1-2), 215-222 (1998).
  4. Moore, K. A., et al. Partial peripheral nerve injury promotes a selective loss of GABAergic inhibition in the superficial dorsal horn of the spinal cord. J Neurosci. 22 (15), 6724-6731 (2002).
  5. Cichon, J., Sun, L., Yang, G. Spared nerve injury model of neuropathic pain in mice. Bio Protoc. 8 (6), e2777(2018).
  6. Smith, T. L., Smith, J. M. Electrosurgery in otolaryngology–head and neck surgery: Principles, advances, and complications. Laryngoscope. 111 (4 Pt 1), 769-780 (2001).
  7. Advincula, A. P., Wang, K. The evolutionary state of electrosurgery: Where are we now. Curr Opin Obstet Gynecol. 20 (4), 353-358 (2008).
  8. Habib, H. E. A. A., Ellakany, M. H., Elnoamany, H., Elnaggar, A. G. Microvascular decompression versus radiofrequency ablation in trigeminal neuralgia of the maxillary and mandibular divisions. Asian J Neurosurg. 19 (2), 221-227 (2024).
  9. Zhang, H., Ni, H., Liu, S., Xie, K. Supraorbital nerve radiofrequency for severe neuralgia caused by herpes zoster ophthalmicus. Pain Res Manag. 2020, 3191782(2020).
  10. Wu, C., Lv, Y., Wang, C., Zhong, C. Efficacy of semilunar ganglion radiofrequency thermal coagulation in moderate and severe trigeminal postherpetic neuralgia and its impact on serum IL-1β and IL-6 levels. Eur J Med Res. 30 (1), 1005(2025).
  11. Gazelka, H. M., et al. Incidence of neuropathic pain after radiofrequency denervation of the third occipital nerve. J Pain Res. 7, 195-198 (2014).
  12. Dong, Y., et al. Neuropathologic damage induced by radiofrequency ablation at different temperatures. Clinics. 77, 100005(2022).
  13. Konno, S., et al. Acute thermal nerve root injury. Eur Spine J. 3 (5), 299-302 (1994).
  14. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th ed, Natl. Acad. Press. Washington, DC. (2011).
  15. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  16. Christensen, S. L., et al. Von Frey testing revisited: Provision of an online algorithm for improved accuracy of 50% thresholds. Eur J Pain. 24 (4), 783-790 (2020).
  17. He, L., et al. A procedure for mouse dorsal root ganglion cryosectioning. J Vis Exp. (195), e65232(2023).
  18. Odell, R. C. Electrosurgery: Principles and safety issues. Clin Obstet Gynecol. 38 (4), 610-621 (1995).
  19. Zinder, D. J. Common myths about electrosurgery. Otolaryngol Head Neck Surg. 123 (4), 450-455 (2000).
  20. Al-Zain, F., Lemcke, J., Killeen, T., Meier, U., Eisenschenk, A. Minimally invasive spinal surgery using nucleoplasty: A 1-year follow-up study. Acta Neurochir (Wien). 150 (12), 1257-1262 (2008).
  21. Yu, X., et al. Changes of functional, morphological, and inflammatory reactions in spontaneous peripheral nerve reinnervation after thermal injury. Oxid Med Cell Longev. 2022, 9927602(2022).
  22. Boerboom, A., Dion, V., Chariot, A., Franzen, R. Molecular mechanisms involved in Schwann cell plasticity. Front Mol Neurosci. 10, 220(2017).
  23. Zhu, J., Luo, G., He, Q., Yao, M. Evaluation of the efficacy of unipolar and bipolar spinal dorsal root ganglion radiofrequency thermocoagulation in the treatment of postherpetic neuralgia. Korean J Pain. 35 (1), 114-123 (2022).
  24. Chang, M. C., Cho, Y. W., Ahn, S. H. Comparison between bipolar pulsed radiofrequency and monopolar pulsed radiofrequency in chronic lumbosacral radicular pain: A randomized controlled trial. Medicine. 96 (14), e6236(2017).
  25. Elemam, E. M., Abdel Dayem, O. T., Mousa, S. A., Mohammed, H. M. Ultrasound-guided monopolar versus bipolar radiofrequency ablation for genicular nerves in chronic knee osteoarthritis pain: A randomized controlled study. Ann Med Surg (Lond). 77, 103680(2022).

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