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Artigo de método

Sequenciamento Metagenômico de Próxima Geração do Líquido Cefalorraquidiano para a Detecção de Patógenos do Sistema Nervoso Central

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DOI:

10.3791/70075

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17 de abril de 2026

 ,  ,  , 
1University of California, San Francisco Weill Institute for Neurosciences, Department of Neurology, University of California, San Francisco

Neste artigo

Resumo

Este protocolo de pesquisa descreve um fluxo de trabalho otimizado para o sequenciamento metagenômico de próxima geração (mNGS) do líquido cefalorraquidiano. Ao abordar desafios exclusivos das amostras de baixa biomassa, o método possibilita uma detecção robusta de patógenos em diversos contextos de recursos, fornecendo uma base versátil para aplicações em pesquisa em doenças neuroinfecciosas.

Resumo

O sequenciamento metagenômico de próxima geração (mNGS) emergiu como uma ferramenta poderosa para a detecção imparcial de patógenos e para o perfil transcricional do hospedeiro em ambientes clínicos e de pesquisa. Embora sua utilidade no diagnóstico de infecções do sistema nervoso central (SNC) seja cada vez mais reconhecida, as amostras de líquido cefalorraquidiano (LCR) apresentam desafios únicos devido à baixa abundância de ácidos nucleicos e suscetibilidade à degradação. Este estudo apresenta um protocolo otimizado baseado em pesquisa para plataformas de sequenciamento Illumina, adaptado ao MFR mNGS, abrangendo manuseio de amostras, extração de ácidos nucleicos, preparação de bibliotecas, sequenciamento e análise bioinformática. Abordagens de controle de qualidade adaptáveis a ambientes de alto e baixo recurso também são fornecidas, incluindo alternativas à eletroforese capilar. Este estudo demonstra a robustez do protocolo por meio de duas coortes representativas: um fluxo de trabalho de alta profundidade baseado em NovaSeq e um fluxo de trabalho baseado em NextSeq com foco em custos. Nessas coortes, patógenos foram detectados em mais de 50% dos casos, ressaltando o potencial diagnóstico do método mesmo com adaptações limitadas em recursos. Esse protocolo facilita o mNGS reprodutível do LCR, fornecendo uma base para diversas aplicações em pesquisa e diagnóstico de doenças neuroinfecciosas.

Introdução

O sequenciamento metagenômico de próxima geração (mNGS) é uma técnica molecular cada vez mais utilizada que permite a detecção de um amplo espectro de ácidos nucleicos dentro de uma amostra ambiental ouhospedeira 1. Ao amplificar e sequenciar a grande maioria do material genético dentro de uma amostra, a mNGS não exige uma hipótese pré-concebida sobre os microrganismos específicos que podem estar presentes. A mNGS demonstrou utilidade como ferramenta diagnóstica em diversos contextos clínicos, como na detecção de patógenos incomuns ou apresentações atípicas de doenças infecciosas 1,2,3. Além disso, o perfil transcricional do hospedeiro também é capturado pelos dados de sequenciamento de RNA gerados pelo ensaio mNGS, permitindo que pesquisadores compreendam melhor a resposta imune do hospedeiro a vários estadosdoenças. A aplicabilidade do mNGS a uma ampla gama de contextos clínicos e de pesquisa, juntamente com a dramática queda no custo do sequenciamento genérico nas últimas décadas, levou a um crescimento tremendo no uso dessatecnologia 5.

Em particular, a mNGS tem mostrado potencial na detecção de infecções do sistema nervoso central (SNC), que ainda são desafiadoras para diagnosticar 2,6,7. Antes do advento dos testes clínicos de mNGS, o Projeto de Encefalite da Califórnia examinou as causas da encefalite em todo o estado e constatou que mais da metade dos casos permaneceu sem diagnóstico, apesar de utilizar um painel ampliado de testes moleculares e avaliação clínicadetalhada 8. Agora, mais de duas décadas depois, um ensaio clínicamente validado do líquido cefalorraquidiano (LCR) em mNGS detectou a presença de organismos patogênicos no LCR de quase 15% dos pacientes com suspeita de infecção pelo SNC ao longo de um período desete anos7. Além disso, entre pacientes com diagnóstico infeccioso confirmado, um em cada cinco foi diagnosticado apenas por este ensaio clínico de LCR mNGS, enfatizando a utilidade dessa abordagemde teste. Além disso, estudos também demonstraram o potencial de prever a probabilidade de várias infecções pelo SNC com base no transcriptoma do hospedeiro gerado pelo ensaiomNGS 9,10,11.

No entanto, a acessibilidade dessa técnica promissora é limitada por desafios únicos do manuseio e processamento de amostras de LCR. Em particular, a quantidade de DNA e RNA do LCR é frequentemente menor do que a quantidade mínima especificada pelos kits de preparaçãoda biblioteca 12,13. A qualidade dos ácidos nucleicos também pode ser subótima, já que amostras de LCR coletadas para fins clínicos frequentemente são armazenadas em temperaturas nas quais DNAses e RNAses podem permanecer ativas14. Este artigo descreve um protocolo mNGS baseado em pesquisa de CSF para plataformas de sequenciamento Illumina, otimizado para maximizar a probabilidade de gerar dados utilizáveis para a detecção de patógenos (Figura 1).

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Protocolo

Esse protocolo foi desenvolvido e testado utilizando amostras coletadas como parte de estudos aprovados pelo Conselho de Revisão Institucional da UCSF.

figure-protocol-1
Figura 1: Sequenciamento metagenômico do líquido cefalorraquidiano (LCR) de próxima geração (mNGS) de amostras e fluxo de trabalho analítico para detecção de patógenos. Este diagrama demonstra as etapas principais nas vias de laboratório úmido e bioinformática do MFC mNGS. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

1. Considerações sobre o manuseio de amostras de LCR

NOTA: os resultados do mNGS são ótimos se a preparação da biblioteca de LCR ocorrer no momento da coleta, ou se as amostras de LCR forem preservadas por congelamento instantâneo em nitrogênio líquido, seguido de armazenamento prolongado a -80 °C 15. Alternativamente, o uso de soluções conservantes como proteção de DNA/RNA no momento da coleta da amostra pode permitir o armazenamento em temperatura ambiente por períodos maislongos de tempo 16,17. Isso pode ser preferível em situações em que há preocupações sobre a confiabilidade da cadeia de frio. Além disso, evitar ciclos desnecessários de congelamento-descongelamento também pode ajudar a preservar a integridade dos ácidos nucleicos, e pode ser aconselhável pré-apontar amostras no momento da coleta se houver múltiplos fluxos de trabalho analíticos para as amostrasde LCR 18,19.

2. Extração de ácido nucleico do LCR

ATENÇÃO: Atue em um gabinete de nível de biossegurança apropriado, com luvas e jaleco laboratorial para reduzir o risco de transmissão de organismos infecciosos. Os reagentes são prejudiciais se engolidos, inalados ou entrarem em contato com a pele. Descarte materiais usados como resíduos químicos perigosos, em conformidade com as regulamentações locais.

  1. O Quick-DNA/RNA Kit geralmente funciona bem para amostras com baixa abundância de ácidos nucleicos.
  2. Descongele as amostras de LCR no gelo, depois transfira 100 μL–1 mL de cada amostra para um tubo de 1,5 mL e centrifuge a 16.000 x g a 4 °C por 10 minutos.
  3. Pipetee cuidadosamente o sobrenadante, deixando para trás a bola (que muitas vezes é invisível a olho nu) e 100 μL de sobrenadante.
  4. Adicione 100 μL de escudo de DNA/RNA aos restantes 100 μL de sobrenadante e pellet, e faça a mistura de pipetas cuidadosamente.
  5. Depois, adicione 600 μL de mistura de tampão de lise e pipeta de DNA/RNA até que a solução fique homogênea.
  6. Siga o restante do protocolo de extração de DNA/RNA conforme descrito pelo fabricante nos Apêndices Suplementares A, com as seguintes modificações importantes específicas para o LCR:
    1. Realize todos os passos de centrifugação por 1 minuto na velocidade máxima (~21.000 x g), exceto a etapa final de lavagem de DNA/RNA, que deve durar 3 minutos na velocidade máxima.
    2. Elude a amostra adicionando 22 μL (em vez de 25 μL) de água sem nuclease diretamente sobre a matriz da coluna, depois incube por 3 minutos em temperatura ambiente. O volume maior geralmente resulta em uma maior quantidade total de ácido nucleico eluído da coluna.
    3. Após a elução, pipete o fluxo de volta para a matriz da coluna e centrifuge novamente por um minuto na velocidade máxima. Transfira a amostra para um novo tubo de armazenamento de 1,5 mL e proceda imediatamente para a preparação da biblioteca ou armazene a -80 °C.

3. Preparação da biblioteca de RNA do LCR

ATENÇÃO: Atue em um armário de biossegurança apropriado, usando luvas e jaleco. Os reagentes são prejudiciais se engolidos, inalados ou entrarem em contato com a pele. Descarte materiais usados como resíduos químicos perigosos, em conformidade com as regulamentações locais.

NOTA: Considerações importantes antes de começar: a depleção do rRNA é preferida ao enriquecimento por poliadenilação para isolamento do mRNA, já que a depleção não requer etapas adicionais de limpeza da esferas (que podem reduzir o rendimento de mRNA utilizável), e alguns transcritos neuroinvasivos do vírus RNA não possuem poliadenilação. O SRCC (Consórcio Externo de RNA Controles) pode ser adicionado o RNA Spike-In como medida de controle de qualidade, embora não seja estritamente necessário. Se o RNA foi armazenado a -80 °C após a extração, descongele no gelo antes de começar.

  1. Fragmentação e priming de RNA: Pipetas misturem o seguinte em um tubo de reação em cadeia da polimerase (PCR): amostra de RNA de 3,5 μL, spike-in ERCC diluído de 0,5 μL 1:2500, tampão de reação de primeira fita de 4 μL (5x), primers aleatórios de 1 μL e rRNA diluído 1:100 (Tabela de Materiais). Em um termociclador, ajuste a tampa aquecida para 105 °C e incube as amostras a 75 °C por 2 minutos, 70 °C por 2 minutos, 65 °C por 2 minutos, 60 °C por 2 minutos, 55 °C por 2 minutos, 37 °C por 5 minutos e 25 °C por 5 minutos.
  2. Síntese de cDNA em primeira fita: Pipeta-se misturar o RNA fragmentado e preparado (10 μL) com 8 μL de água sem nuclease e 2 μL de mistura enzimática de síntese de primeira fita. Em um termociclador, ajuste a tampa aquecida para 105 °C e incube as amostras a 25 °C por 10 minutos, 42 °C por 15 minutos e 70 °C por 15 minutos.
  3. Síntese de cDNA de segunda fita: A pipeta mistura o DNA sintetizado em primeira fita (20 μL) com 8 μL de buffer de reação de síntese de segunda fita, mistura enzimática de síntese de segunda fita de 4 μL e 48 μL de água livre de nuclease. Em um termociclador, incube as amostras por 1 hora a 16 °C, com a tampa aquecida desligada.
  4. Realize uma purificação de esferas magnéticas (Apêndices Suplementares B) usando uma proporção de 1,8x das esferas magnéticas SPRI (144 μL). Elute em água livre de nuclease de 53 μL e transfira 50 μL do supernadante final (contendo cDNA purificado de fita dupla) para um tubo de PCR limpo e livre de nuclease. Neste ponto, as amostras podem ser congeladas com segurança a -20 °C durante a noite, se necessário.
  5. Preparação final da biblioteca de cDNA: Se a amostra foi armazenada a -20 °C durante a noite, descongele no gelo antes de reiniciar. A pipeta mistura o ds-cDNA purificado (50 μL) com 7 μL de buffer de reação de preparação final e 3 μL de mistura enzimática de preparação final.
  6. Em um termociclador, incube as amostras a 20 °C por 30 minutos e 65 °C por 30 minutos, com a tampa aquecida desligada.
  7. Ligação do adaptador (execute esta etapa no gelo): Crie uma diluição 1:100 do adaptador em água livre de nuclease. Pipete a mistura da reação de preparação final (60 μL) em um tubo contendo mistura mestre de ligação de 30 μL, potenciador de ligação de 1 μL e adaptador diluído 1:100 de 2,5 μL. Certifique-se de que o adaptador seja adicionado separadamente (por exemplo, não pré-misturado com a mistura master de ligação ou o realçador de ligação) para evitar a formação de dímeros adaptadores.
  8. Em um termociclador, incube as amostras a 20 °C por 15 minutos, com a tampa aquecida desligada.
  9. Proceda imediatamente à purificação de esferas magnéticas (Apêndice Suplementar 2) usando uma proporção de 0,9x das esferas magnéticas SPRI (87 μL).
  10. Elute em água livre de nuclease de 17 μL e transfira 15 μL do sobrenadante final para um tubo de PCR limpo e livre de nuclease
  11. PCR com código de barras: Pipete o cDNA purificado ligado por adaptador (15 μL) em um tubo com enzima USER de 3 μL, mistura mestre Q5 de 25 μL e primer único com código de barras de 10 μL. Em um termociclador, ajuste a tampa aquecida para 105 °C, incube as amostras a 37 °C por 15 minutos, depois 98 °C por 30 segundos, e então realize 19 ciclos a 98 °C por 10 segundos e 65 °C por 75 segundos. Termine a PCR incubando a 65 °C por 5 minutos.
  12. Realize uma purificação final das esferas magnéticas usando uma proporção de 0,8x de esferas magnéticas (43 μL). Elute em água livre de nuclease de 23 μL e, após a etapa final de separação das esferas, transfira 20 μL para um tubo de PCR limpo e sem nuclease. Neste ponto, as amostras podem ser congeladas com segurança a -20 °C durante a noite, se necessário.

4. Preparação da biblioteca de DNA do LCR

ATENÇÃO: Atue em um armário de nível de biossegurança apropriado, com luvas e jaleco. Os reagentes são prejudiciais se engolidos, inalados ou entrarem em contato com a pele. Descarte materiais usados como resíduos químicos perigosos, em conformidade com as regulamentações locais.

  1. Se o DNA extraído foi armazenado a -20 °C durante a noite, descongele no gelo antes de reiniciar.
  2. Fragmentação do DNA e preparação final: Misture cuidadosamente o tampão de reação da primeira fita, misturando vórtices e pipetas a solução para ressuspender qualquer precipitado. Mistura de pipetas 3,5 μL do DNA extraído, 22,5 μL de água livre de nuclease, 7 μL de tampão de reação de primeira fita e 2 μL de mistura enzimática de primeira fita.
  3. Em um termociclador, ajuste a tampa aquecida para 105 °C e incube as amostras a 37 °C por 5 minutos, depois 65 °C por 30 minutos.
  4. O processo de ligação de adaptador e PCR de código de barras é idêntico para as bibliotecas de DNA e RNA. Repita as seções 7–10 da "Preparação da Biblioteca de RNA do LCR" com o DNA fragmentado e preparado para as extremidades para completar a preparação da biblioteca de DNA.

5. Controle de qualidade e agrupamento de bibliotecas

  1. Quantifique a concentração das bibliotecas de amostras por meio do kit de quantificação de DNA e do fluorômetro correspondente. Os controles de água devem ter concentrações substancialmente menores (ou não quantificáveis) em comparação com o restante das amostras.
  2. Avalie o tamanho da biblioteca de amostras rodando as amostras em uma máquina automatizada de eletroforese capilar.
  3. Alternativamente, se não houver uma máquina automática de eletroforese capilar, amplifique ainda mais 1-2 μL da amostra realizando uma reação de PCR com primers universais Illumina, e então eletrônese de 10 μL do produto final em um gel de agarose a 2%. Descarte materiais usados como resíduos químicos perigosos, em conformidade com as regulamentações locais.
    NOTA: O comprimento ideal da biblioteca é aproximadamente 400–500 pares de bases, portanto futuras incubações de fragmentação devem ser ajustadas de acordo se os tamanhos das bibliotecas forem maiores ou menores do que o desejado. Além disso, é fundamental avaliar a presença de dímeros adaptadores, que têm aproximadamente 150 pares de bases de comprimento e ocorrem quando duas moléculas adaptadoras se ligam, inadvertidamente, sem sequência de inserção. Mesmo que presentes em poucas quantidades, dímeros adaptadores tendem a agrupar e sequenciar eficientemente na célula de fluxo, reduzindo a proporção de leituras utilizáveis durante uma execução de sequenciamento. Assim, se houver dímeros adaptadores, realize uma purificação adicional de esferas magnéticas com uma proporção de 0,8x de esferas magnéticas SPRI. (Vale ressaltar que, se >10% da amostra for um dímero adaptador, pode ser necessário 2 a 3 ciclos de purificação magnética da esfera para remover a maioria dos dímeros adaptadores).
  4. Para garantir uma profundidade semelhante de sequenciamento entre amostras dentro da mesma sequência, é necessário agrupar quantidades equimolares de cada amostra. Se os tamanhos das bibliotecas forem comparáveis em todas as amostras, basta juntar massas equivalentes de cada biblioteca de RNA e repetir separadamente para cada biblioteca de DNA.

6. Considerações de sequenciamento

  1. As amostras agrupadas agora estão prontas para sequenciamento em dispositivos de sequenciamento Illumina. Se o sequenciamento for feito internamente (em vez de via uma instalação especializada de núcleo), desnature e dilua cuidadosamente as bibliotecas agrupadas de acordo com as instruções do dispositivo de sequenciamento antes de carregar o pool no cartucho de reagentes (a concentração típica é de 4 nM para a maioria das plataformas de sequenciamento Illumina).
  2. Calcule a profundidade estimada de sequenciamento dividindo o rendimento esperado de dados para a célula de fluxo Illumina pelo número de amostras multiplexadas na execução.
    NOTA: Determinar a profundidade de sequenciamento desejada depende de vários fatores, incluindo custo, o dispositivo de sequenciamento utilizado e os objetivos do experimento. Dois exemplos de diferentes profundidades de sequenciamento são apresentados abaixo na seção de Resultados Representativos.

7. Análise de dados para detecção de patógenos

  1. Utilize a plataforma web de código aberto Chan Zuckerberg ID (CZID, https://www.czid.org, Illumina mNGS Pipeline v8.3) para realizar a análise metagenômica para detecção de patógenos. O CZID também inclui opções para enviar amostras via interface de linha de comando e transferência direta de uma conta Illumina BaseSpace para o CZID. Uma visão detalhada da análise de dados CZID mNGS está disponível em https://chanzuckerberg.zendesk.com/hc/en-us/articles/13770737266196-Guide-to-mNGS-Data-Analysis
  2. Faça login no CZID, clique em "upload", selecione "metagenômica" para o tipo de análise e selecione os arquivos fastq de entrada da execução de sequenciamento. Insira as informações necessárias para cada amostra, incluindo nome da amostra, tipo de amostra (LCR) e nucleotídeo (RNA ou DNA).
    NOTA: Os arquivos enviados passam por processamento automatizado via pipeline CZID, que incorpora várias ferramentas computacionais como STAR, Bowtie2, Trimmomatic, PriceSeq e GSNAP, entre outras, para remover leituras de baixa qualidade e sequências de leitura humana. O pipeline então alinha e monta as sequências filtradas utilizando os bancos de dados de nucleotídeos (NT) e proteínas (NR) do Centro Nacional de Informação em Biotecnologia (NCBI) por meio dos programas de software Minimap2 e DIAMOND, respectivamente. A saída final do CZID inclui contagens de táxons NT/NR e contagens contig (segmentos contíguos e sobrepostos gerados durante a montagem) para cada amostra.
  3. Depois de processado, clique na pasta do projeto que contém os exemplos e navegue até o painel de resumo.
  4. Desça para examinar o número de leituras por amostra (e compare com o número esperado de leituras com base na célula de fluxo Illumina usada e no número de amostras multiplexadas na execução de sequenciamento), a porcentagem de leituras passando pelo filtro de controle de qualidade e a taxa de compressão duplicada para avaliar a superamplificação de PCR enviesada.
  5. A presença de contaminação por fragmentos de ácidos nucleicos ambientais – adquiridos durante o processo de coleta de amostras de LCR ou durante a extração/preparação da biblioteca – é uma ocorrênciacomum 20. Para determinar se as leituras bacterianas, fúngicas e parasitárias são verdadeiros positivos, métodos potenciais que utilizam as contagens normalizadas de leitura (leituras por milhão, ou rPM) podem ser considerados:
    1. Crie um modelo de fundo (por exemplo, usando amostras de água que tenham sido extraídas, preparadas e sequenciadas) diretamente dentro do CZID para filtrar quaisquer táxons com rPMs que sejam semelhantes ou menores em abundância em relação ao modelo de fundo (e, portanto, provavelmente representem contaminação). Dentro da pasta do projeto, marque cada uma das amostras de controle de água e depois clique em "modelo de fundo" para criar. Ao analisar cada amostra, selecione o modelo de fundo e clique em "filtros de limiar" para aplicar uma "Pontuação NTZ" > 1 (ou superior) para filtrar contaminantes prováveis.
    2. Utilize limiares de rPM pré-especificados, comoa amostra de rpM > 10* (controles médios de rPM) ou log10 (amostra de rPM) pelo menos 1 log maior que log 10 (média derPM de toda a coorte). Primeiro, baixe o rpm específico do táxon para cada amostra verificando cada amostra na página do projeto, clicando em baixar e selecionando "Resultados Combinados de Táxons de Amostra." O arquivo de .csv resultante pode ser analisado usando softwares estatísticos como R ou Stata, conforme desejado.
      NOTA: Dada a menor abundância relativa de patógenos virais, qualquer vírus com potencial neuroinvasivo conhecido e pelo menos uma leitura alinhada ao genoma viral deve ser considerado um resultado positivo (e, idealmente, confirmado por mNGS repetido ou testes clínicos específicos do patógeno). Além disso, o pipeline analítico exige que cada leitura no arquivo fastq esteja computacionalmente alinhada ao genoma de referência mais provável no banco de dados NCBI. Como resultado, algumas leituras podem ser relativamente não específicas para um patógeno específico e teoricamente poderiam ter se alinhado a uma ampla gama de organismos, em vez do táxon específico atribuído na CZID. Diante desse risco, a confirmação manual dos chamados positivos deve ser realizada confirmando o alinhamento via a ferramenta web NCBI BLAST (as leituras específicas de um táxon podem ser enviadas diretamente do CZID para o NCBI BLAST clicando no ícone de explosão ao lado do táxon relevante).

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Resultados

Controle de qualidade em bibliotecas
Após a extração de DNA/RNA, a concentração medida do DNA extraído geralmente é de 1–10 ng/μL. No entanto, a concentração do RNA extraído é frequentemente da ordem de pg/μL, e por isso é frequentemente indetectável por espectrofotômetros. Após a preparação da biblioteca, as bibliotecas de cDNA e DNA purificadas e amplificadas geralmente estão em concentrações de 0,5–10 ng/μL e 10–30 ng/μL, respectivamente. Os dados de eletroforese c...

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Discussão

Há considerações importantes que podem exigir alterações a esse protocolo, dependendo da profundidade de sequenciamento desejada, da plataforma de sequenciamento utilizada e da disponibilidade de equipamentos para controle de qualidade. No entanto, as duas coortes representativas apresentadas aqui demonstram que a detecção robusta de patógenos é possível em uma ampla gama de condições experimentais. Especificamente, a Coorte B demonstrou que, apesar de várias medidas de economia de custo...

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Divulgações

M.R.W. recebe financiamento de bolsas de pesquisa não relacionadas da Roche/Genentech, Novartis e Kyverna Therapeutics, e é fundador e membro do conselho da Delve Bio Inc. Ele prestou serviços de consultoria para Pfizer, Vertex Pharmaceuticals, Ouro Medicines e Indapta Therapeutics.

Agradecimentos

Este estudo foi financiado pelo Fogarty International Center dos National Institutes of Health sob o Prêmio Número D43TW009343. Gostaríamos de agradecer aos muitos pesquisadores do Wilson Lab, UCSF e CZI que contribuíram para o desenvolvimento e otimização dos protocolos mNGS para diversas aplicações de pesquisa ao longo dos últimos anos.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tira de tubos PCR de 0,2mLEppendorf30124359
Tubos de ligação de DNA de 1,5 mLEppendorf30108051
Tubos Safe Lock de 1,5 mLEppendorf30120191
Mistura de RNA com Pico de ERCCThermo Fisher4456740
Reagentes D1000 de Alta SensibilidadeAgilent5067-5585
Mistura Mestre de Amplificação da Biblioteca Invitrogen CollibriThermo FisherA38539050
Mastercycler x50Thermo Fisher6311000010
NEBNext Multiplex Oligos para IlluminaBiolaboratórios da Nova Inglaterra7335S/L
Kit de Preparação da Biblioteca de DNA NEBNext Ultra IIBiolaboratórios da Nova InglaterraE7645
Kit de Preparação da Biblioteca de RNA NEBNext Ultra II para IlluminaBiolaboratórios da Nova InglaterraE7770
NextSeq 500/550 Kit de Alta Saída v2.5 (150 Ciclos)Illumina20024907
NextSeq 550IlluminaN/a
QIAseq FastSelect -rRNA HMR KitQuiagen334386
Kit de Ensaio de Alta Sensibilidade Qubit 1X dsDNAQubitP33230
Fluorômetro Qubit 4Thermo FisherN/A
Kit Microprep Plus de DNA/RNA rápido  ZymoD7005
TapeStation 4150AgilentG2992AA

Referências

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