Artigo de investigação

Avaliação Comparativa In Vitro do Biofilme de Staphylococcus aureus em superfícies modificadas com ácido polilático impresso em 3D e polietileno-tereftalato glicol

DOI:

10.3791/70394

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3 de abril de 2026

 ,  ,  , 
1Laboratory of Emerging Infectious Diseases, School of Medicine, Pontifícia Universidade Católica do Paraná

Neste artigo

Resumo

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Este estudo avalia a formação de biofilme em ácido polilático (PLA) e polietileno-tereftalato glicol (PETG) impressos em 3D, utilizando modelos in vitro estáticos, semiestáticos e dinâmicos. A metodologia apoia o desenvolvimento de dispositivos médicos mais seguros e avança a pesquisa em biofilmes em biomateriais impressos em 3D.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A impressão tridimensional (3D) acelerou o desenvolvimento de dispositivos médicos personalizados, mas a formação de biofilmes em materiais impressos continua sendo uma grande ameaça à segurança e desempenho dos implantes. Como a química dos materiais e as características superficiais dependentes da impressão podem influenciar a fixação bacteriana e a tolerância a antibióticos, são necessárias abordagens padronizadas in vitro que permitam comparações significativas entre polímeros comumente usados para impressão 3D. Aqui, comparamos o desenvolvimento de biofilme em ácido polilático (PLA) e polietileno tereftalato glicol (PETG) usando um framework de avaliação in vitro multimodelo que captura aspectos complementares da biologia do biofilme, incluindo adesão precoce, maturação e tolerância antimicrobiana, sob condições estáticas e de fluxo. Biofilmes de S. aureus foram estabelecidos e avaliados usando endpoints quantitativos (carga bacteriana viável e concentração mínima de erradicação de biofilmes [MBEC]) e qualitativos (microscopia eletrônica de varredura). Tanto o PLA quanto o PETG apoiaram a formação de biofilmes em diferentes modelos; no entanto, o PLA tendia a apresentar maior adesão precoce e maior densidade de biofilmes. Em ensaios estáticos, o PLA demonstrou valores de CFU mais altos do que o PETG, enquanto os valores de MBEC de vancomicina foram semelhantes entre os materiais. Diferenças dependentes do ensaio no MBEC foram observadas entre as plataformas, ressaltando como a estrutura do modelo pode influenciar a suscetibilidade aparente a antimicrobianos. Sob fluxo dinâmico, a carga de biofilme aumentou em relação às condições estáticas, com diferenças mínimas dependentes do material. Coletivamente, esses resultados destacam a suscetibilidade de ambos os polímeros à formação de biofilmes e demonstram o valor de uma estrutura multimodelo para avaliar o comportamento do biofilme associado ao material e benchmarking do desempenho antimicrobiano em substratos relevantes para dispositivos impressos em 3D.

Introdução

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Avanços recentes na impressão 3D levaram à crescente adoção de dispositivos médicos impressos em 3D devido à sua relação custo-benefício, alta precisão, design estrutural complexo, utilização eficiente de materiais e design específico para cadapaciente. Esses avanços estão impulsionando progressos clínicos significativos no desenvolvimento de implantes ortopédicospersonalizados 3,4,5,6, craniofacial 7,8,odontológico 1,9 e espinhal10,11.

Diversas técnicas e materiais agora permitem controle preciso sobre os parâmetros de projeto, possibilitando otimizar as características da superfície e aprimorar a funcionalidade geral dodispositivo 2,12,13. A superfície do implante é de importância crítica, pois serve como a principal interface com o ambiente do hospedeiro e influencia as respostas imunológicas, a adesão bacteriana e a integração dos tecidos — fatores essenciais para o desempenho a longo prazo dodispositivo 14,15. No entanto, essa mesma interface também apresenta um grande desafio, pois infecções associadas a dispositivos médicos implantáveis podem levar a complicações graves e são frequentemente difíceis de tratar devido à capacidade dos patógenos de formar biofilmes aderidos àsuperfície 16,17,18,19.

Nesse contexto, o teste in vitro de modelos de biofilme em materiais destinados à fabricação de dispositivos médicos implantáveis representa uma etapa fundamental no processo de avaliação de risco e desenvolvimentode produtos 20. Esses ensaios permitem investigar a suscetibilidade do material à adesão microbiana, formação e maturação de biofilmes, bem como a avaliação da eficácia de estratégias antimicrobianas ou modificações de superfície voltadas para prevenir o crescimento microbiano.

Uma limitação adicional de muitos ensaios in vitro de biofilmes é que eles são frequentemente realizados em um único substrato padronizado (frequentemente um polímero ou um material genérico de laboratório), assumindo implicitamente que os resultados são transferíveis entre materiaisde dispositivo 21. Isso é problemático para dispositivos médicos impressos em 3D, onde a química dos polímeros e as características superficiais dependentes da fabricação podem variar substancialmente e influenciar diretamente a fixação bacteriana, a maturação do biofilme e a tolerânciaantimicrobiana 22. Consequentemente, avaliar o comportamento do biofilme nos polímeros reais usados na fabricação, em vez de extrapolar a partir de um único substrato de referência, aborda uma lacuna importante na prática atual de testes.

Como a superfície do implante é a interface chave com o hospedeiro, ela influencia fortemente a adesão bacteriana e a formação de biofilmes, que sustentam muitas infecções e falhas de tratamento associadas ao dispositivo. Hipotetizamos que polímeros impressos em 3D comumente usados diferem em sua capacidade de suportar o desenvolvimento de biofilmes de S. aureus e em sua suscetibilidade à erradicação de biofilmes mediada por vancomicina. Assim, realizamos uma avaliação qualitativa e quantitativa da formação de biofilmes em modelos de materiais impressos em 3D. No presente estudo, foi realizada uma avaliação qualitativa e quantitativa da formação de biofilmes em modelos de materiais impressos em 3D.

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Protocolo

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Todos os produtos químicos perigosos (por exemplo, glutaraldeído, tampão de cacodilato de sódio, hexametildisilazano [HMDS] e etanol) foram manuseados de acordo com as políticas institucionais de Saúde e Segurança Ambiental (EHS). A preparação e o uso de reagentes voláteis/tóxicos foram realizados em uma exaustão química certificada, com equipamentos de proteção individual apropriados (jaleco, proteção ocular e luvas resistentes a produtos químicos), e solventes inflamáveis foram mantidos longe das fontes de ignição. Resíduos químicos foram segregados e coletados em recipientes devidamente rotulados (incluindo resíduos dedicados contendo arsênico para cacodilato e resíduos solventes para HMDS/etanol) para descarte por meio do programa institucional de resíduos perigosos. Materiais bio-perigosos (culturas bacterianas, placas contaminadas e descartáveis) foram descontaminados de acordo com procedimentos de biossegurança (por exemplo, autoclav ou desinfetantes aprovados) antes do descarte, e qualquer esterilização com óxido de etileno foi realizada de acordo com protocolos certificados da instalação e práticas de aeração obrigatórias.

Modelos impressos em 3D
Os modelos foram projetados usando software gratuito de projeto assistido por computador e impressos usando uma impressora 3D equipada com tecnologia de modelagem por deposição fundida, com filamentos de 1,75 mm de diâmetro de ácido polilático (PLA) e polietilenoglicol tereftalato (PETG) (Tabela de materiais). Os parâmetros de impressão usados para fabricar as amostras foram os seguintes: velocidade de movimento do bico (0,4 mm) de 1800 mm/min; velocidade da primeira camada de 300 mm/min; temperatura de extrusão do bico de 220 °C (PLA) e 255 °C (PETG); temperatura do leito de 60 °C; altura da camada de 0,08 mm; largura de extrusão de 0,48 mm e; densidade de preenchimento de 100% para todas as amostras. Nenhuma das amostras exigiu o uso de estruturas de suporte. Modelos 3D consistiam em discos, placas de fundo plano, o dispositivo de biofilme Calgary (CBD) e o dispositivo Robbins modificado (MRD). Os discos foram projetados como um cilindro com 6 mm (diâmetro) x 6 mm (altura).

Para o CBD, foi criado um modelo (Tabela de materiais). O CBD consistia em duas partes: uma placa base, uma placa microtituladora padrão de 96 poços (formato ANSI/SLAS) e uma tampa (placa de pinos): uma tampa de polímero (PLA ou PETG) com 96 pinos cilíndricos de 2 mm (diâmetro) e 5 mm (altura). O MRD foi desenvolvido com pinos de 4 mm (diâmetro e altura) fixados em um modelo de rosca (Tabela de materiais). Após concluir o processo de impressão, os modelos eram cuidadosamente removidos da placa de construção, inspecionados visualmente para detectar quaisquer deformações e, posteriormente, esterilizados com óxido de etileno.

Modelo de disco de biofilme estático
Esse método foi usado para induzir a formação de biofilme em PLA usando os discos cilíndricos23 de 6 mm × 6 mm descritos anteriormente (Figura 1).

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Figura 1: Discos de PLA e PETG e uma placa de 24 poços para formação de biofilme nos modelos desses discos. (A) Discos representativos impressos em 3D de PLA e PETG antes da inoculação bacteriana e formação de biofilme. (B) Discos de PLA e PETG posicionados em uma placa de 24 poços durante a indução de biofilme sob condições de cultivo in vitro . Abreviações; PLA = ácido polilático; PETG = polietileno tereftalato glicol modificado. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

S. aureus foi armazenado a −80 °C em caldo de soja tríptico (TSB) suplementado com 15% de glicerol e, antes de cada experimento, foi cultivado em ágar sanguíneo e incubado por 24 horas a 37 °C. Uma colônia isolada foi ressuspensa em 10 mL de TSB suplementada com 50 mM de glicose, adicionada a um tubo cônico de 50 mL e incubada por 24 horas a 37 °C em um agitador orbital a 120 rpm. A cultura resultante foi centrifugada por 5 minutos a 200 x g, e o sobrenadante foi descartado. O pellet foi lavado três vezes com 10 mL de NaCl estéril 0,9%. Na etapa final de lavagem, o pellet foi ressuspenso em 10 mL de TSB fresco para obter uma suspensão bacteriana com turbidez equivalente ao padrão de McFarland de 0,5 (aproximadamente 1,5 × 108 CFU/mL), conforme determinado por nefelometria. A suspensão foi então diluída 1:10 em 10 mL de TSB em um tubo cônico de 15 mL para alcançar uma concentração bacteriana final de 10,7 CFU/mL. Para experimentos com discos, 2 mL da suspensão bacteriana anterior foram adicionados a cada poço de placas estéreis de 24 poços para cobrir cada grupo de discos (PLA e PETG) por 2 horas, permitindo a adesão celular. Os discos foram então transferidos assépticamente usando pinças estéreis para uma nova placa estéril de 24 poços contendo 2 mL de 0,9% de NaCl para remover células planctônicas. Novos 10 mL de TSB foram adicionados aos poços, e as placas foram incubadas a 37 °C por 24 horas. Durante essa etapa, células aderidas às superfícies do disco formaram um biofilme. Após a incubação, o meio de cultura foi aspirado e os discos foram lavados com 2 mL de 0,9% de NaCl para remover o meio residual e as células não aderentes. Uma placa de 24 poços foi preparada com 1 mL de solução de vancomicina em diluições seriadas (2–4.096 mg/L), e os discos foram submersos por 24 horas. Um grupo controle sem vancomicina (NaCl 0,9%) foi incluído. Após 24 horas, os discos foram lavados com 2 mL de NaCl 0,9%.

Para quantificar as bactérias aderidas aos discos, cada disco foi transferido usando pinças estériles para um microtubo contendo 1 mL de NaCl estéril 0,9% e sonicado em um banho ultrassônico por 15 minutos a 40 kHz e 37 °C para destacar as células aderidas. Os microtubos foram vórtizados por 60 s para garantir a completa desagregação dos aglomerados celulares. Aliquotas de 100 μL da amostra não diluída (10°) e diluções 10⁻2 e 10⁻4 em NaCl estéril de 0,9% foram placadas na TSA e incubadas por 24 horas a 37 °C. O crescimento bacteriano foi quantificado contando a UFC em uma placa e expresso como UFC/mL.

Placas de fundo plano de 24 poços para concentração mínima de erradicação de biofilme
Para experimentos em placas de 24 poços, 3 mL de suspensão bacteriana (preparada como descrito acima) foram adicionados a cada poço por 2 horas para permitir adesão celular adequada. Depois, a suspensão bacteriana foi aspirada e 3 mL de NaCl estéril 0,9% foram adicionados para remover as células planctônicas. Em seguida, foram adicionados 3 mL frescos de TSB, e as placas foram incubadas a 37 °C por 24 horas. Durante essa etapa, células aderidas às superfícies dos poços formaram um biofilme. Após a incubação, o TSB foi aspirado e os poços foram lavados com 3 mL de NaCl 0,9% para remover o meio residual e as células não aderentes. 3 mL de solução de vancomicina em diluições seriadas (2–4.096 mg/L) foram adicionados a cada poço. Um grupo controle sem vancomicina (NaCl 0,9%) foi incluído.

Após 24 horas, a solução foi retirada e cada poço foi lavado suavemente duas vezes com 3 mL de 0,9% de NaCl. Três mililitros de 0,9% de NaCl foram adicionados a cada poço, a placa foi tapada e selada com parafilme, e então sonicada em um banho ultrassônico por 15 minutos a 40 kHz e 37 °C para desprender o biofilme aderido. Aliquotas de 100 μL foram coletadas dos poços, e a amostra não diluída (10°) e as diluções 10⁻2 e 10⁻4 preparadas em NaCl estéril de 0,9% foram placadas na TSA e incubadas por 24 horas a 37 °C. O crescimento bacteriano foi então quantificado contando CFU/mL. Todos os experimentos foram realizados em triplicado. A concentração mínima de erradicação de biofilme (MBEC) foi definida como uma redução de pelo menos 3 log10 em comparação com o grupo controle (Figura 2).

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Figura 2: Placas impressas de 24 poços. (A)Placas de 24 poços impressas com PLA. (B)Placas de 24 poços impressas com PETG. Abreviações; PLA = ácido polilático; PETG = Polietileno tereftalato glicol. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

O dispositivo de biofilme de Calgary
O CBD consiste em uma placa microtituladora de 96 poços e uma tampa com 96 pinos, cada um projetado para encaixar exatamente em um poço quando a tampa é colocada na placa. Para induzir a formação de biofilme, cada poço de uma placa estéril de 96 poços era preenchido com 200 μL da suspensão bacteriana, e tampas estéreis dos pinos eram então colocadas sobre a placa. As placas montadas foram incubadas a 37 °C por 24 horas sob condições estáticas para permitir o desenvolvimento de biofilme nos pinos de madeira. Após a incubação, as tampas dos pins foram suavemente enxagueadas em uma placa de 96 poços contendo 200 μL de 0,9% de NaCl para remover células planctônicas. A placa com os pinos foi submersa em outra placa de 96 poços contendo vancomicina em concentrações progressivas (2–4.096 mg/L) e incubada a 37 °C por 24 horas em condições estáticas.

A placa com pinos foi enxaguada em uma placa de 96 poços contendo 200 μL de 0,9% de NaCl, e os pinos foram cuidadosamente estampados em uma placa TSA de 15 cm e incubados a 37 °C por 24 horas. Foi observado crescimento bacteriano, e MBEC foi definida como a menor concentração em que não ocorreu crescimento. Todos os experimentos foram realizados em triplicado (Figura 3).

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Figura 3: Dispositivo Calgary e placas de fundo plano de 96 poços impressas com PLA e PETG. (A) Dispositivo Calgary impresso com PLA. (B)Placas de fundo plano de 96 poços impressas com PLA. (C) Dispositivo Calgary impresso com PETG. (D) Placas de fundo plano de 96 poços impressas com PETG. Abreviações; PLA = ácido polilático; PETG = polietileno-tereftalato glicol. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Um sistema dinâmico sob condições contínuas de fluxo
Cada MRD contém cinco pinos individuais fixos em um modelo de rosca e dispostos linearmente ao longo de um canal com seção transversal retangular. O sistema dinâmico consistia em um frasco contendo 1 L de solução com o antibiótico a ser testado conectado a uma bomba peristáltica por meio de um tubo de silicone acoplado ao MRD. A montagem era feita em um gabinete laminar de fluxo de ar para evitar contaminação. A vazão média era mantida em 1 mL/min e circulava pelo sistema por 24 horas. O fluido que passa pelo MRD é descartado em outro frasco de vidro (sem recirculação).

Biofilmes de S. aureus foram induzidos nos pinos de um MRD, caindo os pinos em placas de 24 poços com TSB com 3 mL a uma concentração de 107 CFU/mL. Os pinos foram suavemente enxaguados por imersão em uma placa de 24 poços preenchida com 3 mL de solução de NaCl 0,9%. Os pinos foram cuidadosamente parafusados no MRD (n = 5). A solução de Vancomicina (40 mg/L) diluída em 0,9% de NaCl foi infundida através do MDR usando a bomba conforme descrito acima por 24 horas. Um grupo controle sem antibióticos (0,9% de NaCl) foi incluído. Essa concentração foi escolhida com base na concentração sérica obtida durante altas doses de vancomicina intravenosa, conforme descritoanteriormente 24. Os pinos foram removidos assépticamente do MRD usando pinças estéreis, colocados em microtubos contendo 1 mL de NaCl estéril 0,9% após lavagem com 0,9% de NaCl, e sonicados em um banho ultrassônico por 15 minutos a 40 kHz e 37 °C para garantir o descolamento completo do biofilme. Os microtubos foram em vórtices por 60 segundos, e o procedimento foi repetido três vezes para interromper agregados residuais de biofilme. Aliquotas de 100 μL foram placadas na TSA, e as placas foram incubadas por 24 horas a 37 °C. O crescimento bacteriano foi quantificado e expresso como CFU/mL (Figura 4).

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Figura 4: Dispositivo Robbins modificado com PETG e PLA e uma foto do sistema dinâmico. (A) dispositivo Robbins modificado impresso com PETG ou PLA. (B) Foto do sistema dinâmico. Abreviações; PLA = ácido polilático; PETG = polietileno-tereftalato glicol. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Microscopia eletrônica de varredura
Para visualizar a morfologia e a estrutura dos biofilmes, foi realizada microscopia eletrônica de varredura (MEV) nos discos. O biofilme foi induzido em discos conforme descrito nos protocolos. Os discos foram cuidadosamente removidos da placa usando pinças estéreis e fixados com uma solução (0,68 g de sacarose, 0,42 g de cacodilato de sódio, 0,6 mL 30% de glutaraldeído), com 19,4 mL de água desionizada, por 45 min. Posteriormente, as amostras foram transferidas para uma solução tampão (0,68 g de sacarose e 0,42 g de cacodinato de sódio) por 10 minutos. As amostras foram então desidratadas em uma série graduada de etanol (35%, 50%, 70% e 100%) por 10 minutos cada. Depois, as amostras foram transferidas para outra placa de Petri e cobertas com 100% hexametil disilazano por 10 minutos. Por fim, os discos eram revestidos com ouro por sputter usando uma bomba rotativa e montados em um toco metálico para observação sob diferentes ampliações em um microscópio eletrônico de varredura (Figura 5).

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Figura 5: Microscopia eletrônica de varredura de modelos impressos em 3D com PLA e PETG com e sem indução de biofilme. (A) Fotografia de microscopia eletrônica de varredura de PLA sem biofilme. (B) Fotografia de microscopia eletrônica de varredura do PETG sem biofilme. (C) Fotografia de microscopia eletrônica de varredura de bactérias formadoras de biofilme em discos de PLA. (D) Fotografia de microscopia eletrônica de varredura de bactérias formadoras de biofilme em discos de PETG. C e D apresentam características típicas dos biofilmes: organização bacteriana em uma estrutura 3D, adesão às superfícies e presença de uma matriz extracelular. A barra de balança branca representa 10 μm. Abreviações; PLA = ácido polilático; PETG = Polietileno Tereftalato de Glicol. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Análise estatística
Algumas análises foram descritivas. Para dados quantitativos, o tamanho da amostra justificou o uso da mediana com a faixa interquartil, com o teste de Mann-Whitney para comparação estatística. Um valor-p < 0,05 foi considerado estatisticamente significativo.

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Resultados

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Modelo de disco de biofilme estático
Este ensaio é usado para determinar o MBEC em amostras individuais. Diluições progressivas em duas fases de vancomicina demonstraram formação basal de biofilme de 7,48 × 105 CFU/mL [IQR 6,34–8,72] para PLA e 3,60 × 105 CFU/mL [IQR 3,08–5,52] para PETG. Embora ambos os materiais tenham apresentado densidades de biofilme dentro da faixa de 10a 5 , uma diferença estatisticamente significativa na produç...

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Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudo propõe uma avaliação abrangente invitro da formação de biofilme em polímeros de grau médico impressos em 3D, especificamente PLA e PETG, utilizando quatro plataformas experimentais complementares: ensaios estáticos de disco, modelos de placas de 24 poços, o CBD e um sistema de fluxo dinâmico baseado em um MRD. Ao integrar esses modelos, o estudo visa caracterizar como materiais de impressão distintos se comportam quando expostos à indução de biofilme por S. aureu...

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Divulgações

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Autores não têm conflitos de interesse. O ChatGPT era usado para revisão gramatical.

Agradecimentos

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Gostaríamos de agradecer a Renee Fleeman pelo convite.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
0,9% NaClFresenius Kabi Brasil, Ceara, Brasil17811
Impressora 3D com tecnologia de Modelagem por Deposição Fundida (Bambu X1-Carbon) & nbsp;Bambu Lab, Shenzhen, ChinaPF001-P
Ágar de sangueNewProv, Paraná, BrasilPA31
Dispositivo de Calgary para biofilme para downloadSem companhiaVeja o link (sem números de catálogo)https://www.printables.com/model/1464751-calgary-model-biofilm
Placa multipoço de cultura celular, 24 poçosGreiner Bio-One, Kremsmü nster & Ouml; Sterreich, Áustria & nbsp;662160
Centrífuga (5910 Ri)Eppendorf, Hamburgo, Alemanha5943000511
Tubo centrífugo estéril 15 mLCorning, Missouri, EUA430790
Tubo centrífugo estéril 50 mLCorning, Missouri, EUA430291
Controlador de Pipeta Eletrônica (Easypet® 3)Eppendorf, Hamburgo, Alemanha4430000018
Etanol (≥ 99,5%, reagente ACS)Sigma-Aldrich, Missouri, EUA459844
GlutaraldeídoMerck, Darmstadt, Alemanha8143931000
HexametildisilazanoMerck, Darmstadt, Alemanha440191
Incubadora (502/4-C)Fanem, Sã o Paulo, Brasil502007700
Gabinete de fluxo de ar laminar (BioSEG 9)Veco, Sã o Paulo, Brasil1EAC3770
Pipeta mecânica (Referência Eppendorf & reg. 2)Eppendorf, Hamburgo, Alemanha4924000061
Dispositivo Robbins Modificado para downloadSem companhiaVeja o link (sem números de catálogo)https://www.printables.com/model/1481700-robbins-device-modified
Nephelômetro  Alfakit, Florian & oacute; polis, Brasil7718
Agitador orbital (INNOVA 44R)Eppendorf, Hamburgo, AlemanhaM1282-0314
Parafilm MAmcor, Illinois, EUAPM-996
Bomba peristáltica (Minipuls® 3)Gilson, Villiers-le-Bel, FrançaF117604
Placa de Petri (90 x 15 mm)Greiner Bio-One, Sã o Paulo, Brasil630164
Ponta da pipeta 1– 200μ LCorning, Missouri, EUACLS4142
Polietilenoglicol tereftalato (PETG)Creality, China44759
Ácido polilático (PLA) Ultrafuse® PLA PRO1BASF, Maarssen, HolandaPR1-7501A075
Bomba rotativa (Q150R ES Plus)Quorum Technologies, Lewes, Reino Unido13034
Microscópio eletrônico de varredura (Vega3 LMU)Tescan, Brno, República TchecaVeja o link (sem números de catálogo)https://tescan.com/product-portfolio
Pipeta sorológica 10 mLCorning, Missouri, EUACLS4488
Cacodilato de sódioSigma-Aldrich, Missouri, EUAC0250
Staphylococcus aureus ATCC® Cepa 25923Laborclin, Pinhais, Brasil660674
SacaroseSigma-Aldrich, Missouri, EUA59378
O download de fundo plano de 24 poçosSem companhiaVeja o link (sem números de catálogo)www.printables.com/model/104339-24-well-plates 
Agar de soja trippta Kasvi, Madri, EspanhaK25-1068
Caldo de soja tríptico  Sigma-Aldrich, Missouri, EUA22092
Freezer Ultra Baixo (IULT 335 D)Indrel, Paraná, Brasil12038
Banho ultrassônico (Soniclean 15)Sanders Medical, Minas Gerais, BrasilVeja o link (sem números de catálogo)https://sandersdobrasil.com.br/produto/lavadora-ultrassonica-soniclean-15d/
VancomicinaABL, Sã o Paulo, Brasil15,56,20,041
Vórtice (FLEXVORTEX)Loccus, Sã o Paulo, Brasil4500

Referências

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