Artigo de método

Geração do modelo de camundongo de ativação imunológica materna gestacional precoce para avaliar a inflamação pré-natal no neurodesenvolvimento

DOI:

10.3791/70352

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24 de março de 2026

 ,  ,  , 
1Department of Cell Biology, College of Medicine, University of Oklahoma, 2Graduate Program in Neuroscience, College of Medicine, University of Oklahoma

Neste artigo

Resumo

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O artigo fornece um protocolo abrangente para gerar um modelo de camundongos de ativação imunológica materna (MIA) para estudar os efeitos da inflamação gestacional precoce no neurodesenvolvimento, incluindo métricas-chave para garantir confiabilidade e reprodutibilidade.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os transtornos neurodesenvolvimentais (NDDs) surgem de interações complexas entre fatores de risco genéticos e ambientais, incluindo a ativação imune pré-natal. A ativação imunológica materna (MIA) em camundongos é um modelo amplamente utilizado para estudar contribuições ambientais para as NDDs; a variabilidade nos resultados experimentais limita a reprodutibilidade. Aqui, apresentamos um protocolo padronizado para induzir MIA durante a gestação inicial no dia embrionário 9,5 (E9,5) em camundongos, incorporando múltiplas métricas de controle de qualidade para avaliar a resposta imunológica e prever os desfechos da gravidez. Após a administração do ácido poliinosínico:policitílico (poli(I:C)), as citocinas séricas maternas são quantificadas para confirmar a ativação imune robusta, permitindo uma métrica de exclusão para os respondentes baixos. Trajetórias de peso materno de E0.5 a E12.5 são preditivas da viabilidade da ninhada, com as mães que produziram ninhadas apresentando padrões característicos de ganho de peso distintos das que perderam uma ninhada. Também observamos que o vendedor animal influenciou significativamente a resposta imune materna e a viabilidade da ninhada, enquanto a formulação poli(I:C) não foi um fator significativo. No geral, o protocolo fornece estratégias para aumentar a reprodutibilidade do modelo de MIA gestacional precoce e a viabilidade da prole, monitorando a resposta imunológica materna e as mudanças de peso, além de controlar os vendedores de animais, para estudar o efeito da ativação imunológica pré-natal no neurodesenvolvimento.

Introdução

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Estudos atuais de associação genômica identificaram centenas de alelos de risco, rearranjos cromossômicos e variantes do número de cópias que contribuem para a suscetibilidade ao transtorno neurodesenvolvimental (NDD) 1,2,3,4,5. No entanto, alterações genéticas conferem apenas um pequeno grau de risco aumentado, e as variantes em grande número de cópias com associações mais fortes afetam apenas uma pequena porcentagem doscasos 6. Além disso, estudos epidemiológicos em humanos revelam que fatores estressantes na infância inicial, como inflamação pré-natal, aumentam o risco de diagnóstico comNDD 7,8,9. Portanto, está bem estabelecido que fatores ambientais atuam em conjunto com fatores de risco genéticos na etiologia das NDDs, e modelos de camundongos são uma ferramenta importante para desvendar as contribuições de fatores de risco genéticos e ambientais no desenvolvimento cerebral e no risco de doenças. Embora modelos animais que avaliam fatores de risco genéticos para NDDs sejam amplamente aceitos devido aos seus resultados robustos e reprodutíveis, modelos que avaliam riscos ambientais têm dificuldade com padronização consistente e variabilidade nos fenótipos resultantes, como diferenças comportamentais ou neuroanatômicas em descendentesMIA 10,11,12,13,14,15,16,17. Por exemplo, parâmetros experimentais chave, como o momento gestacional do desafio imunológico, variabilidade no tipo e dosagem do estímulo imunológico, respostas maternas às citocinas e variabilidade da ninhada, como descendentes resilientes e suscetíveis, influenciam substancialmente os resultados experimentais, mas nem sempre são abordados em descrições metodológicas. Aqui está apresentado um protocolo padronizado para gerar ativação imunológica materna (MIA) precoce em camundongos, incluindo múltiplas verificações de controle de qualidade para garantir rigor e reprodutibilidade ao estudar como o estresse imunológico na vida precoce impacta o neurodesenvolvimento e os resultados de saúde.

Nossos objetivos são apresentar um protocolo para 1) melhorar a confiabilidade do modelo MIA e 2) caracterizar variáveis que possam contribuir para a heterogeneidade experimental. Em roedores, a MIA é comumente induzida pela administração sistêmica de estimulantes imunológicos como ácido poliinosínico:policitílico (poli(I:C)), um mimético viral, ou lipopolissacarídeo (LPS), um mimético bacteriano, em vários momentos gestacionais, incluindo o dia embrionário 9,5 (E9,5), E12,5, E15,5, E17,5, entreoutros 18,19. Essas manipulações induzem uma resposta robusta de citocinas maternas que altera o neurodesenvolvimento fetal e leva a fenótipos comportamentais e moleculares indicativos dosNDDs 20,21,22,23. No entanto, muitos estudos não avaliam rotineiramente a resposta imune materna, tornando difícil confirmar a força ou consistência da indução da MIA nosexperimentos 12, 14 e 24. Para resolver isso, estabelecemos múltiplas métricas de controle de qualidade e estabelecemos um limiar para a resposta materna de E9,5 MIA com base nos níveis de citocinas medidos no soro materno após a estimulação imune poli(I:C). Nossa abordagem permite uma dosagem mais precisa do estimulante imunológico e a identificação e exclusão de pessoas com baixa ou baixa resposta, melhorando, em última análise, a confiabilidade e a robustez do modelo. Embora raramente discutida em campo, baixa viabilidade da litação é uma limitação conhecida do modelo MIA, especialmente com indução em E9.5. Embora a indução no meio da gestação (E12.5) possa melhorar a viabilidade da ninhada, buscamos estabelecer pontos de controle durante a indução inicial da miúdo da ninhada gestacional que possam ajudar a prever a viabilidade da ninhada e, adicionalmente, identificar variáveis que aumentam o sucesso reprodutivo.

A MIA é um modelo valioso para estudar os efeitos ambientais no neurodesenvolvimento porque, ao contrário dos modelos in vitro, que isolam células do ambiente, a MIA utiliza o ambiente in utero para estudar os efeitos no neurodesenvolvimento da prole. Embora a MIA seja frequentemente usada sozinha para modelar NDDs, ela também pode ser combinada com modelos genéticos ou estressores adicionais da vida inicial, oferecendo insights sobre a complexa interação entre genes e ambiente ou estressores ambientais repetidos. Estudos combinaram MIA com roedores que possuem variantes genéticas de risco de NDD, como DISC1, CNTNAP2 e SHANK3, para demonstrar a interação sinérgica entre ambiente e genética 25,26,27,28,29. Além disso, um modelo de "dois hits" de estresse ambiental combinou a desaparecimento com um segundo estressor na infância, como estresse psicológico ou exposição a drogas na adolescência, levando pós-natal ao aparecimento ou exacerbação dos fenótipos 30,31,32. Juntas, essas abordagens destacam a versatilidade do modelo MIA, que pode ser usado sozinho ou em conjunto com outros fatores de risco ambientais ou genéticos.

Este artigo apresenta métodos passo a passo para induzir AMI em camundongos a fim de estudar os efeitos da inflamação pré-natal no neurodesenvolvimento. Inclui checkpoints para aumentar a reprodutibilidade e entender os diversos fatores que afetam a eficiência da MIA (Figura 1).

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Figura 1: Linha do tempo da geração dos MIA. As mães grávidas cronometradas recebem poli(I:C) ou soro fisiológico na E9,5, seguidas por uma coleta de sangue 3 horas depois. Os pesos maternos são coletados em E0,5, E9,5, E10,5, E11,5 e E12,5 para monitorar a progressão da gravidez após a injeção. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

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Protocolo

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Todos os experimentos com animais foram realizados de acordo com as diretrizes éticas da Universidade de Oklahoma e aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidado e Uso Animal (IACUC). Os animais eram alojados em gaiolas ventiladas individualmente sobre cama de celulose de 1/8 de polegada, com acesso ad libitum a comida e água, além de enriquecimento de gaiolas, incluindo um ninho e uma cabana. A instalação de criação animal é mantida em um ciclo de luz de 14 horas ligado e 10 horas desligado, de acordo com o Jackson Laboratory para refletir o fotoperíodo do final da primavera, uma época de pico de reprodução de camundongos.

Consulte a Tabela 1 para campos de dados específicos a serem coletados ao longo do protocolo. Consulte a tabela de estatísticas suplementares (Tabela Suplementar 1) e o GitHub (https://hayes-lab.github.io/2026_Camfield_JoVE/) para análises estatísticas detalhadas.

Tabela 1: Exemplo de folha de coleta de dados. Modelo de dados importantes para coletar durante a geração do modelo MIA. Por favor, clique aqui para baixar esta Tabela.

1. Geração de gestações cronometradas

  1. Prepare duas fêmeas de 8 a 10 semanas, C57BL/6, com machos reprodutores C57BL/6 no final da tarde ou à noite. Usar machos experientes de 2 a 10 meses isolados antes da reprodução resulta em gestações mais rápidas e confiáveis.
  2. Avalie as mulheres para tampões vaginais na manhã seguinte e continue verificando uma vez por dia até que ocorra o tampão. Importante destacar que as velas são temporárias e podem cair até a tarde se não forem verificadas pela manhã.
    NOTA: Para um protocolo detalhado para verificação de plugues, consulte Behringer et al. (2016)33.
  3. Após confirmar o tampão vaginal, pese a fêmea e registre o peso para monitorar o status gestacional por ganho de peso durante a gestação.
  4. Separar as fêmeas conectadas em gaiolas individuais e manter sob condições padrão de moradia, com acesso ad libitum a comida e água. Designe as fêmeas bloqueadas como embrionário dia 0,5 (E0,5). Registre a data do tampão para garantir o acompanhamento preciso da idade gestacional.

2. Preparação do ácido poliinosínico:policítilico (poli(I:C))

  1. Reconstitua a poli(I:C) liofilizada em uma solução de estoque de alta concentração (10-20 mg/mL) dissolvendo em soro fisiológico ou água estéril conforme as instruções do fabricante, resultando em uma solução transparente. Vendedor de discos, número do catálogo e número do lote do poly(I:C).
    NOTA: Poly(I:C) é um risco químico; manuseio de acordo com as diretrizes institucionais de biossegurança e descarte em recipientes adequados de resíduos de risco biológico usando EPI apropriado para minimizar a exposição.
  2. Vórtice e diluir ainda mais para uma solução de base de baixa concentração (4 mg/mL) em soro. Para evitar ciclos repetidos de congelamento-descongelamento, aliquota volumes de uso único de estoque de baixa concentração (~125 μL) em tubos de 1,5 mL e armazene a -20 °C ou -80 °C. Mantenha o poliuretano reconstituído (I:C) no gelo durante a preparação e manuseio para minimizar a degradação.
    NOTA: Para uma revisão abrangente sobre a variabilidade do poly(I:C), consulte Mueller et al. (2019)14.
  3. Imediatamente antes da injeção com E9.5, dilua o estoque de poli(I:C) de baixa concentração (4 mg/mL) até a concentração desejada de trabalho (2 mg/mL) em soro fisiológico estéril.
    NOTA: As doses típicas de injeção de poli(I:C) em camundongos variam entre ~5-20 mg/kg, mas a dose ideal deve ser determinada empiricamente por cada pesquisador.
  4. Aqueça o material de trabalho (2 mg/mL) a 65 °C por 10 minutos para garantir o recozimento adequado da estrutura de RNA de fita dupla.
  5. Misture por vortexing ou pipeteamento para garantir que a solução seja homogênea antes da injeção.

3. Injeção de poli(I:C)

  1. Na manhã do E9.5, pesa a barragem para confirmar a gravidez e use o peso para calcular o volume de injeção poli(I:C) para MIA e 0,9% do volume de injeção salina para controles (CON). Nos resultados descritos, uma dose de 10 mg/kg é obtida usando um volume de injeção igual a 5× do peso corporal do animal. Injeções com mais de 10 vezes o peso do animal devem ser evitadas.
    Peso corporal E9,5 = μL de poli(I:C) (a 2 mg/mL) ou 0,9% de soro fisiológico
    NOTA: Espera-se um ganho típico de peso de 2-3 gramas entre E0,5 e E9,5 para indicar uma gravidez viável.
  2. Extraia o volume apropriado de solução de trabalho poli(I:C) preparada (2 mg/mL) ou soro fisiológico em uma seringa estéril, calibre 27 ou menor.
  3. Segure adequadamente a barragem para garantir o mínimo de dor e sofrimento. Injete o poli(I:C) ou soro fisiológico intraperitonealmente (IP) no quadrante inferior esquerdo ou direito, logo acima do quadril ou no segundo conjunto de mamilos. Descarte corretamente as seringas em um recipiente específico para biossegurança. Registre o lado da injeção para manter a consistência entre as coortes.
  4. Imediatamente devolva a represa à sua gaiola de origem e monitore sinais de sofrimento. Suplemente com hidrogel por pelo menos 24 horas após a injeção para evitar desidratação causada por comportamentos de enjoo.
  5. Para garantir uma documentação detalhada, registre a dosagem de poli(I:C), μL de poli(I:C) injetada, data/hora da injeção, idade gestacional e número de lote do poli(I:C) utilizado (Tabela 1).

4. Coleta de sangue

  1. Três horas após a injeção, os camundongos foram observados individualmente por 1 minuto. A presença de qualquer um dos seguintes comportamentos, como redução da atividade, postura curvada, careta facial ou fezes líquidas, foi registrada em uma escala de três pontos (sem fenótipo, leve, proeminente), e camundongos que apresentavam um ou mais comportamentos foram classificados como apresentando comportamentos agudos de doença.
    NOTA: Nenhum comportamento de doença deve ser observado em barragens CON.
  2. Além disso, colete cuidadosamente o sangue materno das mães injetadas usando um método minimamente invasivo, como sangramento caudal, e retorne à gaiola de casa. Procure coletar aproximadamente 50 μL de sangue para quantificar citocinas inflamatórias.
    NOTA: Todos os materiais que contatem sangue devem ser considerados biohazardos e descartados utilizando EPI apropriado e de acordo com as diretrizes institucionais de biossegurança.
  3. Deixe o sangue coagular por 30 minutos em temperatura ambiente (20-25 °C). Centrifuge a 2.000 x g por 5 minutos em temperatura ambiente para separar o soro do coágulo. A camada superior e transparente representa o soro, enquanto a bola escura na parte inferior contém o coágulo. Colete cuidadosamente o soro sem perturbar ou aspirar nenhuma parte do coágulo. O soro pode ser armazenado a -20 °C até estar pronto para análise de citocinas a jusante.

5. Monitoramento de barragens injetadas

  1. Pese as barreiras diariamente por três dias após a injeção (E10,5, E11,5 e E12,5) para monitorar sua resposta ao poly(I:C). É comum observar perda de peso de até 1 g no dia seguinte à injeção de poly(I:C) (E10,5), seguida de uma recuperação gradual, com o peso normalmente excedendo o valor de base de E9,5 em E12,5.
    NOTA: Perda de peso acima de 1 g ou falha em recuperar peso até E12.5 geralmente é sinal de perda de ninhada.
  2. Para o restante da gestação, certifique-se de que as barragens tenham acesso contínuo a alimentos, água e materiais de nidificação. Além disso, limite o manuseio de animais ou o movimento das gaiolas, pois isso pode resultar em estresse adicional e contribuir para a diminuição da viabilidade da ninhada.
  3. No dia do parto esperado (E19,5), registrem os desfechos da ninhada, como tamanho da ninhada, viabilidade do filhote ou ausência de ninhada, indicando uma gravidez malsucedida. Remova prontamente quaisquer filhotes falecidos e descarte-os de acordo com as diretrizes institucionais de biossegurança e aprovadas pela IACUC para descarte de carcaças animais.
    NOTA: Os MIA podem ter ninhadas menores e podem apresentar complicações no parto, levando a um parto atrasado na E20.5.

6. Validação da resposta imune

  1. Utilizando o soro materno coletado após injeções de MIA e CON, quantifique-se citocinas inflamatórias, como IL-6 ou TNF-α, utilizando ensaios imunossorvedores ligados a enzimas (ELISA) ou ensaios multiplexados conforme as instruções do fabricante. As diluições típicas do soro são 1:100 para soro MIA e 1:25 para soro CON.
  2. Após a quantificação, use os resultados para estabelecer um limiar representativo para a resposta do MIA. O limiar de MIA é definido como uma resposta materna sérica de IL-6 maior que 1.000 pg/mL (aproximadamente 25% menor que a resposta média do grupo MIA), e quaisquer damas MIA com respostas abaixo desse limiar são excluídas do conjunto de dados como baixas ou não responder.
    NOTA: Barragens CON devem ter níveis muito baixos ou indetectáveis de citocinas; quaisquer damas CON com níveis de citocinas acima de 25% da média do grupo CON (ou seja, limiar de 250 pg/mL) devem ser excluídas.

7. Análise estatística

  1. Realize todas as análises estatísticas usando o software estatístico R. Considere a barragem como a unidade biológica em todas as análises. Defina significância estatística como p < 0,05. Os dados apresentam como diagramas de caixa representando a faixa mediana e interquartil (IQR; percentis 25-75), os bigodes se estendem até 1,5 × IQR, e os pontos representam a barragem individual.
  2. Avalie a normalidade usando o teste de Shapiro-Wilk para orientar a seleção de análises paramétricas ou não paramétricas. Realize comparações entre dois grupos independentes usando testes t de dois lados e não pareados (normais) ou testes de soma de ranks de Wilcoxon (não normais), conforme apropriado. Analise medições pareadas nos mesmos animais (ou seja, pesos) usando testes t pareados (normais) ou testes de Wilcoxon por sinal (não normais). Realize testes de uma amostra contra média zero ao avaliar o ganho relativo de peso entre os dias embrionários.
  3. Avalie a relação entre os níveis maternos de IL-6 sérico e TNF-α usando a correlação de classificação de Spearman. Use o teste exato de Fisher para comparar a proporção de ninhadas bem-sucedidas entre fornecedores e formulações poli(I:C). Consulte o resumo estatístico detalhado fornecido na Tabela Suplementar 1 e o código de análise no GitHub (https://hayes-lab.github.io/2026_Camfield_JoVE/).

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Resultados

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Após a administração de poli(I:C) ou soro fisiológico em E9,5, as citocinas séricas maternas foram avaliadas para avaliar a eficiência e robustez da indução de MIA (Figura 2). Barragens MIA apresentaram níveis significativamente aumentados de interleucina-6 (IL-6) em relação às barragens CON (Figura 2A). Além disso, a avaliação dos níveis de IL-6 permitiu a exclusão de barragens MIA que não atingiram o limite pré-definido de 1.0...

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Discussão

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Neste protocolo, estabelecemos pontos de verificação para aumentar a eficiência, robustez e reprodutibilidade do modelo de ativação imune materna (MIA) na fase gestacional precoce, focando nas respostas das citocinas maternas, trajetórias de peso e variáveis experimentais que influenciam os desfechos da gravidez. Nossos resultados demonstram que a MIA induz respostas imunes maternas variáveis, com a IL-6 servindo como um biomarcador confiável para identificar barreiras com ativação imune...

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Divulgações

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Os autores não têm conflitos de interesse a revelar.

Agradecimentos

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A pesquisa foi generosamente financiada por um K01 do NIH (K01AG087810), uma bolsa de iniciativa de gravidez Next Gen do Burroughs Wellcome Fund (1266845) e um prêmio piloto COBRE (P20GM134973). A Figura 1 foi criada com BioRender.com.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Animal weighing scaleKent ScientificSCL-4000Para pesagem de mcie
BD Lo-Dose U-100 Insulin syringes - 28GFisher Scientific14-826-79Para PIC, injeção intraperitoneal
C57BL/6J female miceThe Jackson Laboratory00066410-12 semanas de idade, fêmeas virgens
C57BL/6J male mice The Jackson Laboratory000664Macho reprodutor
C57BL/6NCrl female miceCharles River Laboratories02710-12 semanas de idade, fêmeas virgens
Centrifuge (24-place lab standard)Eppendorf5425 RCentrifugar sangue para coletar soro
Data documentation platform Airtable, Microsoft Excel, etc.Mantenha registros de dados importantes, como pesos, hora da injeção, etc. (Tabela 1)
Digital dry bath - One blockMedicus Health5277M1Use para aquecer PIC antes da injeção
Eppendorf tubes - 1.5 mLEppendorf30123611Use ao diluir PIC para concentrações de estoque e de trabalho
Fisherbrand gauze spongesFisher ScientificMSD-1400250Use para parar o sangramento da cauda após a coleta de sangue
Fisherbrand mall probe 6 in.Fisher Scientific13-820-026Use para verificação de obstrução
HydroGelClear H2070-01-5022Suplemento após injeções
Mouse IL-6 uncoated ELISA kitThermo Fisher Scientific88-7064-88Quantificar níveis de IL-6 no soro materno
Nalgene polypropylene Griffin low-form plastic beakersThermo Fisher Scientific1201-1000PKColoque os ratos no copo ao pesar
Poly(I:C) (LMW)Invivogentlrl-picwPIC (LMW) para injeção MIA
Polyinosinic–polycytidylic acid sodium saltSigmaP9582PIC (Sigma) para injeção MIA
Scalpel blades, #22, 10 packHome Science ToolsDE-SC22BLDUse para cortar a ponta da cauda para coleta de sangue
Sodium chloride 0.9% (Normal saline), USP, Sterile grade, Cytiva HycloneCytivaZ1376Injete para a geração de camundongos de controle
Tail snipping platformBraintree Scientific, Inc.IL-200Restrainha adequadamente os camundongos durante os sangramentos da cauda
Vortex-Genie 2Scientific Industries, Inc.SI-0236Vortex PIC após a diluição

Referências

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  1. Taylor, M. J., et al. Association of Genetic Risk Factors for Psychiatric Disorders and Traits of These Disorders in a Swedish Population Twin Sample. JAMA Psychiatry. 76, 280-289 (2019).
  2. Azidane, S., et al. Identification of novel driver risk genes in CNV loci associated with neurodevelopmental disorders. Hum. Genet. Genomics Adv. 5, (2024).
  3. Price, K. M., et al. Hypothesis-driven genome-wide association studies provide novel insights into genetics of reading disabilities. Transl. Psychiatry. 12, 495(2022).
  4. Ripke, S., et al. Genome-wide association analysis identifies 13 new risk loci for schizophrenia. Nat. Genet. 45, 1150-1159 (2013).
  5. Talkowski, M. E., et al. Sequencing chromosomal abnormalities reveals neurodevelopmental loci that confer risk across diagnostic boundaries. Cell. 149, 525-537 (2012).
  6. Sanders, S. J., et al. Insights into Autism Spectrum Disorder Genomic Architecture and Biology from 71 Risk Loci. Neuron. 87, 1215-1233 (2015).
  7. Han, V. X., et al. Maternal acute and chronic inflammation in pregnancy is associated with common neurodevelopmental disorders: a systematic review. Transl. Psychiatry. 11, 71(2021).
  8. Barr, C. E., Mednick, S. A., Munk-Jorgensen, P. Exposure to influenza epidemics during gestation and adult schizophrenia. A 40-year study. Arch. Gen. Psychiatry. 47, 869-874 (1990).
  9. Brown, A. S. Epidemiologic studies of exposure to prenatal infection and risk of schizophrenia and autism. Dev. Neurobiol. 72, 1272-1276 (2012).
  10. Meyer, U. Sources and Translational Relevance of Heterogeneity in Maternal Immune Activation Models. Curr. Top. Behav. Neurosci. 61, 71-91 (2023).
  11. Mueller, F. S., Polesel, M., Richetto, J., Meyer, U., Weber-Stadlbauer, U. Mouse models of maternal immune activation: Mind your caging system. Brain. Behav. Immun. 73, 643-660 (2018).
  12. Kentner, A. C., et al. Maternal immune activation: reporting guidelines to improve the rigor, reproducibility, and transparency of the model. Neuropsychopharmacology. 44, 245-258 (2019).
  13. Schaer, R., Mueller, F. S., Notter, T., Weber-Stadlbauer, U., Meyer, U. Intrauterine position effects in a mouse model of maternal immune activation. Brain. Behav. Immun. 120, 391-402 (2024).
  14. Mueller, F. S., et al. Influence of poly(I:C) variability on thermoregulation, immune responses and pregnancy outcomes in mouse models of maternal immune activation. Brain. Behav. Immun. 80, 406-418 (2019).
  15. Carloni, E., Ramos, A., Hayes, L. N. Developmental Stressors Induce Innate Immune Memory in Microglia and Contribute to Disease Risk. Int. J. Mol. Sci. 22, 13035(2021).
  16. Smolders, S., Notter, T., Smolders, S. M. T., Rigo, J. -M., Brône, B. Controversies and prospects about microglia in maternal immune activation models for neurodevelopmental disorders. Brain. Behav. Immun. 73, 51-65 (2018).
  17. Mueller, F. S., et al. neuroanatomical, and molecular correlates of resilience and susceptibility to maternal immune activation. Mol. Psychiatry. 26, 396-410 (2021).
  18. Meyer, U. Prenatal poly(i:C) exposure and other developmental immune activation models in rodent systems. Biol. Psychiatry. 75, 307-315 (2014).
  19. Guma, E., et al. Differential effects of early or late exposure to prenatal maternal immune activation on mouse embryonic neurodevelopment. Proc. Natl. Acad. Sci. 119, e2114545119(2022).
  20. Guma, E., et al. Early or Late Gestational Exposure to Maternal Immune Activation Alters Neurodevelopmental Trajectories in Mice: An Integrated Neuroimaging, Behavioral, and Transcriptional Study. Biol. Psychiatry. 90, 328-341 (2021).
  21. Smith, S. E. P., Li, J., Garbett, K., Mirnics, K., Patterson, P. H. Maternal Immune Activation Alters Fetal Brain Development through Interleukin-6. J. Neurosci. 27, 10695-10702 (2007).
  22. Haddad, F. L., Patel, S. V., Schmid, S. Maternal Immune Activation by Poly I:C as a preclinical Model for Neurodevelopmental Disorders: A focus on Autism and Schizophrenia. Neurosci. Biobehav. Rev. 113, 546-567 (2020).
  23. Gzielo, K., et al. The Effect of Maternal Immune Activation on Social Play-Induced Ultrasonic Vocalization in Rats. Brain Sci. 11, 344(2021).
  24. Tillmann, K. E., et al. Differential effects of purified low molecular weight Poly(I:C) in the maternal immune activation model depend on the laboratory environment. Transl. Psychiatry. 14, 300(2024).
  25. Lipina, T. V., Zai, C., Hlousek, D., Roder, J. C., Wong, A. H. C. Maternal immune activation during gestation interacts with Disc1 point mutation to exacerbate schizophrenia-related behaviors in mice. J. Neurosci. Off. J. Soc. Neurosci. 33, 7654-7666 (2013).
  26. Haddad, F. L., De Oliveira, C., Schmid, S. Investigating behavioral phenotypes related to autism spectrum disorder in a gene-environment interaction model of Cntnap2 deficiency and Poly I:C maternal immune activation. Front. Neurosci. 17, 1160243(2023).
  27. Möhrle, D., et al. Characterizing maternal isolation-induced ultrasonic vocalizations in a gene-environment interaction rat model for autism. Genes Brain Behav. 22, e12841(2023).
  28. Atanasova, E., et al. Immune activation during pregnancy exacerbates ASD-related alterations in Shank3-deficient mice. Mol. Autism. 14, 1(2023).
  29. Abazyan, B., et al. Prenatal Interaction of Mutant DISC1 and Immune Activation Produces Adult Psychopathology. Biol. Psychiatry. 68, 1172-1181 (2010).
  30. Capellán, R., et al. Interaction between maternal immune activation and peripubertal stress in rats: impact on cocaine addiction-like behaviour, morphofunctional brain parameters and striatal transcriptome. Transl. Psychiatry. 13, 84(2023).
  31. Zhao, Q., et al. Microglia-mediated neurogenesis is linked to cognitive deficits in a two-hit model of maternal immune activation and juvenile stress. Brain. Behav. Immun. 129, 649-661 (2025).
  32. Guma, E., et al. Investigating the "two-hit hypothesis": Effects of prenatal maternal immune activation and adolescent cannabis use on neurodevelopment in mice. Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry. 120, 110642(2023).
  33. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting Female Mice in Estrus and Checking Plugs. 2016, Cold Spring Harb. Protoc. (2016).
  34. Urakubo, A., Jarskog, L. F., Lieberman, J. A., Gilmore, J. H. Prenatal exposure to maternal infection alters cytokine expression in the placenta, amniotic fluid, and fetal brain. Schizophr. Res. 47, 27-36 (2001).
  35. Solek, C. M., Farooqi, N., Verly, M., Lim, T. K., Ruthazer, E. S. Maternal immune activation in neurodevelopmental disorders. Dev. Dyn. Off. Publ. Am. Assoc. Anat. 247, 588-619 (2018).
  36. Ozaki, K., et al. Maternal immune activation induces sustained changes in fetal microglia motility. Sci. Rep. 10, 21378(2020).
  37. Kim, S., et al. Maternal gut bacteria promote neurodevelopmental abnormalities in mouse offspring. Nature. 549, 528-532 (2017).
  38. Sal-Sarria, S., Conejo, N. M., González-Pardo, H. Maternal immune activation and its multifaceted effects on learning and memory in rodent offspring: A systematic review. Neurosci. Biobehav. Rev. 164, 105844(2024).
  39. Martín-Guerrero, S. M., et al. Maternal immune activation imprints translational dysregulation and differential MAP2 phosphorylation in descendant neural stem cells. Mol. Psychiatry. 30, 2994-3007 (2025).
  40. Yu, D., et al. Microglial GPR56 is the molecular target of maternal immune activation-induced parvalbumin-positive interneuron deficits. Sci. Adv. 8, eabm2545(2022).
  41. Hayes, L. N., et al. Prenatal immune stress blunts microglia reactivity, impairing neurocircuitry. Nature. 610, 327-334 (2022).

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