Artigo de método

Estabelecimento de um modelo de imunossupressão induzida por sepse em camundongos por instilação intranasal de bactérias

119 vistas

⸱

DOI:

10.3791/70150

⸱

12 de junho de 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Trauma Medical Center, Daping Hospital, State Key Laboratory of Trauma and Chemical Poisoning, Burns and Combined Injury, Army Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, Daping Hospital, Army Medical University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para estabelecer um modelo de imunossupressão de sepse em camundongos por meio da instilação intranasal de Klebsiella pneumoniae e validamos o modelo por meio de vários indicadores.

Resumo

Sepse é uma falência de órgão potencialmente fatais causada pela resposta inadequada do hospedeiro à infecção. A pneumonia é a principal causa de sepse. Modelos animais são ferramentas importantes para estudar a patogênese da sepse e avaliar novas estratégias de tratamento. Modelos animais anteriores de sepse não possuíam vias naturais de infecção, tornando difícil refletir com precisão o processo clínico de infecção.

Este estudo introduziu um modelo de imunossupressão de sepse em camundongos, estabelecido por instilação intranasal de Klebsiella pneumoniae (KP) para simular a via natural da infecção respiratória. Após modelagem com diferentes concentrações de KP, a inflamação do modelo foi avaliada em 12 horas para os níveis de interleucina-6 de citocinas (IL-6), e o dano aos órgãos foi avaliado em 24 horas para os níveis de alanina aminotransferase (ALT), aspartato aminotransferase (AST), creatina quinase (CK) e nitrogênio ureico no sangue (BUN). A taxa de sobrevivência do modelo foi analisada após 7 dias. A porcentagem de linfócitos e glóbulos brancos, a proporção de expressão do complexo principal de histocompatibilidade classe II (MHC-II) em monócitos e a intensidade média de fluorescência (MFI) de IL-10 e TGF-β1 em células T CD4+ foram observadas para avaliar a imunsupressão em camundongos. Após 7 dias de modelagem, uma infecção secundária foi realizada por instilação intranasal de Pseudomonas aeruginosa (PA). A carga bacteriana no fluido de lavagem broncoalveolar (BALF) 24 horas após a infecção secundária e a taxa de mortalidade em 14 dias foram avaliadas para avaliar melhor a imunsupressão do modelo.

A instilação nasal de Klebsiella pneumoniae em alta concentração pode induzir efetivamente uma imunossupressão. Seu objetivo é simular a sepse induzida por uma via natural de infecção respiratória e fornecer um modelo padrão para a pesquisa sobre sepse em animais.

Introdução

Sepse é uma falência orgânica potencialmente fatatal, resultante da resposta inadequada do hospedeiro àinfecção 1,2,3. É uma das principais causas de morte nas unidades de terapia intensiva (UTIs). Globalmente, há 48,9 milhões de casos de sepse anualmente, com 11 milhões de mortesassociadas 4. Apesar dos avanços recentes em terapias anti-infecciosas e tecnologias de suporte de órgãos, a patogênese da sepse ainda é incompletamente compreendida, e opções específicas de tratamento são insuficientes. Assim, a sepse tornou-se um foco e desafio chave na pesquisa médicaclínica 4.

Modelos animais desempenham um papel insubstituível na pesquisa médica básica e translacional, servindo como ferramentas essenciais para investigar a patogênese da sepse e avaliar novas estratégias terapêuticas. Ao simular os processos fisiopatológicos da sepse humana, esses modelos não apenas facilitam a exploração de mecanismos-chave como distúrbios imunológicos e disfunção de órgãos, mas também fornecem uma plataforma experimental para triagem de drogas e desenvolvimento de estratégias de intervenção. Entre vários modelos animais, camundongos são os mais comumente usados em pesquisas sobre sepse devido ao seu histórico genético bem definido, extensa pesquisa sobre seu sistema imunológico e facilidade de manipulação.

Atualmente, vários modelos animais para sepse baseados em diferentes paradigmas estão disponíveis, incluindo modelos de endotoxinas, modelos de infusão bacteriana, modelos de ligadura e punção cecal (CLP) e modelos de peritonite do stent do cólon ascendente (CASP) 5. No entanto, esses modelos carecem de rotas naturais de infecção, tornando difícil refletir verdadeiramente o processo clínico de infecção. Estudos relataram que pneumonia é a principal causa de sepse nos EstadosUnidos. Portanto, estabelecer um modelo de sepse em camundongos que imite rotas naturais de infecção, apresente características imunossupressoras e seja fácil de operar com alta reprodutibilidade é de grande importância para pesquisas aprofundadas sobre os mecanismos imunes da sepse e para avaliar possíveis estratégias de intervenção.

Klebsiella pneumoniae (KP) representa de 3% a 8% de todas as infecções bacterianashospitalares 7,8,9. Essa bactéria pode entrar no corpo por vários portais, incluindo os tratos respiratório, gastrointestinal e urinário, além da pele, e infecções causadas pela KP apresentam um prognóstico ruim, especialmente em pacientesimunocomprometidos 7,10. Considerando que a pneumonia é a principal causa de sepse e a KP é um patógeno respiratório comum associado a desfechos negativos, a KP é uma candidata ideal para estabelecer um modelo de sepse clinicamente relevante.

Embora uma variedade de modelos animais de infecção por KP, incluindo o método intranasal, já tenham sidoestabelecidos anteriormente 11, apenas alguns estudos focaram em otimizar o modelo para induzir a imunossupressão associada à sepse ou em definir a concentração ótima de KP para o estabelecimento do modelo. Essa lacuna limita a utilidade dos modelos KP existentes para estudar a disfunção imune induzida por sepse.

Para atender a essa necessidade, estabelecemos um modelo de imunossupressão induzida por sepse em camundongos por meio da instilação intranasal de KP. Comparado aos modelos existentes, esse modelo simula as vias naturais das infecções respiratórias. O modelo foi ainda validado para fornecer um método para pesquisas subsequentes.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os procedimentos experimentais descritos neste artigo foram aprovados pelo Comitê de Bem-Estar e Ética de Animais de Laboratório da Terceira Universidade Médica Militar (SCXK(PLA)20120031).

1. Animais experimentais

  1. Use C57BL/6 camundongos, machos, de 8 a 10 semanas, pesando 23–28 g (Licença Animal nº: SCXK (Xiang) 2019-0004). Alojar os camundongos em um ambiente específico livre de patógenos (FPS), com livre acesso a comida e água. Manter as condições da habitação da seguinte forma: temperatura ambiente de (24 ± 2ºC), umidade de 50%–55% e ciclo claro e escuro de 12 h/12 h.

2. Preparação bacteriana

  1. Use uma cepa adequada. Aqui, use a cepa 43816 da Klebsiella pneumoniae American Type Culture Collection (ATCC).
  2. Prepare um meio de cultivo apropriado (caldo Luria-Bertani [LB]).
  3. Prepare as bactérias para a instilação.
    1. Escolha uma única colônia e inocule-a em 5 mL de LB de caldo, depois incube durante a noite (12 horas) em um shaker a 37 °C e 220 rpm.
    2. Transfira a cultura bacteriana durante a noite para o caldo LB fresco e a cultura por 3–4 horas até atingir o estágio de crescimento de alta densidade (densidade óptica a 600 nm [OD600] ≈ 0,8).
    3. Após diluir a solução bacteriana, pegue 100 μL e adicione no fundo do recipiente de cultura contendo o meio sólido. Coloque-o em uma incubadora a 37 °C por 12 horas, conte o número de colônias e obtenha a concentração de KP em 2 × 109 UFC/mL, ou seja,OD 600 ≈ 0,8.
    4. Ajuste a concentração da bactéria usando uma solução de NaCl a 0,9%. Prepare três suspensões bacterianas com concentrações de 1 × 108 CFU/mL, 1 × 106 CFU/mL e 1 × 104 CFU/mL para uso subsequente.

3. Infecção por instillação intranasal (Figura 1)

  1. Anestesie o camundongo por meio de injeção intraperitoneal de pentobarbital de sódio a 2% em uma dose de 2 μL/g (Figura 1A,B).
  2. Quando o camundongo apresentar consciência reduzida, mas mantiver o reflexo de deglutição, aspire 50 μL da suspensão bacteriana (ou solução de NaCl 0,9% como controle) usando uma micropipeta.
  3. Segure suavemente o pescoço do mouse com o polegar colocado na frente do pescoço e segure delicadamente o corpo do mouse com o resto dos dedos. Incline a cabeça do mouse para trás (Figura 1C).
  4. Injete lentamente a suspensão bacteriana nas narinas do rato usando uma pipeta (aproximadamente 5–10 μL por gota). Injete uma gota em uma narina de cada vez (Figura 1D).
  5. Após observar que o camundongo inalou a suspensão, levante-o rapidamente e depois abaixe-o lentamente para promover a inalação da suspensão nos brônquios (Figura 1E,F).
  6. Repita os passos acima, alternando as instilações na outra narina até que o camundongo tenha inalado completamente a suspensão bacteriana de 50 μL.
  7. Se o rato tossir, suspirar ou não conseguir inalar a solução bacteriana durante a operação, permita que ele descanse e observe. Depois que a situação se estabilizar, continue a etapa de inalação para garantir que o camundongo inale toda a solução bacteriana (ou 0,9% de NaCl).
  8. Fixe o mouse em posição supina em uma placa inclinada a 60°. Se a temperatura do ambiente estiver baixa, use um aquecedor para ajudar o rato a se recuperar. Monitore o camundongo até que ele se recupere totalmente da anestesia, depois devolva-o à gaiola com condições ideais de temperatura, água suficiente e comida.

4. Avaliação do modelo

NOTA: Quatro grupos de modelos camundongos foram estabelecidos pelo método de instillação intranasal mencionado anteriormente, a saber: o grupo controle (grupo A, infundido com PBS), o grupo de concentração 1 × 104 KP (grupo B), o grupo de concentração 1 × 106 KP (grupo C) e o grupo de concentração 1 × 10de 8 KP (grupo D). O modelo foi avaliado usando os seguintes métodos:

  1. Avalie os indicadores inflamatórios a 12 horas.
    1. Às 12 horas após a instilação intranasal de KP, colete sangue (≥ 300 μL) por punção cardíaca (n = 5 por grupo). Separe o soro por centrifugação (1000 × g, 10 min) e utilize-o para a detecção da citocina interleucina-6 (IL-6).
  2. Avaliação de danos aos órgãos 24 horas
    1. Às 24 horas após a instilação intranasal de KP, utilize o soro para detecção de indicadores bioquímicos (n = 5 por grupo). Entre esses indicadores, utilizam alanina aminotransferase (ALT) e aspartato aminotransferase (AST) para avaliar danos ao fígado, creatina quinase (CK) para danos musculares e nitrogênio ureia no sangue (BUN) para danos renais.
  3. Avaliação dos sintomas
    1. Monitore o peso corporal do camundongo diariamente e observe a condição dos pelos, nível de atividade e outros parâmetros.
  4. Citocinas e células imunes de 7 dias
    1. Aos 7 dias após a modelagem (n = 10 [A/B], n = 15 [C], n = 40 [D]), colete sangue periférico por punção cardíaca para análise de citometria de fluxo para avaliar as porcentagens de linfócitos, a proporção de expressão do complexo principal de histocompatibilidade classe II (MHC-II) em monócitos, a intensidade média de fluorescência (IMF) de IL-10 e TGF-β1 em células T CD4+ .
    2. Processamento de tecidos
      1. Misture amostras de sangue (100 μL) com tampão de lise de glóbulos vermelhos (300 μL) em uma razão de volume de 1:3. Após 15 minutos de lise de eritrócitos em temperatura ambiente, centrifuge a mistura a 400 × g por 5 minutos e descarte o sobrenadante.
      2. Ressuspenda o pellet em 200 μL de tampão de lise de glóbulos vermelhos (razão de volume = 1:2) e incube por 10 minutos para a lise secundária.
      3. Após outra centrifugação a 400 × g por 5 minutos, remova o sobrenadante e resuspenda o pellet em 100 μL de tampão de coloração celular.
      4. Adicione 1 μL de cada anticorpo de citometria de fluxo às amostras. Brevemente, adicione CD45 para coloração linfócitoa; CD45, CD116, Ly6G, Ly6C e MHC-II para detecção de MHC-II; Anticorpos CD45, CD3, CD4, CD8 e CD25 para a medição de IL-10 e TGF-β1. A razão de diluição para cada anticorpo listado acima é 1:100.
      5. Incube todas as amostras a 4 °C por 30 minutos no escuro. Depois, adicione 1 mL de tampão de coloração celular e depois centrifuge a 400 × g por 5 minutos; Descarte o sobrenadante.
      6. Para a detecção de linfócitos e MHC-II, ressuspenda 400 μL de tampão de coloração celular antes da análise por citometria de fluxo.
      7. Subsequentemente, execute procedimentos para a detecção de IL-10 e TGF-β1 seguindo os passos 4.4.2.8–4.4.2.12:
      8. Adicione 1 mL de buffer de fixação e incube as amostras a 4ºC no escuro por 60 minutos.
      9. Após adicionar 1 mL de tampão de perm, centrifuge a mistura a 400 × g por 5 minutos e descarte o sobrenadante.
      10. Ressuspenda o pellet celular em 100 μL de tampão de perm, seguido pela adição de 1 μL de cada um dos anticorpos Foxp3, IL-10 e TGF-β1. Incube as amostras a 4 °C por 30 minutos no escuro.
      11. Em seguida, adicione 1 mL de tampão permanente e centrifuge a 400 × g por 5 minutos antes de remover o sobrenadante.
      12. Por fim, resuspenda as células em 400 μL de tampão de coloração celular e detecte por citometria de fluxo.
    3. Estratégia de gate
      1. Para detectar linfócitos, exclua detritos e doublets no gráfico FSC-A/FSC-H. Identifique o total de leucócitos como eventos CD45⁺. Limite os linfócitos com base em FSC/SSC baixo dentro da população CD45⁺.
      2. Para detectar MHC-II, primeiro leucócitos de porta em FSC-A/SSC-A para excluir detritos, seguido pela seleção de células CD45⁺. Identifique as células mieloides como CD11b⁺, com neutrófilos excluídos pela negatividade de Ly6G. Defina monócitos clássicos como células Ly6G⁻ Ly6Chi e avalie a expressão do MHC-II dentro dessa população.
      3. Para detectar IL-10 e TGF-β1, exclua detritos e duplos por FSC-A/SSC-A e FSC-A/FSC-H. Identificar o total de células T como eventos CD45⁺CD3⁺. Dentro da população CD4⁺CD8⁻, identifique os Tregs como células CD25⁺FOXP3⁺. Quantifique as células TGF-β⁺ no subconjunto Treg e avalie a expressão de IL-10 em todas as células T CD4⁺. Defina todos os portas positivos usando controles FMO.
  5. Contagem bacteriana no líquido de lavagem broncoalveolar (BALF) às 24 horas após infecção secundária
    1. No sétimo dia após o estabelecimento do modelo (n = 5 [A/B], n = 10 [C], n = 40 [D]), submeta o camundongo à instillação intranasal de 50 μL de Pseudomonas aeruginosa (PA) (em concentração de 6,8 × 10UFC /mL) usando o método de instilação intranasal mencionado.
    2. Às 24 horas após a infecção secundária com PA, colete 1,5 mL de líquido de lavagem broncoalveolar (BALF). Dilua serialmente o BALF, coloque-o em substrato líquido LB e incube-o em uma incubadora de temperatura constante a 37 °C por 24 horas antes da contagem da colônia.
    3. Siga estes passos para a coleta do BALF.
      1. Anestesie profundamente o camundongo (2,5 μL/g 2% pentobarbital de sódio) ou eutanásia (7,5 μL/g 2% pentobarbital de sódio) de forma humana e coloque-o em posição supina com o pescoço hiperestendido.
      2. Faça uma incisão cervical na linha média para expor a traqueia. Insira um cateter rombudo de 24-G na traqueia até logo além da carina e prenda-o com uma sutura.
      3. Injete e retire suavemente PBS estéril e gelado (0,5 mL por alíquota) usando uma seringa de 1 mL. Repita esse ciclo de lavagem de 3 a 5 vezes. Realize esse processo 3 vezes, resultando em um volume total de lavagem de 1,5 mL.
  6. Análise de sobrevivência
    1. Use uma coorte separada de camundongos para análise de sobrevivência (n = 10 [A/B/C], n = 40 [D]).
    2. Registre o status de sobrevivência dos camundongos em até 7 dias após a infecção.
    3. Após a infecção secundária com PA, observe a taxa de mortalidade dos camundongos do dia 7 ao dia 14.
    4. Após a observação, anestesie profundamente os camundongos com isoflurano (5%) e eutanasia-os por injeção intraperitoneal de uma overdose de pentobarbital sódico (150 mg/kg), com morte confirmada por luxação cervical.
  7. Análise estatística
    1. Realizar testes de normalidade e homogeneidade de variância nos dados quantitativos.
    2. Para comparações entre grupos, utilize-se a análise unidirecional da variância (ANOVA) se os dados forem normalmente distribuídos e apresentarem variância homogênea; caso contrário, use testes não paramétricos.
    3. Realize a análise de sobrevivência usando o método Kaplan-Meier. Use os modelos de efeitos mistos para testar diferenças nas mudanças de peso corporal entre grupos em diferentes momentos de tempo. Considere um valor-p ≤ 0,05 estatisticamente significativo.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Às 12 horas após a instilação intranasal, o nível sérico de IL-6 no grupo 1 × 108 KP aumentou significativamente (p < 0,0001, n = 5) (Figura 2A). Às 24 horas após a instilação intranasal, os níveis séricos de ALT (p < 0,01, n = 5) (Figura 2B), AST (p < 0,01, n = 5) (Figura 2C), CK (p < 0,01, n = 5) (Figura 2D) e BUN (p < 0,001, n = 5) (Fi...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

A sepse é uma síndrome clínica complexa, e o estado imunossupressor característico em seu estágio avançado é um fator chave que leva à morte do paciente12,13. Portanto, modelos pré-clínicos que simulam com precisão a fisiopatologia da imunossupressão induzida por sepse são cruciais para a exploração aprofundada de seus mecanismos e o desenvolvimento de novas terapias. Neste estudo, estabelecemos e validamos com sucesso um modelo ...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores declaram não haver conflito de interesses.

Agradecimentos

Esse trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (82222038 e 81970259), pelo Talento Jovem Excepcional da Biotecnologia de Defesa Nacional (2023-JCJQ-ZQ-001 e 01-SWKJYCJJ06) e pelo Fundo de Ciência Chongqing para Jovens Acadêmicos Distintos (CSTB2022NSCQ-JQX0017).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Biochemical incubatorYSEISHH-150LIncubação bacteriana
C57BL/6J miceVital River Laboratories8-10 semanas, macho
CD116bBioLegend101257Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
CD25BD bioscience740447Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
CD3BioLegend100203Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
CD4BioLegend100544Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
CD45BioLegend103116Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
CD8BioLegend100752Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
Buffer de coloração celular BioLegend420201
Agitador de temperatura constanteHonourHNY-100BCultivo bacteriano
Citômetro de fluxoBeckman CoulterCytoFLEXAnálise de citometria de fluxo
Centrífuga de alta velocidadeBeckman CoulterAIIEGRA
IDEXX catalyst oneIDEXXCatalyst OneAnálise bioquímica
IL-10BioLegend505026Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
Seringa de insulina WEGO1mLColeta de sangue
Klebsiella pneumoniae ATCC 43816biobw.orgbio-81659
LB Broth (pó)SolarbioL1010Meio de cultura líquida LB
LB Broth (pó)SolarbioL1015Placa de ágar LB
LY6CBioLegend128010Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
Ly6GBioLegend127606Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
MHC-IIBioLegend107622Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
MicropipetaEppendorfP100
Buffer de lise de glóbulos vermelhosSolarbioR1010
EspectrofotometroEppendorfEppendorf6131Medição de densidade óptica
Software estatísticoGraphPad SoftwareGraphpad Prism10.0
Pontas de pipeta estéreis e livres de enzimasBiosharp200μL
Buffer diluente TFBD Pharmingen51-90008101
Buffer fix/perm TFBD Pharmingen51-90008100
Buffer perm/wash TFBD Pharmingen51-90008102
TGF-β1BioLegend141406Anticorpos de fluxo (Anti-Mouse)
Leitor de microplaca multimodo Varioskan LUXThermo ScientificVarioskan LUX 

Referências

  1. Singer, M., et al. The third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
  2. Shankar-Hari, M., et al. Developing a new definition and assessing new clinical criteria for septic shock: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 775-787 (2016).
  3. Seymour, C. W., et al. Assessment of clinical criteria for sepsis: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 762-774 (2016).
  4. Meyer, N. J., Prescott, H. C. Sepsis and septic shock. N Engl J Med. 391 (22), 2133-2146 (2024).
  5. Kingsley, S. M., Bhat, B. V. Differential paradigms in animal models of sepsis. Curr Infect Dis Rep. 18 (9), 26(2016).
  6. Hansen, V., Oren, E., Dennis, L. K., Brown, H. E. Infectious disease mortality trends in the United States, 1980-2014. JAMA. 316 (20), 2149-2151 (2016).
  7. Ashurst, J. V., Dawson, A. Klebsiella pneumonia. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  8. Jondle, C. N., Gupta, K., Mishra, B. B., Sharma, J. Klebsiella pneumoniae infection of murine neutrophils impairs their efferocytic clearance by modulating cell death machinery. PLoS Pathog. 14 (10), e1007338(2018).
  9. Aghamohammad, S., et al. First report of extended-spectrum betalactamase-producing Klebsiella pneumoniae among fecal carriage in Iran: high diversity of clonal relatedness and virulence factor profiles. Microb Drug Resist. 26 (3), 261-269 (2020).
  10. Bengoechea, J. A., Sa Pessoa, J. Klebsiella pneumoniae infection biology: living to counteract host defenses. FEMS Microbiol Rev. 43 (2), 123-144 (2019).
  11. Assoni, L., et al. Animal models of Klebsiella pneumoniae mucosal infections. Front Microbiol. 15, 1367422(2024).
  12. Hotchkiss, R. S., Monneret, G., Payen, D. Sepsis-induced immunosuppression: from cellular dysfunctions to immunotherapy. Nat Rev Immunol. 13 (12), 862-874 (2013).
  13. Van Der Poll, T., Van De Veerdonk, F. L., Scicluna, B. P., Netea, M. G. The immunopathology of sepsis and potential therapeutic targets. Nat Rev Immunol. 17 (7), 407-420 (2017).
  14. Diboue Betote, P. H., et al. Sex-dependent vulnerability for Wistar rats model following intranasal instillation with Klebsiella pneumoniae ATCC 43816 causing lobar pneumonia. Pneumonia. 16 (1), 5(2024).
  15. Leus, I. V., Zgurskaya, H. I. No two are alike: on the role of Klebsiella pneumoniae permeability barriers in antibiotic susceptibility and persistence. Antimicrob Agents Chemother. 69 (8), e0008525(2025).
  16. Siempos, I. I., et al. Cecal ligation and puncture-induced sepsis as a model to study autophagy in mice. J Vis Exp. (84), e51066(2014).
  17. Vincent, J. L., et al. International study of the prevalence and outcomes of infection in intensive care units. JAMA. 302 (21), 2323-2329 (2009).
  18. Prescott, H. C., Angus, D. C. Enhancing recovery from sepsis: a review. JAMA. 319 (1), 62-75 (2018).
  19. Barichello, T., Generoso, J. S., Singer, M., Dal-Pizzol, F. Biomarkers for sepsis: more than just fever and leukocytosis-a narrative review. Crit Care. 26 (1), 14(2022).
  20. Vulliamy, P. E., Perkins, Z. B., Brohi, K., Manson, J. Persistent lymphopenia is an independent predictor of mortality in critically ill emergency general surgical patients. Eur J Trauma Emerg Surg. 42 (6), 755-760 (2016).
  21. Pei, F., et al. Expert consensus on the monitoring and treatment of sepsis-induced immunosuppression. Mil Med Res. 9 (1), 74(2022).
  22. Lang, J. D., Matute-Bello, G. Lymphocytes, apoptosis and sepsis: making the jump from mice to humans. Crit Care. 13 (1), 109(2009).
  23. Wu, H., et al. Predictive value of the neutrophil-to-lymphocyte ratio in the prognosis and risk of death for adult sepsis patients: a meta-analysis. Front Immunol. 15, 1336456(2024).
  24. Siegler, B. H., et al. Postoperative abdominal sepsis induces selective and persistent changes in CTCF binding within the MHC-II region of human monocytes. PLoS One. 16 (5), e0250818(2021).
  25. Pachot, A., et al. Messenger RNA expression of major histocompatibility complex class II genes in whole blood from septic shock patients. Crit Care Med. 33 (1), 31-38 (2005).
  26. Padovani, C. M., Yin, K. Immunosuppression in sepsis: biomarkers and specialized pro-resolving mediators. Biomedicines. 12 (1), 175(2024).
  27. Misra, A. K., Levy, M. M., Ward, N. S. Biomarkers of immunosuppression. Crit Care Clin. 36 (1), 167-176 (2020).
  28. Monneret, G., et al. The anti-inflammatory response dominates after septic shock: association of low monocyte HLA-DR expression and high interleukin-10 concentration. Immunol Lett. 95 (2), 193-198 (2004).
  29. Bergmann, C. B., et al. Potential targets to mitigate trauma- or sepsis-induced immune suppression. Front Immunol. 12, 622601(2021).
  30. Van Vught, L. A., et al. Incidence, risk factors, and attributable mortality of secondary infections in the intensive care unit after admission for sepsis. JAMA. 315 (14), 1469-1479 (2016).
  31. Jones-Nelson, O., et al. The neutrophilic response to Pseudomonas damages the airway barrier, promoting infection by Klebsiella pneumoniae. Am J Respir Cell Mol Biol. 59 (6), 745-756 (2018).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Modelo de Sepse em CamundongosKlebsiella pneumoniaeModelo de Infec o Respirat riaAvalia o de CitocinasAvalia o de Danos Org nicosInfec o Secund riaPorcentagem de Linf citosExpress o de MHC II
Vídeo em breve

Artigos relacionados